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Artículo de método

Transección del ligamento cruzado anterior y lavado de líquido sinovial en un modelo de roedor para estudiar la inflamación articular y la osteoartritis postraumática

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DOI:

10.3791/68713

⸱

2 de septiembre de 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

En este documento, describimos un método quirúrgico para seccionar el ligamento cruzado anterior (LCA) como un modelo confiable para inducir osteoartritis de rodilla en roedores y metodologías para recolectar líquido sinovial de rodilla, medir el edema de rodilla y evaluar la gravedad de la osteoartritis.

Resumen

La osteoartritis (OA) es una enfermedad articular caracterizada por dolor crónico y actualmente no tiene cura. Un subconjunto de OA, la osteoartritis postraumática (PTOA), puede ocurrir después de una lesión articular. La rodilla es una de las articulaciones más afectadas, y entre las lesiones de rodilla, las lesiones del LCA se encuentran entre las más comunes. La artrosis sintomática, que se acompaña de cambios en la articulación, como la degradación del cartílago y la formación de osteofitos, puede desarrollarse años después de la lesión inicial, pero los primeros cambios articulares se pueden detectar poco después. La inflamación se considera uno de los factores que contribuyen al desarrollo de la PTOA, y los mediadores proinflamatorios producidos en respuesta a una lesión pueden catalizar el desarrollo de la PTOA. En modelos animales, la lesión quirúrgica de estructuras en la rodilla es un método ampliamente utilizado de inducción de OA, y una técnica quirúrgica común es una transección del LCA (ACLT). El propósito de este estudio es describir nuestra técnica ACLT para la inducción de OA, así como métodos para monitorear la inflamación articular y cuantificar la gravedad de la OA. Para evaluar la inflamación después de la cirugía, describimos una técnica para medir el edema de rodilla, así como una técnica para recolectar y analizar el líquido sinovial de la rodilla. Para evaluar los cambios articulares a largo plazo asociados con la OA, presentamos un sistema de puntuación semicuantitativo que desarrollamos para evaluar la gravedad de la OA a través de imágenes de microCT.

Introducción

El ligamento cruzado anterior (LCA) es una estructura crítica en la articulación de la rodilla, que proporciona estabilidad y evita el movimiento excesivo hacia adelante de la tibia en relación con el fémur1. Las lesiones del LCA se encuentran entre las lesiones de rodilla más comunes, particularmente en deportes que involucran paradas repentinas, saltos o cambios de dirección2. Estas lesiones pueden variar desde desgarros parciales hasta rupturas completas y, a menudo, requieren intervención quirúrgica para una recuperación óptima3. Sin embargo, incluso después del tratamiento quirúrgico, las lesiones del LCA a menudo conducen a cambios articulares a largo plazo, incluido el desgaste condral, la formación de osteofitos y las alteraciones estructurales del hueso subcondral. Estos cambios contribuyen colectivamente a la degeneración articular, comúnmente conocida como osteoartritis postraumática (PTOA)4,5.

Si bien la progresión de la lesión inicial del LCA a la PTOA sintomática puede abarcar desde 2 años hasta 20 años después de la lesión, los cambios tempranos en las articulaciones se pueden detectar en solo unas pocas semanas 6,7,8,9. Una característica clave de estos cambios tempranos es la presencia elevada de citocinas inflamatorias (p. ej., interleucina (IL)-1, IL-6, factor de necrosis tumoral [TNF]) y marcadores de ruptura de la matriz extracelular (p. ej., metaloproteinasas [MMP] y CTX-II). Las evaluaciones del líquido sinovial de estos marcadores de inflamación y degradación proporcionan información crucial sobre las fases agudas y crónicas de la patología articular. Por ejemplo, los niveles de IL-1 e IL-6 alcanzan su punto máximo en el líquido sinovial de la articulación lesionada dentro del primer mes después de la lesión. Aunque estos niveles disminuyen con el tiempo, rara vez vuelven al nivel normal de referencia, incluso años después del tratamiento 10,11,12. Esta respuesta proinflamatoria inicial desencadena una cascada de daño articular, que incluye inflamación sinovial, degradación del cartílago y alteraciones biomecánicas, perpetuando la degradación del tejido y acelerando la degeneración articular13. Además, la inflamación aguda después de una lesión del LCA a menudo resulta en derrame articular y edema de rodilla, ejemplificado por la hinchazón y la acumulación de líquido dentro de la articulación14.

