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Artículo de método

Investigación de la lesión recurrente del accidente cerebrovascular isquémico en un modelo secundario de oclusión de la arteria cerebral media en ratón

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DOI:

10.3791/68806

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16 de septiembre de 2025

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, University of California, Davis, 2Department of Nutrition, China Medical University, 3Division of Neurosurgery, Department of Surgery, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University, 4Institute of Toxicology, College of Medicine, National Taiwan University, 5Department of Medical Research, China Medical University Hospital, China Medical University, 6Department of Pediatrics, College of Medicine and Hospital, National Taiwan University

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Resumen

Aquí, presentamos un método para la oclusión secundaria de la arteria cerebral media en ratones para investigar la progresión del accidente cerebrovascular isquémico recurrente. Se describen los procedimientos quirúrgicos, los cuidados postoperatorios, las alteraciones patológicas neuronales y la tasa de supervivencia.

Resumen

El accidente cerebrovascular es la segunda causa mundial de mortalidad y discapacidad, y los accidentes cerebrovasculares recurrentes contribuyen significativamente a los malos resultados y al aumento de la carga neurológica. A pesar de los avances en el tratamiento clínico del accidente cerebrovascular agudo, los modelos experimentales para el accidente cerebrovascular isquémico recurrente siguen siendo limitados debido a la complejidad de su procedimiento y las altas tasas de mortalidad. En este estudio, nuestro objetivo fue establecer un accidente cerebrovascular isquémico recurrente en un modelo de ratón y evaluar los cambios patológicos cerebrales y los déficits funcionales utilizando un protocolo de oclusión de la arteria cerebral media (MCAO) en dos etapas. Los ratones machos adultos C57BL / 6J se sometieron a MCAO transitorio bajo monitoreo del flujo sanguíneo Laser Doppler. Se realizó un MCAO secundario 14 días después de la cirugía inicial para simular la recurrencia del accidente cerebrovascular. Las evaluaciones postoperatorias incluyeron análisis de actividad locomotora, puntuación de déficits neuroconductuales mediante el uso de un sistema de puntuación de seis puntos, marcadores inflamatorios que incluyen factor inducible por hipoxia-1α (HIF-1α) y factor de necrosis tumoral-α (TNF-α), y evaluación histopatológica mediante tinción de hematoxilina y eosina (H&E). Después de la administración recurrente de MCAO, los ratones exhibieron una actividad locomotora significativamente reducida, una disminución de la velocidad de movimiento y una disminución de las puntuaciones neuroconductuales, así como un aumento de los marcadores inflamatorios, en comparación con los grupos de control. La detección histopatológica reveló necrosis de células neuronales de moderada a grave, vacuolación de neuropilos y hemorragia localizada en la corteza y el hipocampo de ratones MCAO recurrentes. Los marcadores inflamatorios también se indujeron en este procedimiento recurrente de MCAO. Este modelo de ratón MCAO de dos etapas presenta, por primera vez, un método que simula eficazmente el accidente cerebrovascular isquémico recurrente con resultados neurológicos y patológicos consistentes y mejora la supervivencia postoperatoria. Este modelo podría proporcionar una plataforma confiable para estudios mecanicistas y puede aplicarse en la evaluación futura de terapias neuroprotectoras para accidentes cerebrovasculares recurrentes.

Introducción

El accidente cerebrovascular sigue siendo una de las principales causas de muerte y discapacidad a largo plazo en todo el mundo, lo que representa una carga clínica y socioeconómica significativa. Más de 30 millones de personas en todo el mundo se ven afectadas por el accidente cerebrovascular y sus consecuencias, incluida la pérdida de movilidad, el deterioro cognitivo y el mayor riesgo de enfermedades vasculares 1,2. A pesar de los avances en el tratamiento agudo, como la trombólisis y la trombectomía endovascular, muchos sobrevivientes siguen teniendo un riesgo alto de recidiva del accidente cerebrovascular, que se relaciona con un peor pronóstico, una mayor discapacidad y un aumento de las tasas de mortalidad. Los accidentes cerebrovasculares recurrentes ocurren en aproximadamente el 10-20% de los pacientes dentro de los 90 días posteriores a un evento primario, con el mayor riesgo durante un período de ataque isquémico transitorio o accidente cerebrovascular menor3. Más importante aún, el accidente cerebrovascular recurrente a menudo afecta los territorios vasculares y resulta en un infarto más extenso y lesiones graves, como deterioro hemodinámico cerebral4, desregulación inmune aguda y crónica y necrosis neuronal subcortical5, lo que sugiere que el cerebro puede volverse más vulnerable y causar más complicaciones después de una lesión isquémica inicial.

