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Artículo de método

Injertos adiposos blancos y marrones: un enfoque para corregir los déficits reproductivos, metabólicos y renales en ratones obesos negros y tostados (BTBR)

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DOI:

10.3791/68759

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9 de septiembre de 2025

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1Albert Einstein Research and Education Institute, Hospital Israelita Albert Einstein, 2School of Medicine, Faculdade Israelita de Ciências da Saúde Albert Einstein, 3Nephrology Division, Federal University of São Paulo

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Aquí presentamos un protocolo de trasplante de tejido adiposo blanco y marrón que ofrece una estrategia prometedora para revertir la subfertilidad, la obesidad y la hiperglucemia, al tiempo que mejora la función renal en ratones BTBR diabéticos y obesos.

Resumen

El trasplante de tejido adiposo blanco (WAT) y tejido adiposo marrón (BAT) ha surgido como una estrategia terapéutica prometedora para revertir los trastornos metabólicos sin la necesidad de una administración sostenida de agentes exógenos. WAT funciona como un órgano endocrino clave involucrado en la homeostasis energética, mientras que BAT es un tejido termogénico crítico para la termorregulación. El modelo de ratón obeso braquiárico negro y tostado (BTBR) imita de cerca las características clave de la obesidad, la diabetes mellitus tipo 2 (DM2) y la enfermedad renal diabética (ND), incluida la hiperglucemia, la resistencia a la insulina, el hipometabolismo y la subfertilidad.

Utilizando el protocolo que se presenta a continuación, el trasplante combinado de WAT y BAT derivados de donantes heterocigotos y de tipo salvaje BTBR en receptores obesos de BTBR dio como resultado la reversión de la subfertilidad, la atenuación del aumento de peso, la normalización del control glucémico y la mejora de los parámetros renales. En particular, se redujeron la hipertrofia renal y la apoptosis, mientras que se conservó el número de podocitos. Estos hallazgos sugieren que el trasplante combinado de WAT y BAT puede representar una estrategia terapéutica alternativa para el tratamiento de la DM2, con beneficios concurrentes en la mitigación de la ND y la obesidad. Además, este enfoque puede ayudar a aumentar el número de ratones obesos BTBR viables dentro de las colonias de viveros. La investigación adicional de los mecanismos subyacentes puede facilitar la traducción clínica de esta intervención.

Introducción

La enfermedad renal diabética (ERD), la diabetes mellitus tipo 2 (DM2) y la obesidad representan afecciones interrelacionadas y multifactoriales que plantean desafíos de salud global significativos y crecientes. La ND, definida como la coexistencia de diabetes mellitus (DM) y enfermedad renal crónica en ausencia de otras causas identificables de daño renal, afecta aproximadamente al 20-40% de los individuos con DM 1,2. La DM2 es un trastorno metabólico sistémico caracterizado por hiperglucemia crónica y alteraciones en la homeostasis de la glucosa, los lípidos y la insulina. Se encuentra entre las diez principales causas de mortalidad en todo el mundo, y actualmente afecta a más de 500 millones de personas3. La obesidad, impulsada por un desequilibrio crónico entre la ingesta y el gasto de energía, afecta ahora a una de cada ocho personas en todo el mundo y es un importante contribuyente tanto a la morbilidad como a la mortalidad4. Estas tres condiciones están estrechamente interconectadas: la obesidad aumenta notablemente el riesgo de desarrollar DM2, lo que, a su vez, eleva significativamente el riesgo de ND 1,4. La creciente prevalencia mundial de obesidad, DM2 y ND subraya la necesidad urgente de una comprensión más profunda de sus mecanismos fisiopatológicos y el desarrollo de estrategias terapéuticas efectivas.