Para replicar la lesión del LCA e investigar la progresión de la PTOA, el modelo de transección del LCA inducida quirúrgicamente (ACLT) en ratones se usa ampliamente15,16. Este modelo implica cortar el LCA para simular una lesión y evaluar las consecuencias biológicas y mecánicas resultantes. El modelo ACLT es una herramienta valiosa para estudiar la respuesta inflamatoria, la degradación del cartílago y las alteraciones biomecánicas posteriores a la lesión, lo que permite comprender los mecanismos moleculares y celulares que impulsan la PTOA. Además, permite evaluar estrategias terapéuticas destinadas a mitigar la degeneración articular y preservar la función. En humanos, el análisis del líquido sinovial se usa ampliamente para monitorear la inflamación y la degradación del cartílago a lo largo del tiempo, ya que la obtención de líquido sinovial es relativamente sencilla17,18. Sin embargo, en ratones, recolectar líquido sinovial después de modelos de lesión es un desafío. En este manuscrito, describimos nuestra técnica quirúrgica para ACLT y un método de lavado de rodilla para la recolección de líquido sinovial para evaluar marcadores inflamatorios y degradativos. También presentamos un método para medir el tamaño de la rodilla para cuantificar el edema después de una lesión articular. Además, describimos nuestro método de evaluación de microCT para calificar la gravedad de la PTOA después de ACLT. Estos enfoques proporcionan herramientas complementarias para evaluar los efectos agudos y crónicos de la lesión del LCA en un entorno preclínico.

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Protocolo

Todos los estudios en animales se realizaron de acuerdo con las Pautas para el cuidado y uso de animales de laboratorio y fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales del Brigham and Women's Hospital.

1. Preparación de animales

NOTA: La elección del sexo del ratón debe alinearse con los objetivos del estudio, ya que aunque ACLT induce de manera confiable la PTOA en ambos sexos, la gravedad y la progresión pueden diferir.

  1. Preparación de la anestesia: Prepare la solución anestésica de ketamina-xilacina (KX) con anticipación.
    NOTA: También se puede usar anestesia inhalante (isoflurano al 2%).
  2. Controles quirúrgicos: use un grupo separado operado de forma simulada y de la misma edad como control quirúrgico.
    NOTA: La rodilla contralateral no debe servir como control simulado, ya que esto puede plantear problemas de bienestar animal. Sin embargo, se puede utilizar como un control sano y sin lesiones para establecer las condiciones articulares basales en análisis pareados.
  3. Selección de la edad del animal: use ratones de 8 semanas para reflejar la edad típica a la que ocurren con mayor frecuencia los desgarros del LCA. Sin embargo, cualquier ratón esqueléticamente maduro puede someterse a este procedimiento.

2. Cuidados preoperatorios

NOTA: Si los ratones son transportados desde una instalación diferente, espere al menos 1 semana para que se aclimaten a su nuevo entorno antes de realizar la cirugía.

  1. Asegúrese de que la cirugía se realice de manera aséptica, con todas las superficies esterilizadas (p. ej., usando paños estériles para cubrir las áreas quirúrgicas) y asegúrese de usar instrumentos estériles y equipo de protección personal (EPP) quirúrgico adecuado.
  2. Induzca la anestesia administrando una inyección intraperitoneal de ketamina (100 mg / kg) y xilacina (10 mg / kg).
  3. Una vez anestesiado, aplicar lubricante ocular y afeitar el pelaje por encima de la rodilla a operar, cubriendo los lados frontal y lateral desde la mitad de la espinilla hasta la mitad del muslo con una pequeña cortadora de pelo.
    NOTA: La selección de la rodilla de las extremidades posteriores queda a discreción del investigador, en función de la facilidad de la cirugía
  4. Asegúrese de que el mouse esté completamente anestesiado y no responda al reflejo de pellizco del dedo del pie.
  5. Desinfecte la piel expuesta aplicando un limpiador antibacteriano para la piel (por ejemplo, betadine y alcohol al 70%).
  6. Administre un analgésico opioide (p. ej., 0,05 mg/kg de buprenorfina) por vía subcutánea para la analgesia preventiva.
    NOTA: El analgésico debe ser una fórmula de liberación prolongada para proporcionar un efecto analgésico durante 72 h después de la cirugía o debe administrarse regularmente durante este período de tiempo para mitigar el dolor durante la recuperación.
  7. Administre un AINE (p. ej., 5 mg/kg de meloxicam) según lo recomendado, a menos que la administración de AINE interfiera con el resultado de interés.
  8. Coloque el ratón sobre su lado dorsal debajo de un microscopio de disección. Asegúrese de que la rodilla que se va a operar esté orientada hacia arriba y dentro del campo de visión del microscopio.
  9. Cubra el ratón con un paño estéril, dejando una pequeña abertura en forma de ojo de cerradura.
  10. Coloque la pierna a operar con la rodilla flexionada a aproximadamente 90° con la rótula hacia arriba. Use una cinta quirúrgica para mantener la rodilla en una posición flexionada.