Algunos estudios recientes han realizado modelos de accidente cerebrovascular isquémico o hemorrágico en animales de experimentación y han revelado patrones de lesión específicos de la región, respuestas neurovasculares interrumpidas y diferentes mecanismos de reparación endógenos para adaptarse a las condiciones clínicas humanas 6,7. Sin embargo, los modelos de investigación del accidente cerebrovascular recurrente siguen estando menos establecidos debido a sus procedimientos complicados y su alta tasa de mortalidad. Algunos estudios previos han establecido un modelo de ratón fototrombótico, que surgió como una herramienta valiosa para estudiar el accidente cerebrovascular isquémico recurrente 8,9,10. Demostraron la lesión neuronal exacerbada, la respuesta inflamatoria prolongada y el deterioro cognitivo en ratones con accidente cerebrovascular recurrente, y exploraron los mecanismos subyacentes, incluida la demencia por infarto múltiple y el cebado inflamatorio 8,9,10.

Otro estudio ha demostrado un nuevo modelo de ratón envejecido de hemorragia intracerebral recurrente en el cuerpo estriado bilateral, al que se le inyectó colagenasa dos veces, lo que resultó en una recuperación tardía de la función locomotora y causó pérdida cognitiva y lesión neurológica en los ratones recurrentes11. Vale la pena señalar que los modelos de ratón de accidente cerebrovascular fototrombótico y hemorrágico con frecuencia inducen lesiones en distintas regiones anatómicas durante el accidente cerebrovascular recurrente, lo que refleja diferencias metodológicas inherentes. Tales variaciones generan patrones heterogéneos de lesión neuronal, interrumpen la dinámica microcirculatoria y ejercen efectos divergentes sobre las respuestas inmunes periféricas11,12. Por el contrario, el modelo MCAO, ampliamente considerado como el paradigma de roedores más representativo del accidente cerebrovascular isquémico, ofrece la ventaja de la estabilidad del procedimiento y permite un control preciso tanto sobre el sitio como sobre la duración de la oclusión cerebral. Sin embargo, la MCAO y la MCAO recurrente también han demostrado un riesgo sustancialmente alto de mortalidad13,14, lo que impone limitaciones significativas a su aplicabilidad más amplia en la investigación experimental. En este estudio, nuestro objetivo fue establecer un modelo de ratón MCAO de dos etapas estable y reproducible que imite el accidente cerebrovascular recurrente. Evaluamos la lesión neuronal asociada, las deficiencias funcionales y los cambios histopatológicos. Este modelo también demostró una tasa de supervivencia estable, lo que sugiere su aplicabilidad para futuras investigaciones sobre la fisiopatología del accidente cerebrovascular recurrente y las estrategias terapéuticas neuroprotectoras.

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Protocolo

Todos los experimentos con animales fueron revisados y aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad Nacional de Taiwán (Plan de Estudio ID20230335) y se llevaron a cabo siguiendo las pautas éticas establecidas para el cuidado y uso de animales de laboratorio.