El trasplante de MTD se ha convertido en una estrategia terapéutica prometedora para combatir la obesidad y la DM2. Esta intervención se ha asociado con reducciones del peso corporal, mejoras de la resistencia a la insulina y la esteatosis hepática, y aumentos en la adiponectina circulante, la expresión del receptor β3-adrenérgico y los genes involucrados en la oxidación de ácidos grasos5. Para tener en cuenta, el tejido adiposo de mamíferos se puede clasificar en tres tipos principales según el color: blanco, marrón y beige6. El WAT comienza a expandirse poco después del nacimiento y se distribuye ampliamente por todo el cuerpo. Funciona como un órgano endocrino clave, almacenando el exceso de energía en forma de triglicéridos al secuestrar glucosa circulante y ácidos grasos libres6. Por el contrario, BAT juega un papel fundamental en la termorregulación al disipar energía en forma de calor a través de la termogénesis sin escalofríos en lugar de almacenarla como ATP6. La actividad de BAT disminuye con la edad, la obesidad y la DM. En adultos, BAT comprende una pequeña fracción del tejido adiposo total y se localiza principalmente en las regiones supraclavicular y cervical en humanos, mientras que en ratones, se localiza predominantemente en la región interescapular6. Rico en mitocondrias, el BAT consume cantidades sustanciales de glucosa y ácidos grasos y se asocia con resistencia al aumento de peso7. La evidencia emergente respalda el papel de BAT en la promoción de un fenotipo más delgado y metabólicamente favorable, generando un creciente interés en su uso terapéutico a través del trasplante.

La leptina, una hormona secretada principalmente por WAT, juega un papel central en la regulación del equilibrio energético, el metabolismo y la fertilidad8. Actúa sobre el sistema nervioso central para estimular la secreción de la hormona liberadora de gonadotropina (GnRH) en el hipotálamo, lo que posteriormente promueve la liberación de la hormona luteinizante (LH) y la hormona folículo estimulante (FSH) de la hipófisis anterior9. La leptina también actúa directamente sobre las células de la teca ovárica y la granulosa para apoyar el desarrollo folicular9.

El modelo de ratón BTBRob / ob (BTBR obeso), designado genéticamente como BTBR. Cg-Lep ob / WiscJ (negro y fuego, obeso, copetudo; ver Tabla de materiales), es homocigoto para una pérdida espontánea de función en el gen de la leptina (Lep) y muestra una variedad de anomalías metabólicas y reproductivas, que incluyen hiperglucemia, intolerancia a la glucosa, hiperinsulinemia, hipertrigliceridemia, deterioro de la cicatrización de heridas, hipometabolismo, hipotermia y subfertilidad debido al hipogonadismo hipogonadotrópico. Los hombres suelen desarrollar DM2 a las seis semanas de edad, mientras que las mujeres lo hacen a las ocho semanas10. La hiperglucemia es grave y progresiva, con niveles de glucosa en sangre en ayunas que superan los 400 mg / dL a las diez semanas. Además, los hombres obesos con BTBR exhiben albuminuria dependiente del tiempo en la semana ocho, progresando a ND histológicamente evidente, incluida la expansión mesangial y la podocituria. Estas características establecen a los ratones obesos BTBR como un modelo preclínico robusto que recapitula de cerca la ND10 humana.

Dadas las profundas consecuencias metabólicas de la deficiencia de leptina, se han investigado varias estrategias para revertir el fenotipo ob/ob , incluida la terapia de reemplazo de leptina y el trasplante de tejido adiposo. Si bien la mayoría de los estudios han utilizado ratones ob / ob en el fondo C57BL / 6, relativamente pocos han investigado estas intervenciones en la cepa BTBR más comprometida metabólicamente. En ratones C57BL/6 ob/ob , se ha demostrado que el trasplante WAT normaliza los niveles de insulina, mejora la sensibilidad a la insulina y restaura la fertilidad8. Además, se ha demostrado que el trasplante de BAT en ratones delgados C57BL/6 previene el aumento de peso corporal, mejora la tolerancia a la glucosa y la sensibilidad a la insulina, al tiempo que reduce la resistencia a la insulina, particularmente en el contexto de la obesidad inducida por una dieta alta en grasas11. Además, se demostró que el trasplante de BAT mejora la hemodinámica cardíaca y la salud metabólica12. A pesar de los resultados alentadores, estos estudios presentan varias limitaciones importantes. La mayoría de las investigaciones se han realizado en ratones C57BL/6 ob/ob , que exhiben un fenotipo metabólico relativamente leve en comparación con la cepa BTBR ob/ob más gravemente afectada. En consecuencia, la generalización de estos hallazgos a modelos con resistencia a la insulina más pronunciada, hiperglucemia, obesidad y enfermedad renal es limitada. Además, los efectos del reemplazo de leptina y el trasplante de tejido adiposo no se han estudiado lo suficiente en el contexto de BTBR, lo que representa una brecha crítica en la literatura. Muchas de estas intervenciones también se han evaluado en animales delgados o de corta duración, lo que puede no capturar adecuadamente la complejidad y la naturaleza crónica de la enfermedad metabólica humana. Aunque se han informado mejoras en la sensibilidad a la insulina, la tolerancia a la glucosa y la fertilidad, los mecanismos subyacentes siguen siendo poco conocidos, y la relevancia traslacional de estos hallazgos para los entornos clínicos aún es incierta. En particular, los efectos metabólicos combinados del trasplante de tejido adiposo blanco y marrón en ratones BTBR ob / ob permanecen en gran parte inexplorados.