3. Transección del ligamento cruzado anterior

  1. Ajuste el microscopio para enfocar la rótula.
  2. Con fórceps, pellizque la piel sobre la rótula y haga una pequeña incisión longitudinal en la línea media sobre la rodilla con unas tijeras quirúrgicas. Extienda la incisión a aproximadamente 1 cm y retraiga la piel para exponer el tendón rotuliano (Figura 1A).
  3. Flexiona la rodilla a unos 120°. Utilizar la mano no dominante para mantener la flexión de la rodilla y mantener los bordes de la piel retraídos, facilitando la visualización del tendón rotuliano (Figura 1B).
  4. Identifique el borde medial del tendón rotuliano y haga una incisión con una cuchilla No. 11 a lo largo de este margen, que se extienda desde su punto medio hasta el polo superior de la rótula para abrir la cápsula articular (Figuras 1C-E).
    NOTA: Si se produce sangrado, aplique una presión suave con un hisopo de algodón estéril durante 5-10 s para controlar la hemostasia.
  5. Con unas pinzas de punta roma, agarre suavemente el tendón rotuliano, levantándolo ligeramente hacia arriba y desplazándolo lateralmente para dislocar la rótula y exponer completamente la articulación de la rodilla (Figura 1F).
  6. En esta etapa, la almohadilla de grasa infrapatelar (IFP) será visible (Figura 2A). Con pinzas de punta roma, mueva suavemente la porción medial del IFP para exponer el LCA mientras preserva la integridad del IFP (Figura 2B).
    NOTA: Se evita la eliminación completa de la IFP, ya que desempeña un papel en la producción de marcadores inflamatorios. Dado que este modelo se centra en estudiar la respuesta inflamatoria después de una lesión que conduce a la PTOA, se prefiere conservar la IFP. Si se produce sangrado, aplique una presión suave con un hisopo de algodón estéril durante 5-10 s para controlar la hemostasia.
  7. Mientras mantiene la rodilla en una flexión de 120 °, identifique el LCA, que se extiende desde la superficie interna del cóndilo femoral lateral hasta el centro de la meseta tibial (Figura 2C, D).
  8. Con unas tijeras microquirúrgicas, seccione cuidadosamente el LCA bajo visualización al microscopio, asegurándose de que el cartílago, el menisco y otros ligamentos circundantes permanezcan intactos (Figura 2E). El modelo ACLT está completo en esta etapa. En algunos casos, se pueden visualizar los restos del LCA seccionado (Figura 2F).
  9. Confirme la transección del LCA realizando una prueba de cajón anteroposterior. Flexione la rodilla a aproximadamente 90 °, estabilice la tibia proximal con los dedos y use fórceps de punta roma para aplicar suavemente una fuerza posterior al fémur distal. La traslación posterior del fémur distal confirma un ACLT exitoso (Figura 3).
  10. Reposicione la rótula y el tendón rotuliano a su posición anatómica levantando ligeramente y desplazándose medialmente (Figura 4A, B). Cierre la cápsula articular con una sola puntada usando suturas absorbibles 6-0, asegurando el músculo que rodea la rótula al tejido muscular medial adyacente. Luego, cierre la piel con 2-3 puntos usando suturas absorbibles 6-0 (Figura 4C).
  11. Para la cirugía simulada, realice el mismo procedimiento, pero sin cortar el LCA. Abra la cápsula articular y disloque la rótula y la PFI como se describe. Visualice el LCA sin seccionarlo, luego reemplace la rótula y el IFP, y cierre la cápsula articular y la piel.