1. Preparación de animales

  1. Ratones machos C57BL/6J de 8 semanas de edad con un peso de 20-25 g en condiciones ambientales controladas a 22 ± 1 °C con un 55% de humedad relativa y un ciclo de luz de 12 h / 12 h de oscuridad. Brindar atención humana con acceso gratuito a alimentos y agua destilada.
  2. Asigne aleatoriamente 28 ratones machos en tres grupos: simulado (n = 8), MCAO (n = 10) y MCAO recurrente (n = 10). Poner en cuarentena a los animales durante 2 semanas (−d14); realizar la aclimatación, el pesaje y la agrupación a −d7; administrar MCAO en d0; realizar pruebas de comportamiento en D0, D2, D14 y D16; y realizar cirugía recurrente de MCAO en el día 14.

2. Primera administración quirúrgica de MCAO

  1. Esterilice todos los instrumentos quirúrgicos en autoclave, pese cada ratón, administre carprofeno por vía oral a 5 mg / kg 1 h antes de la incisión inicial e induzca anestesia con isoflurano al 3% en un gas mezclado con oxígeno.
  2. Controlar la frecuencia respiratoria (100-120 respiraciones/min, BPM) y evaluar la profundidad de la anestesia comprobando el párpado y el reflejo de deglución. Coloque al sujeto sobre una placa calefactora electrónica para mantener la temperatura corporal a 37 °C.
  3. Afeita la espalda y el cuello cerca de la cabeza y quita el pelaje y los restos de los ratones con una aspiradora. Aplique ungüento oftálmico, frote la piel y desinfecte mediante procedimientos asépticos para la cirugía de supervivencia de roedores.
  4. Use tijeras y pinzas de piel para hacer la incisión inicial de 0,5 cm entre las orejas para exponer el lado izquierdo de la línea de fusión central y posterior al bregma en el cráneo. Retire el tejido blando en la parte superior del cráneo con fórceps.
  5. Centre el adaptador Láser Doppler en el cerebro del ratón y fíjelo con pegamento de tejido en una posición de 3 mm lateral a la izquierda y 2 mm caudal al bregma, asegurándose de que el borde del adaptador esté prerecortado para adaptarse a la base del cráneo, luego asegure la tapa Láser Doppler con adhesivo para permitir el monitoreo continuo del flujo sanguíneo.
    NOTA: En este paso, fije la tapa Laser Doppler de forma segura en el bregma con pegamento para tejidos, colocándola en la intersección de las suturas coronal y sagital en la línea media superior de la calvaria para garantizar un control estable del flujo sanguíneo cerebral.
  6. Cuando esté seguro con el área seccionada, extraiga pegamento de tejido con la micropipeta y aplique el pegamento alrededor de la base del adaptador.
  7. Prepare cemento dental y aplique una cantidad suficiente para rodear la tapa Doppler para garantizar su estabilidad durante todo el procedimiento.
  8. Gire al animal a la posición supina y haga una incisión en la piel de 1 cm desde la entrada torácica hacia la barbilla a lo largo de la línea media del cuello.
  9. Continúe con una disección roma para separar la parte posterior del abdomen de los músculos digástricos, esternohioideos y esternomastoides, seguido del uso de retractores para alejar suavemente los músculos y exponer las arterias carótidas comunes (CCA), externas (ECA) e internas (ICA), y coloque una sección de seda 6-0 alrededor de la CCA.
    NOTA: En este paso, las glándulas salivales deben girarse hacia arriba para facilitar el aislamiento de la bifurcación de la CCA y la ECA. El ICA está ubicado por encima del CCA. La disección roma con fórceps cutáneos se usa para prevenir la ruptura vascular y aislar el tejido blando y los nervios circundantes.
  10. Localizar una pequeña rama (arteria tiroidea superior, STA) que sobresale de la ECA. Use el cauterizador bipolar para quemar esta pequeña rama. Proceda a cortar el recipiente quemado; esto aislará aún más al TCE.