El objetivo de este estudio es estandarizar un protocolo para el trasplante combinado de WAT y BAT en ratones obesos BTBR y evaluar sus efectos sobre la restauración de la fertilidad, la función renal y los cambios histológicos. Un objetivo secundario es facilitar la expansión de la colonia de obesos BTBR, al tiempo que se reduce la pérdida de ratones heterocigotos (BTBR ob/+) y de tipo salvaje (BTBR +/+) en el vivero.

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Protocolo

Todos los experimentos fueron aprobados por los Comités Institucionales de Cuidado y Uso de Animales del Hospital Israelita Albert Einstein (HIAE) y registrados en el Instituto Judío de Investigación y Educación, São Paulo, SP, Brasil (N°. 3309-18 y N°. 4900-21). Los detalles de los reactivos y equipos utilizados se enumeran en la Tabla de materiales.

NOTA: Se utilizaron ratones obesos BTBR (knockout del gen de la leptina, homocigotos, ob / ob) como modelo para DM2, DKD y obesidad. Los ratones obesos hembras BTBR de 4 a 5 semanas sirvieron como receptores para el trasplante de tejido adiposo. Los animales donantes fueron ratones hembra BTBR ob/+ (heterocigotos) o +/+ (tipo salvaje) (genotipo no confirmado, pero fenotípicamente delgados). En el momento del trasplante, los ratones receptores tenían un peso corporal promedio que oscilaba entre 25 y 32 g. Todos los animales fueron alojados en jaulas ventiladas individualmente en condiciones estándar, con acceso ad libitum a alimentos y agua, un ciclo de luz/oscuridad de 12 h y control de temperatura ambiente. Se alojó un máximo de cinco animales por jaula.

1. Procedimiento quirúrgico

  1. Eutanasia a ratones donantes con sobredosis de isoflurano al 100% v/v (2,5-5%), seguida de luxación cervical (Figura 1A).
  2. Coloque al animal en decúbito dorsal (panza arriba) y desinfecte la parte inferior del abdomen con digluconato de clorhexidina alcohólica al 0,5%. Realizar una incisión abdominal de 2-3 cm en la línea media para recolectar WAT inguinal (Figura 1B). Coloque el tejido extirpado en un tubo de 3 ml sobre hielo.
  3. Vuelva a colocar al animal en decúbito ventral (vientre hacia abajo) y haga una incisión de 1-2 cm en la línea media entre las escápulas para cosechar BAT interescapular (Figura 1C). Agrupe el tejido adiposo de 10-14 donantes. Asegúrese de que el MTD total + MTD sea igual al 10-15% del peso corporal del receptor.
  4. Homogeneizar WAT y BAT por separado con una aguja de 16 G y una jeringa de 3 ml (Figura 1D).
  5. Mida el peso final de la grasa utilizando una balanza analítica (Figura 1E) y mantenga las muestras en hielo hasta el trasplante.
  6. Anestesiar ratones obesos receptores de BTBR en una cámara de isoflurano 100% v/v (2,5-5% de inducción) y mantener la anestesia mediante una máscara facial (1,5-2,5%). Una vez que la respiración disminuya a ≤1 respiración cada 3 s, coloque al animal en decúbito ventral (Figura 1F).
  7. Desinfecte el área dorsal con digluconato de clorhexidina no alcohólico al 2,0% (Figura 1G).
  8. Inyecte 100-200 μL de grasa homogeneizada por sitio usando una aguja de 16 G en 6-26 sitios en la superficie dorsal. Use fórceps para ayudar en la distribución. Aplique una solución de clorhexidina al 0,5% en cada sitio de inyección después del trasplante (Figura 1H).
  9. Administre una dosis intramuscular de tramadol (40 mg / kg; 50 mg / ml de solución) para analgesia y animales domésticos individualmente para prevenir lesiones durante la recuperación.
  10. Al día siguiente, limpie los sitios de inyección con solución de clorhexidina al 0,5% y administre una segunda dosis de tramadol.