4. Cuidados postoperatorios

  1. Después de la cirugía, coloque el ratón sobre una almohadilla térmica y deje que se recupere de la anestesia hasta que esté completamente consciente.
  2. Una vez que el ratón esté completamente ambulatorio, transfiéralo a una jaula limpia con ropa de cama fresca para su recuperación.
  3. Durante las primeras 72 h después de la cirugía, controle de cerca al ratón para detectar signos de dolor o angustia, que incluyen: cambios en el peso corporal (generalmente no más de una disminución del 5%), aseo reducido o aseo excesivo alrededor del sitio de la incisión, signos de deterioro general de la salud (como postura encorvada, muecas faciales o respiración anormal) e infección de la herida (incluida la hinchazón, secreción o dehiscencia de la herida). Si se utiliza meloxicam, administrarlo cada 24 h durante 48 h.
  4. Después de las 72 h iniciales después de la cirugía, mantenga el ratón como de costumbre hasta el punto final de interés según el diseño del estudio.

5. Evaluación del tamaño de la rodilla (edema)

  1. Evalúe el edema de rodilla midiendo el ancho mediolateral de la rodilla con un calibrador Vernier (se recomienda un calibrador digital con una rueda de pulgar de ajuste fino para mediciones precisas y controladas). Mida un animal vivo o post-mortem. Cierre la pinza gradualmente hasta que entre en contacto suavemente con los bordes medial y lateral de la rodilla.
    NOTA: Si bien la pinza debe estar ajustada, se debe tener cuidado para evitar aplicar una presión excesiva, ya que esto podría comprimir la rodilla y reducir artificialmente el ancho medido, lo que llevaría a resultados inexactos. El objetivo es mantener la pinza correctamente ajustada sin comprimir visiblemente la rodilla. El estiramiento debe detenerse una vez que comiencen los ajustes adicionales para disminuir la medida del tamaño de la rodilla (Figura 5).
  2. Coloque al animal anestesiado o sacrificado dorsalmente sobre una superficie plana, asegurándose de que la rodilla esté hacia arriba. Flexiona la rodilla a aproximadamente 90° y mantén esta posición. Para mantener la rodilla en flexión, asegure la pierna con cinta quirúrgica o, si realiza después de la eutanasia, con un alfiler de disección. Mida el ancho de la rodilla con la pinza como se describe.
  3. Alternativamente, si no se prefiere la anestesia, tome medidas con varias personas para que una persona pueda sujetar suavemente al animal mientras la otra obtiene medidas del ancho de la rodilla.
  4. Para garantizar la confiabilidad, mida cada rodilla al menos dos veces. Aplique la misma técnica tanto en las rodillas lesionadas como en las contralaterales (no lesionadas). Informe los datos como la diferencia entre las dos rodillas (tamaño delta de la rodilla), no como valores absolutos, lo que reduce la variabilidad debido a la técnica de medición y las variaciones en el tamaño individual del ratón.

6. Recolección de líquido sinovial (lavado de la articulación de la rodilla)

  1. Eutanasia al animal utilizando un método aprobado, siguiendo las regulaciones nacionales de licencias, las pautas locales y los protocolos experimentales. En este estudio, la eutanasia se realizó mediante asfixia por CO2 seguida de luxación cervical.
  2. Exponga la articulación de la rodilla haciendo una incisión longitudinal anterior sobre la rodilla, diseccionando a través de la piel y los tejidos subyacentes para exponer completamente el tendón rotuliano y la rótula.
  3. Con una cuchilla No. 11, abra la cápsula articular a lo largo del lado medial del ligamento rotuliano que se extiende desde su punto medio hasta el borde superior de la rótula (Figura 6A, B).
  4. Desplace la rótula moviéndola suavemente lateralmente para acceder al espacio articular, teniendo cuidado de no dañar las estructuras circundantes.
  5. Flexione la rodilla a aproximadamente 120 ° para asegurarse de que la cavidad articular esté bien posicionada para el lavado y facilitar la recolección de líquido sinovial (Figura 6C).
  6. Llene previamente un tubo con 100 μL de solución salina tamponada con fosfato (PBS) a temperatura ambiente.
  7. Con una pipeta P10, realice lavados de rodilla en serie con 2,5 μl de PBS a temperatura ambiente (Figura 6D-F) y agréguelo al tubo prellenado, para un total de 8 repeticiones. El volumen acumulado de líquido de lavado de rodilla debe alcanzar los 120 μL.
  8. Centrifugar el líquido de lavado de rodilla a 4 °C durante 5 min a 240 g para separar los componentes celulares del sobrenadante.
    NOTA: Los componentes celulares se pueden utilizar para el recuento celular, el análisis de CytoSpin o la citometría de flujo. Para el análisis de citometría de flujo, puede ser necesario agrupar muestras de varios animales para obtener suficientes células para un análisis preciso.
  9. Almacene el sobrenadante a -80 °C para futuros análisis.
    NOTA: En este estudio, el sobrenadante se utilizó para el análisis múltiple de citoquinas proinflamatorias y metaloproteasas de matriz (MMP).