    NOTA: STA es típicamente la primera rama de la ECA que emerge por debajo del nivel del cuerno mayor del hueso hioides. Para prevenir lesiones, use un cauterizador bipolar para quemar la rama del vaso y lograr la hemostasia.
  11. Coloque dos secciones de sutura de seda 6-0 alrededor de ECA. Haga un nudo permanente en el lado distal del ECA y un nudo suelto en el sitio de bifurcación.
  12. Coloque la sonda de aguja Láser Doppler en el adaptador de sonda en el cráneo. Asegúrese de que el software de adquisición muestre un valor de lectura del flujo sanguíneo cerebral (CBF). Registre la lectura de referencia.
    NOTA: La medida estandarizada de CBF obtenida por Láser Doppler se presentó como unidades de perfusión (PU), con valores basales típicamente calibrados dentro del rango de 350 a 450. Si se observan valores reducidos de la unidad de perfusión (PU), ajuste la posición del adaptador de sonda Laser Doppler en el mouse para garantizar una medición precisa (consulte el paso 2.5).
  13. Sujete el ICA con la pinza de vasos microvasculares y use la sección de seda 6-0 alrededor del CCA para hacer un nudo corredizo para ligar el CCA temporalmente.
    NOTA: En este paso, se detecta una reducción de CBF en el monitor Láser Doppler.
  14. Prepare el monofilamento de nailon recubierto de caucho de silicona. Marque el filamento con el Sharpie plateado a 9-10 mm de la punta de la cabeza de silicona y use tijeras microquirúrgicas para hacer una pequeña incisión entre la sutura apretada y la sutura suelta en el ECA.
    NOTA: La sangre residual en el sitio de la incisión debe limpiarse y enjuagarse con solución salina tamponada con fosfato (PBS) para preservar la integridad vascular.
  15. Inserte con cuidado el filamento (cabeza de silicona primero) en el ECA a través de la pequeña incisión.
    NOTA: Este paso de inserción de filamento se omite en los animales simulados.
  16. Cuando se haya insertado aproximadamente la mitad de la cabeza de silicona, apriete ligeramente la sutura suelta alrededor de la arteria y el filamento, y retire la pinza del ICA.
  17. Corte el ECA debajo del primer nudo apretado, gire con cuidado el recipiente ECA y el filamento hacia abajo (en sentido contrario a las agujas del reloj) para que la cabeza de silicona apunte hacia arriba y empuje la punta del filamento hacia el ICA.
    NOTA: Este paso es crítico y debe realizarse lentamente en sentido contrario a las agujas del reloj para minimizar la interrupción vascular y reducir el riesgo de enredo o ruptura.
  18. Una vez que toda la parte de silicona esté en el vaso sanguíneo, apriete ligeramente la sutura de sujeción, afloje el nudo corredizo en el CCA y continúe empujando el filamento hacia adentro, usando la marca plateada en el filamento para guiar la posición.
  19. Monitoree continuamente el software Laser Doppler y, cuando la resistencia impida un mayor avance del filamento bajo la fuerza adecuada mientras se observa una fuerte disminución en el CBF, finalice la inserción en la arteria cerebral media distal.
    NOTA: La reducción del CBF a menos del 30% de la condición preisquémica es un procedimiento estándar conocido como método de Longa15.
  20. Mantenga el filamento dentro de MCA durante 40 min para inducir una lesión isquémica cerebral.
  21. Retire el filamento después del período isquémico designado de 40 minutos para restablecer el CBF, aplique pegamento tisular para lograr la hemostasia, registre la medición de CBF restaurada correspondiente, separe todos los retractores y retire el adaptador montado en el cráneo.
  22. Cierre la incisión cutánea cerca del vaso con un clip para heridas, mantenga un control continuo de la temperatura corporal a 37 °C y evalúe la frecuencia respiratoria. Después de confirmar la estabilidad de la presión arterial y la respiración dentro de 160-200 BPM, suspenda la anestesia y permita la recuperación.