figure-protocol-1
Figura 1: Esquema del procedimiento de trasplante de grasa. (A) Eutanasia del donante usando isoflurano en una caja cerrada. (B) Recolección de WAT inguinal. (C) Recolección de MTD interescapular. (D) Homogeneización de grasas. (E) Pesaje de grasa. (F) Anestesia receptora. (G) Asepsia de la espalda. (H) Inyección de grasa con técnica asistida por fórceps. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

2. Apareamiento post-trasplante

  1. Dos semanas después del trasplante, co-aloje ratones obesos BTBR hembra con ratones machos BTBR ob / + (heterocigotos) para aparearse.

3. Evaluaciones funcionales

  1. Mida el peso corporal semanalmente utilizando una balanza analítica.
  2. Evalúe la glucosa en sangre en ayunas con un glucómetro en cinco puntos de tiempo: semanas 4-7, 8-10, 14-16, 18-20 y 24-26.
  3. Coloque al animal en una jaula metabólica con acceso a agua durante 6 horas, para recolectar muestra de orina.
  4. Mida los niveles de albúmina urinaria utilizando el método ELISA y determine los niveles de creatinina urinaria utilizando el método colorimétrico del ácido pícrico a las 6-8 semanas. Calcule la relación albúmina/creatinina urinaria (uACR) dividiendo la concentración de albúmina (μg) por la concentración de creatinina (mg).