7. Análisis de microCT (gravedad de la toma de fuerza en el fémur distal)

  1. Preparación de la muestra: Después de recolectar el líquido sinovial, recolecte las articulaciones tibiofemorales diseccionando cuidadosamente el fémur distal y la tibia proximal, asegurando que se preserve la integridad de la articulación.
    NOTA: Elimine el exceso de tejido muscular que rodea la rodilla, pero tenga cuidado para preservar la integridad de la estructura ósea. Preservar el tejido sinovial si la sinovitis se analiza mediante histología; cosechar de forma independiente si los marcadores proinflamatorios se evalúan mediante qPCR.
  2. Fijar las muestras en paraformaldehído (PFA) al 4% a 4 °C durante 5 días. Transfiéralos a etanol al 70% y guárdelos a 4 °C.
  3. Realice escaneos de microCT de alta resolución utilizando los siguientes parámetros: tamaño de vóxel isotrópico de 7 μm, voltaje del tubo de rayos X de 55 kVp, corriente de 0,145 mA, tiempo de integración de 600 ms por proyección.
  4. Después del escaneo, exporte los datos de microCT como archivos DICOM para su posterior análisis.
  5. Cargue archivos DICOM en un software de procesamiento de imágenes para visualización, reconstrucción 3D y análisis.
  6. Utilice la herramienta de reconstrucción 3D para evaluar todas las regiones de la rodilla y, en la vista sagital del fémur distal, identifique cuatro regiones de interés (ROI) de posterior a anterior para la puntuación (Figura 9)19 El valle posterior del cartílago de crecimiento, el aspecto posterior del pico del cartílago de crecimiento, el aspecto anterior del pico del cartílago de crecimiento, y el valle anterior de la placa de crecimiento.
  7. Una vez que se identifica un ROI, seleccione una imagen correspondiente en la vista coronal. Repita para cada ROI para un total de cuatro imágenes para cada articulación tibiofemoral.
  8. Guarde las imágenes como archivos ciegos para un análisis imparcial.
  9. Gravedad de la PTOA de grado en las imágenes de microCT coronal como se informó anteriormente19. Brevemente, este sistema de puntuación semicuantitativo evalúa la asimetría femoral, la presencia y el tamaño de los osteofitos y el aplanamiento del cóndilo femoral en cuatro ubicaciones anatómicas. Luego, califique cada sitio en una escala de 0 a 6, siendo 6 el más grave, para una puntuación total posible de 24. Haga que al menos dos examinadores independientes y ciegos califiquen el sitio y promedien los puntajes para el puntaje final.
    NOTA: Dos examinadores independientes deben evaluar las imágenes de microCT, y los examinadores deben estar cegados a las condiciones experimentales para reducir el sesgo. El puntaje final de PTOA se determina promediando los puntajes de ambos examinadores.

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Resultados

El procedimiento ACLT es un método quirúrgico eficaz y reproducible para inducir la osteoartritis en la rodilla de roedores. Después de que el procedimiento ACLT se realizó en condiciones estériles, los ratones no mostraron signos de angustia o infección en el sitio de la incisión y se movieron libremente sin signos de cojera en la extremidad operada.

Se midió el tamaño de la rodilla para monitorear el edema de rodilla después del ACLT (Figura 7A). Para controlar ...