3. Segunda administración de MCAO

  1. Retire los clips de la herida 14 días después de la cirugía MCAO inicial, luego repita los pasos 2.1 a 2.9 para lograr la preparación del cráneo, asegurar la colocación de la sonda Láser Doppler y exponer el CCA.
  2. Aísle el CCA del tejido circundante y coloque tres segmentos de sutura de seda 6-0 alrededor del CCA.
  3. Coloque la sonda Láser Doppler en el adaptador y registre el CBF de referencia.
  4. Haga un nudo corredizo en el lado distal de la CCA, un nudo permanente en el extremo proximal y un nudo suelto en el medio.
  5. Prepare el nailon recubierto de caucho de silicona del filamento de oclusión para la administración de MCAO de acuerdo con el Paso 2.14 descrito.
  6. Haga una pequeña incisión en el CCA cerca del permanente e inserte el filamento en el CCA.
    NOTA: La sangre residual en el sitio de la incisión también debe limpiarse y enjuagarse con PBS para preservar la integridad vascular. Esto es muy importante.
  7. Apriete ligeramente el nudo suelto y suelte el nudo corredizo. Avance el filamento en el ICA hasta que el filamento esté bajo la fuerza adecuada y se detecte una marcada reducción de CBF.
    NOTA: La reducción del CBF a menos del 30% de la condición preisquémica también se considera un procedimiento estándar.
  8. Mantenga el filamento en posición durante 40 min para inducir una lesión isquémica, como se especifica en el paso 2.20.
  9. Una vez completado el intervalo isquémico designado, retire el filamento y cierre la incisión en la piel siguiendo los procedimientos descritos en los pasos 2.21 y 2.22 de la cirugía MCAO inicial.

4. Cuidados postoperatorios

  1. Administre solución salina normal tibia por vía subcutánea a 10 ml · kg-1 · día 1 dos veces al día durante 3 días consecutivos para prevenir la deshidratación después de la cirugía MCAO. Aplique una solución de povidona yodada al 10% en el sitio quirúrgico y administre amoxicilina (10 mg / kg) para prevenir infecciones. Proporcione carprofeno por vía oral (5 mg / kg) durante 3 días para aliviar el estrés postoperatorio y facilitar la recuperación bajo supervisión veterinaria después del primer y segundo procedimiento de MCAO.
  2. Realizar evaluaciones diarias del estado de salud de los ratones. Registre los cambios en la apariencia, así como el consumo de alimentos y agua durante el primer y segundo procedimiento.

5. Evaluación de la actividad locomotora animal y del daño neurobiológico

  1. Evaluar la actividad locomotora evaluando la trayectoria, la distancia y la velocidad del movimiento. Coloque los ratones dentro de las cajas de prueba (10 x 20 x 15 cm) y configúrelos en condiciones de baja luminosidad.
  2. Aclimatar el mouse al entorno de prueba a través de un período de estabilización de 30 minutos, seguido de una evaluación formal de 10 minutos. Registre y analice todos los parámetros, incluida la distancia recorrida (cm), la velocidad (cm/s), la duración del movimiento (s), la duración total (s) en la zona, la latencia de la primera ocurrencia (s) y los grados de rumbo (tiempos) para determinar la actividad locomotora.
  3. Evaluar la lesión neurobiológica utilizando un sistema de puntuación de la función motora modificado (0-6 puntos)16 y haciendo referencia a las puntuaciones de mNSS (en parte de la evaluación de la función motora, 6 puntos)17.
  4. Defina los niveles de lesión de la siguiente manera: puntuación 0 para ausencia de déficit neurológico, puntuación 1 para flexión de las extremidades anteriores que afecta la muñeca o el hombro, puntuación 2 para flexión de las extremidades anteriores acompañada de resistencia reducida al empuje lateral, puntuación 3 para círculos unidireccionales hacia el lado del déficit, puntuación 4 para giro longitudinal hacia el lado deficitario, puntuación 5 para giro longitudinal acompañado de actividad convulsiva, y puntuación 6 por pérdida completa de movimiento.