4. Análisis morfológico

  1. Eutanasia a los ratones receptores a las 24 semanas de edad administrando una sobredosis de isoflurano al 100% v/v (2,5-5%), seguida de luxación cervical para asegurar la muerte.
  2. Recolecte ovarios, riñones y páncreas a las 24 semanas de edad.
  3. Coloque los órganos extraídos en formalina tamponada neutra al 10% y fíjelos a temperatura ambiente durante 24-48 h.
  4. Después de la fijación, procese los tejidos utilizando un procesador de tejidos automático para eliminar el agua e incrustarlos en parafina para su análisis histológico.
    1. Sumerja secuencialmente los tejidos en las siguientes soluciones de etanol durante 1 h cada una: 70%, 85%, 95% (2x) y 100% (2x).
    2. Transfiera los pañuelos a xileno fresco durante 1 h, seguido de un segundo baño de xileno durante 1 h más.
    3. Sumerja los tejidos en cera de parafina derretida a 6 ° C durante 1 h, luego transfiéralos a parafina fresca durante otra 1 h.
    4. Oriente los tejidos en un molde caliente lleno de parafina fundida y deje que se solidifiquen a temperatura ambiente.
    5. Corte cuatro secciones no consecutivas de 3,5 μm de espesor de cada bloque con un micrótomo. Haga flotar las cintas en un baño de agua a 4 ° C para aplanarlas, luego monte secciones individuales en portaobjetos de vidrio cargados positivamente. Escurrir el exceso de agua y colocar los portaobjetos en una placa calefactora a 3 °C durante 60 min.
  5. Evalúe el número de folículos en los ovarios y el tamaño de los islotes pancreáticos mediante tinción de hematoxilina y eosina (H&E).
    1. Incubar portaobjetos de tejido incluidos en parafina en un horno a 6 °C durante 1 h. Transfiera los portaobjetos a un recipiente con xileno fresco e incube durante 30 minutos para disolver la parafina, reemplazando el xileno con una solución nueva después de 15 minutos.
    2. Sumerja los portaobjetos secuencialmente durante 30 s cada uno en una mezcla de xileno: etanol, 100% etanol, 85% etanol y 70% etanol.
    3. Enjuague con agua del grifo (10 s), tiñe con hematoxilina Harris (30 s) y sumerja en etanol al 95% (3 s).
    4. Sumerja secuencialmente los portaobjetos en una mezcla de etanol al 70%, 85%, 100% y xileno: etanol durante 30 s cada uno.
    5. Sumerja los portaobjetos en xileno fresco durante 5 minutos, seguido de un segundo baño de xileno durante 5 minutos adicionales para asegurar la fijación de las manchas.
    6. Monte las guías con cubreobjetos utilizando un medio de montaje.
  6. Evaluar el tamaño glomerular y la expansión de la matriz mesangial mediante la tinción de ácido peryódico de Schiff (PAS) de secciones renales.
    1. Incubar portaobjetos a 6 °C durante 1 h y sumergir en xileno fresco durante 5 min para desparafinar las secciones de tejido.
    2. Sumerja secuencialmente los portaobjetos en etanol al 99%, 95% y 70% durante 30 s cada uno.
    3. Enjuague con agua del grifo durante 10 s.
    4. Aplicar 10 gotas de ácido peryódico e incubar durante 10 min.
    5. Enjuague con agua corriente durante 3 minutos y seque.
    6. Agregue 10 gotas de reactivo Schiff e incube durante 15 minutos en una cámara oscura.
    7. Enjuague con agua corriente durante 3 minutos y seque.
    8. Agregue 10 gotas de hematoxilina Harris para contrateñir e incubar durante 3 min.
    9. Enjuague los portaobjetos con agua corriente durante 3 minutos y séquelos.
    10. Sumerja los portaobjetos secuencialmente en una mezcla de etanol al 70%, 85%, 100% y xileno: etanol durante 30 s cada uno.
    11. Sumerja los portaobjetos en xileno fresco durante 5 minutos, seguido de un segundo baño de xileno durante 5 minutos adicionales para fijar la mancha.
    12. Monte las guías con cubreobjetos utilizando un medio de montaje.
  7. Evaluar la apoptosis folicular (caspasa-3 escindida) en ovarios y riñones, y el número de podocitos (células WT-1+) en riñones mediante inmunohistoquímica (IHC).
    1. Incubar los portaobjetos a 6 °C durante 1 h, seguido de un tratamiento con xileno durante 30 min (sustituir el xileno después de 15 min).
    2. Sumerja secuencialmente los portaobjetos en etanol al 100%, 90% y 70% y agua (30 s cada uno).
    3. Realice la recuperación de antígenos calentando los portaobjetos en tampón de citrato (pH 6,0) a 95 °C durante 12 min utilizando un microondas para desenmascarar los sitios de antígenos.
    4. Enjuague en 1x tampón de lavado durante 15 min, cambiando el tampón cada 5 min.
    5. Bloquear la peroxidasa endógena con peróxido de hidrógeno para evitar manchas de fondo y evitar la unión inespecífica con albúmina sérica bovina (BSA).
      NOTA: Para la tinción de caspasa-3 escindida, bloquee la actividad de la peroxidasa endógena durante 7 min y 30 s; para tinción WT-1, bloquear durante 5 min.