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Discusión

Esta descripción de la técnica proporciona un método quirúrgico detallado para inducir lesiones del LCA en ratones mediante la seccionación del LCA, ofreciendo un modelo controlado para estudiar la PTOA. El modelo quirúrgico ACLT es un enfoque preclínico ampliamente utilizado para inducir PTOA y replica eficazmente las características patológicas clave observadas en las lesiones del LCA humano, incluida la biomecánica articular alterada, la inflamación sinovial y la degradación del cartí...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
1x solución salina tamponada con fosfato (PBS)CytivaSH30256.02
4% de paraformaldehídoFisher ScientificAAJ19943K2
70% EtanolFisher ScientificBP82031GAL
Suturas absorbibles 6-0Suministro veterinario Patterson07-893-1916
Pinzas de punta roma Herramientas de ciencia fina11051-10
Bastoncillos de algodónFisher Scientific22-029-685
Microscopio de disecciónLeica MicrosystemsM165 FC
Máquina de afeitarBraintree Scientific CLP-9961
Toallitas de etanolFisher Scientific22-246073
Ethiqa XR (Buprenorfina SR)Covertus721171,3 mg/ml
Lubricante ocularSuministro veterinario PattersonNC1701236 
Tijeras finasHerramientas de ciencia fina14061-10
Almohadilla térmicaFisher ScientificNC1061604
HorosHoroshorosproject.org
IsofluranoSuministro veterinario Patterson07-890-8115
KetaminaSuministro veterinario Patterson07-890-8598
MeloxicamSuministro veterinario Patterson07-893-75655 mg/ml
Ensayo multiplexMesoScaleDiscoveryK15069M-1
PortaagujasCodman36-2000
Bisturí No. 11 Herramientas de ciencia fina10011-00
Pipeta P10GilsonF144055M
Puntas de pipeta P10Fisher Scientific02-707-439
Hisopo de povidona yodadaMedlineMDS093901ZZ
Scanco Medical µ Sistema CT-35Scancohttps://www.scanco.ch/systems-overview.html7  y micro; m tamaño de vóxel, 55 kVp, 0.145  mA, 600  Sra.
Paños estérilesMédico general McKessonNC2032042
Mascarilla quirúrgicaFisher Scientific18-048-010
Guantes quirúrgicosBis7823PF
Cinta quirúrgicaSuministro veterinario Patterson07-888-0614
JeringasBD3096231 ml
Tijeras de resorte VannasInstrumentos de precisión del mundo501778Cuchillas de 3 mm
Vernier capilerNeiko Modelo 01407A
Xilacina Suministro veterinario Patterson07-893-8424