    6. Repita el lavado como en 4.7.4.
    7. Aplicar 10 μL de anticuerpos primarios contra caspasa-3 escindida (apoptosis) y WT-1 (podocitos). Incubar durante la noche a °C en una cámara oscura y humidificada.
    8. Repita el lavado como en 4.7.4.
    9. Aplique 10 μL de anticuerpo secundario conjugado con peroxidasa de rábano picante (HRP) durante 1,5 h a temperatura ambiente en la oscuridad.
    10. Repita el lavado como en 4.7.4.
    11. Aplicar 10 μL de DAB (3,3'-Diaminobenzidina) como cromógeno para visualizar la actividad de la HRP, produciendo un precipitado marrón.
      NOTA: Para la tinción de caspasa-3 escindida, incubar con DAB durante 1 min y 30 s; para la tinción de WT-1, incubar durante 45 s.
    12. Repita el lavado como en 4.7.4.
    13. Contratiña secciones con hematoxilina Harris durante 30 s a 1 min, dependiendo de la intensidad deseada.
    14. Enjuague con agua del grifo durante 1-2 minutos o hasta que el agua salga clara.
    15. Sumerja secuencialmente los portaobjetos en etanol al 70%, 85%, 95% y 100% (30 s cada uno) y mezcla de xileno: etanol (30 s).
    16. Coloque los portaobjetos en una solución de xileno fresco durante 5 minutos y transfiéralos a un segundo baño de xileno durante 5 minutos más.
    17. Monte las guías con cubreobjetos utilizando un medio de montaje.
  8. Analice las secciones teñidas con un microscopio de luz invertida con un aumento de 40x. Utilice un software de análisis de imágenes automatizado para seleccionar regiones de interés (ROI) para cada órgano.
    1. Ovarios (H&E): Contar y clasificar los tipos de folículos por sección.
    2. Páncreas (H&E): seleccione islotes con la herramienta ROI para trazar manualmente el contorno de cada islote pancreático. Una vez definido el ROI, el software calculará automáticamente el área en micrómetros cuadrados (μm2).
    3. Riñón (H&E): Cuantifique el área glomerular seleccionando la herramienta ROI para trazar manualmente el borde exterior de cada mechón glomerular. Utilice la función Medir área para obtener su área en μm2. Después del trazado, el software calculará automáticamente el área en μm2.
    4. Riñones (PAS)
      1. Para cuantificar la matriz mesangial, utilice la herramienta Umbral para identificar y seleccionar regiones positivas para PAS (magenta/rosa) dentro del glomérulo. Ajuste los umbrales de color e intensidad según sea necesario para seleccionar con precisión las áreas teñidas de PAS, utilizando la ventana de vista previa para refinar la selección. Defina la región PAS seleccionada como un ROI. Después del trazado, el software calculará automáticamente el área en μm2.
      2. Normalice la expansión de la matriz mesangial calculando el porcentaje de área positiva para PAS en relación con el área glomerular total.
    5. Ovarios y riñones (IHQ para caspasa-3 escindida)
      1. Seleccione ROI correspondientes a estructuras foliculares o glomerulares. Aplique una máscara de color para identificar la tinción positiva para DAB (marrón) ajustando los umbrales de tono, saturación e intensidad. Utilice la función de vista previa para garantizar una selección precisa de la señal DAB y refine los ajustes de umbral para excluir la contratinción de hematoxilina (azul) y el fondo inespecífico.
      2. Una vez definido el umbral deseado, establezca la selección como ROI y mida el área positiva para DAB (μm2). Calcule el porcentaje de área teñida dividiendo el área positiva para DAB por el área total de ROI y multiplicándolo por 100.
    6. Riñones (IHQ para WT-1+): Cuente los núcleos teñidos de marrón por glomérulo para estimar el número de podocitos.
      NOTA: Los recuentos de folículos por sección (media ± DE) fueron: BTBR obesos (7,7 ± 3,11), trasplantados (5,8 ± 3,24), BTBR magros (4,6 ± 5,62). Los recuentos de islotes por sección (media ± DE) fueron: BTBR obesos (18,3 ± 8,42), trasplantados (9,7 ± 5,45), BTBR magros (6,8 ± 1,72). Evaluar 30 glomérulos por animal para medir el área glomerular y la expansión de la matriz mesangial. Los datos se expresaron como media ± desviación estándar (DE) o error estándar de la media (SEM), según correspondiera. La normalidad se evaluó mediante la prueba de Shapiro-Wilk. Se aplicó ANOVA de una vía con prueba post hoc de Tukey para comparaciones entre grupos distribuidos normalmente. Las medidas repetidas se analizaron utilizando ANOVA bidireccional o modelos de efectos mixtos, con corrección Geisser-Greenhouse cuando fue necesario. Para los datos no distribuidos normalmente, se utilizó la prueba de Kruskal-Wallis con las comparaciones múltiples de Sidak. Realice todos los análisis utilizando un software estadístico apropiado, con significación estadística establecida en p < 0.05 (consulte la Tabla de materiales para obtener más detalles).

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Resultados

Cantidad de grasa trasplantada y efectividad del protocolo
Después de la estandarización del protocolo, se evaluaron dos volúmenes de trasplante de grasa (5-9,9% y 10-15% en relación con el peso corporal del donante) para determinar su efectividad, definida como lograr al menos un embarazo que resulte en una descendencia viable. El grupo del 5-9,9% exhibió una tasa de éxito del 23,8%, mientras que el grupo del 10-15% logró el 52,2%, lo que corresponde a un aumento de ...

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Discusión

Este estudio demuestra que el trasplante combinado de WAT y BAT es un enfoque terapéutico eficaz para controlar la hiperglucemia, prevenir el aumento de peso corporal y la hipertrofia de las células de los islotes, restaurar la subfertilidad femenina y mejorar la función renal al reducir la apoptosis y preservar el número de podocitos en un modelo preclínico de DM2, ND y obesidad.

Aunque estudios previos han investigado el trasplante de WAT y BAT como estrateg...

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Divulgaciones

Los autores declaran no tener conflictos de intereses.

Agradecimientos

Agradecemos a los equipos técnicos del Centro de Capacitación Experimental y Quirúrgica (CETEC) y del Instituto Judío de Investigación y Educación (IIPE) por su apoyo. Este trabajo fue apoyado por una beca de investigación de maestría de CAPES (Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior/Coordinación para el Perfeccionamiento del Personal de Educación Superior) a S.B, una beca de investigación de doctorado directo de CAPES (Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior/Coordinación para el Mejoramiento del Personal de Educación Superior) a M.L.F, una beca de investigación de maestría de la FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo/São Paulo Research Foundation; nº 2024/08173-6) al M.O.M., y una beca de iniciación científica de la FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo/São Paulo Research Foundation; nº 2019/12636-3) al M.T.A.B-R. Este trabajo también contó con el apoyo de becas de la FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo/São Paulo Research Foundation; n.º 2017/23195-2 y n.º 2021/02216-7) y de la EFSD (Fundación Europea para el Estudio de la Diabetes) a la É.B.R. Los autores declaran que no han utilizado trabajos generados por Inteligencia Artificial (IA) en este manuscrito.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Solución de digluconato de clorhexidina alcohólica al 0,5%Rioquí MicaSKU 1068253
Aguja calibre 16Becton DickinsonSKU 305198
Solución de digluconato de clorhexidina no alcohólica al 2,0%Rioquí MicaSKU 1113045
Jeringuilla de 3 mLBecton DickinsonSKU 309657
Tiras Accu-Check y guiño; PerformaRocheEAN 4015630981960
Alcian Blue PAS KitEasyPathSKU EP-11-20019
Albúmina sérica bovina (BSA)Sigma-AldrichA4612
Software CellSensOlimpoCELLSENS
Citrato Buffer pH 6,0: Ácido cítrico monohidrato + Hidróxido de sodioSigma-AldrichC1909 + 28-3010
Anticuerpo de Caspasa-3 cortadaTecnología de señalización celular9661
Analizador Cobas C 111Roche4528778001
Creatinina KPrueba de laboratorio96-300
EnVision FLEX DAB+ CromógenoAgilent-DakoK3468
Reactivo de detección EnVision FLEX / HRPAgilent-DakoSM802
Reactivo bloqueador de peroxidasa Envision FLEXAgilent-DakoSM801
Amortiguador de sustrato EnVision FLEXAgilent-DakoSM803
EnVision FLEX tenía buffer 20xAgilent-DakoK800721-2
EosinaAgilent-DakoCS701
Lector de microplacas GloMax DiscoverPromegaGM3000
Glucometer Accu-Check - PerformaRocheEAN 4015630980512
Software GraphPad Prism 8 (software estadístico)GraphPad de Dotmatics-
100% v/v isoforina (Isoflurano)Cristá Lia-
HematoxilinaAgilent-DakoCS700
Microscopio óptico IX51OlimpoIX51
Jaula metabólica para ratón individualTecniplast3600M021
Medio de montaje - EntellanSigma-Aldrich100869
Kit ELISA de albúmina para ratonesAbcamAb207620
Cepa de ratón: BTBR. Cg-Lepob/WiscJLaboratorios JAX4824
Kit de Schiff Ácido Periódico (PAS)EasyPathEP-11-20014
RM255 MicrotomoLeica Biosystems14050237960
Procesador de tejido TP1020Leica BiosystemsTP-1020
Tramadol 50 mg/mLGrü Nenthal4022444
Anticuerpo WT-1Santa CruzSC-192

Referencias

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