Referencias

  1. Furman, W., Marshall, J. L., Girgis, F. G. The anterior cruciate ligament: a functional analysis based on postmortem studies. J Bone Joint Surg Am. 58 (2), 179-185 (1976).
  2. Shimokochi, Y., Shultz, S. J. Mechanisms of noncontact anterior cruciate ligament injury. J Athl Train. 43 (4), 396-408 (2008).
  3. Engler, I. D., et al. Trends in anterior cruciate ligament reconstruction techniques and postoperative care among leaders in the field: a survey of the Herodicus Society. Orthop J Sports Med. 12 (10), 23259671241274770(2024).
  4. Amano, K., et al. Synovial fluid profile at the time of anterior cruciate ligament reconstruction and its association with cartilage matrix composition 3 years after surgery. Am J Sports Med. 46 (4), 890-899 (2018).
  5. Anderson, D. D., et al. Posttraumatic osteoarthritis: improved understanding and opportunities for early intervention. J Orthop Res. 29 (6), 802-809 (2011).
  6. MOON Group. The clinical radiographic incidence of posttraumatic osteoarthritis 10 years after anterior cruciate ligament reconstruction: data from the MOON nested cohort. Am J Sports Med. 49 (5), 1251-1261 (2021).
  7. Cinque, M. E., Dornan, G. J., Chahla, J., Moatshe, G., LaPrade, R. F. High rates of osteoarthritis develop after anterior cruciate ligament surgery: an analysis of 4108 patients. Am J Sports Med. 46 (8), 2011-2019 (2018).
  8. Nelson, F., et al. Early posttraumatic osteoarthritis-like changes in human articular cartilage following rupture of the anterior cruciate ligament. Osteoarthr Cartil. 14 (2), 114-119 (2006).
  9. Davidson, E. J., et al. Chondral injury associated with ACL injury: assessing progressive chondral degeneration with morphologic and quantitative MRI techniques. Sports Health. 16 (5), 722-734 (2024).
  10. Marks, P. H., Donaldson, M. L. C. Inflammatory cytokine profiles associated with chondral damage in the anterior cruciate ligament-deficient knee. Arthroscopy. 21 (11), 1342-1347 (2005).
  11. Lohmander, L. S., Atley, L. M., Pietka, T. A., Eyre, D. R. The release of crosslinked peptides from type II collagen into human synovial fluid is increased soon after joint injury and in osteoarthritis. Arthritis Rheum. 48 (11), 3130-3139 (2003).
  12. Palmieri-Smith, R. M., Wojtys, E. M., Potter, H. G. Early cartilage changes after anterior cruciate ligament injury: evaluation with imaging and serum biomarkers-a pilot study. Arthroscopy. 32 (7), 1309-1318 (2016).
  13. Leite, C. B. G., Merkely, G., Charles, J. F., Lattermann, C. From inflammation to resolution: specialized pro-resolving mediators in posttraumatic osteoarthritis. Curr Osteoporos Rep. , (2023).
  14. Kikuchi, N., et al. Joint effusion at 3 months after anterior cruciate ligament reconstruction is associated with reinjury. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 31 (5), 1798-1804 (2023).
  15. Lorenz, J., Grässel, S. Experimental osteoarthritis models in mice. Methods Mol Biol. 1194, 401-419 (2014).
  16. Hayami, T., et al. Characterization of articular cartilage and subchondral bone changes in the rat anterior cruciate ligament transection and meniscectomized models of osteoarthritis. Bone. 38 (2), 234-243 (2006).
  17. Lattermann, C., et al. Logistical challenges and design considerations for studies using acute anterior cruciate ligament injury as a potential model for early posttraumatic osteoarthritis. J Orthop Res. 35 (3), 641-650 (2017).
  18. Lattermann, C., et al. Biomarkers on the day of ACL reconstruction and sex predictive of knee-related quality of life at 2-year follow-up. Orthop J Sports Med. 5 (3 Suppl 3), 2325967117(2017).
  19. Leite, C. B. G., et al. Maresin 1-LGR6 axis mitigates inflammation and posttraumatic osteoarthritis after transection of the anterior cruciate ligament in mice. Osteoarthr Cartil. , (2025).
  20. Glasson, S. S., Chambers, M. G., Van Den Berg, W. B., Little, C. B. The OARSI histopathology initiative: recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the mouse. Osteoarthr Cartil. 18 (Suppl 3), S17-S23 (2010).
  21. Armstrong, A. R., Carlson, C. S., Rendahl, A. K., Loeser, R. F. Optimization of histologic grading schemes in spontaneous and surgically-induced murine models of osteoarthritis. Osteoarthr Cartil. 29 (4), 536-546 (2021).
  22. Gilbert, S. J., et al. Inflammatory and degenerative phases resulting from anterior cruciate rupture in a non-invasive murine model of posttraumatic osteoarthritis. J Orthop Res. , (2018).
  23. Braza-Boïls, A., Alcaraz, M. J., Ferrándiz, M. L. Regulation of the inflammatory response by tin protoporphyrin IX in the rat anterior cruciate ligament transection model of osteoarthritis. J Orthop Res. 29 (9), 1375-1382 (2011).
  24. Shen, P. -C., et al. Lentiviral small hairpin RNA knockdown of macrophage inflammatory protein-1γ ameliorates experimentally induced osteoarthritis in mice. Hum Gene Ther. 24 (10), 871-882 (2013).
  25. Irie, K., Uchiyama, E., Iwaso, H. Intraarticular inflammatory cytokines in acute anterior cruciate ligament injured knee. Knee. 10 (1), 93-96 (2003).
  26. Swärd, P., Frobell, R., Englund, M., Roos, H., Struglics, A. Cartilage and bone markers and inflammatory cytokines are increased in synovial fluid in the acute phase of knee injury (hemarthrosis): a cross-sectional analysis. Osteoarthr Cartil. 20 (11), 1302-1308 (2012).
  27. Christiansen, B. A., et al. Non-invasive mouse models of posttraumatic osteoarthritis. Osteoarthr Cartil. 23 (10), 1627-1638 (2015).
  28. Proffen, B. L., McElfresh, M., Fleming, B. C., Murray, M. M. A comparative anatomical study of the human knee and six animal species. Knee. 19 (4), 493-499 (2012).
  29. Chu, C. R., Szczodry, M., Bruno, S. Animal models for cartilage regeneration and repair. Tissue Eng Part B Rev. 16 (1), 105-115 (2010).
  30. Huang, L., et al. Early changes in osteochondral tissues in a rabbit model of posttraumatic osteoarthritis. J Orthop Res. 39 (12), 2556-2567 (2021).

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