6. Protocolo de tinción de hematoxilina y eosina

  1. Fije el tejido cerebral MCAO y MCAO recurrente en tampón de formaldehído al 10% y diseccione la muestra en cuatro partes iguales con un cortador cerebral de ratón coronal de 1 mm. Procese la tercera porción anterior para una evaluación patológica.
  2. Realice la rehidratación de muestras incluidas en parafina: xileno durante 10 min, etanol al 95% durante 10 min, etanol al 75% durante 10 min, etanol al 50% durante 10 min, agua destilada (ddH2O) durante 10 min y PBS durante 10 min.
  3. Teñir las muestras: tinción de hematoxilina durante 45 s y enjuague en ddH2O tibio a 30 °C durante 1 min; tinción de eosina durante 30 s y en ddH2O frío durante 45 s.
  4. Deshidratar y secar las muestras en etanol al 75%, 95%, 100% y xileno durante 45 s cada una, y secar al aire durante 60 s.
  5. Monte los portaobjetos y guárdelos en una cámara oscura.
  6. Evaluar la gravedad de la lesión de acuerdo con un criterio establecido en una escala de cinco puntos: 1 = mínimo (<1%); 2 = leve (1-25%); 3 = moderado (26-50%); 4 = moderado a severo (51-75%); 5 = grave (76-100%). Realizar un examen patológico del tejido cerebral bajo evaluación ciega por parte de un patólogo veterinario.

7. Protocolo de Western blot

  1. Homogeneizar tejidos cerebrales de ratones MCAO y recurrentes en tampón RIPA suplementado con inhibidor de proteasa y fosfatasa (fluoruro de sodio 30 mM, ortovanadato de sodio 30 mM y pirofosfato de sodio 30 mM).
  2. Centrifugar lisados a 10.000 x g y recoger el sobrenadante. Cuantifique la concentración de proteína sobrenadante mediante un ensayo de ácido bicinconínico (BCA).
  3. Realice Western blot como se describió anteriormente18: cargue 20 μg de proteína total desnaturalizada, preparada hirviendo en agua hirviendo a 100 ° C, en geles de dodecil sulfato-poliacrilamida de sodio al 8-12% (SDS-PAGE).
  4. Transfiera con 100 V durante 90 min para separar las proteínas sobre membranas de PVDF en la cámara frigorífica y bloquee las membranas con albúmina sérica bovina al 3% durante 60 min.
  5. Incubar durante la noche a 4 °C con factor de necrosis tumoral alfa (TNF-α, diluciones 1:1000), gliceraldehído-3-fosfato deshidrogenasa (GAPDH, diluciones 1:2.000) y factor 1 alfa inducible por hipoxia (HIF-1α, diluciones 1:1.000). Incubar membranas con anticuerpos secundarios apropiados durante 1 h.
  6. Detecte la expresión de proteínas utilizando un kit de sustrato de quimioluminiscencia (ECL) mejorado y visualice con un sistema de fotoimágenes digitales.

8. Análisis estadístico

  1. Presente los datos como media ± error estándar de la media (SEM) y realice un análisis estadístico utilizando el análisis de varianza unidireccional (ANOVA), seguido de la prueba post hoc de Tukey para determinar las diferencias entre múltiples grupos. Interprete los resultados como estadísticamente significativos cuando p < 0,05.

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Resultados

Evaluación de la actividad locomotora y las lesiones neuronales en ratones MCAO primeros y recurrentes
En los primeros procedimientos MCAO, se insertó un monofilamento de nailon recubierto de caucho de silicona desde el ECA, ICA a MCA durante 40 min. El flujo sanguíneo cerebral (CBF) pudo ser detectado para caer visiblemente (gotas <30% de la línea de base) por el equipo Laser Doppler, cuando el filamento permanecía en el área de MCA. En este procedimiento, todos los ...

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Discusión

El accidente cerebrovascular sigue siendo la segunda causa principal de mortalidad y discapacidad en todo el mundo, con un alto riesgo de accidente cerebrovascular recurrente. Actualmente, a pesar de los avances en el desarrollo de tecnología y estrategias médicas, la prevención del accidente cerebrovascular y su recurrencia sigue siendo insuficiente para mejorar. En las últimas décadas, varios modelos de estudio de accidente cerebrovascular se han utilizado ampliamente en la investigaci...

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Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que declarar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado técnicamente por los equipos del Centro Nacional de Animales de Laboratorio y apoyado financieramente por subvenciones de la Fundación del Hospital Universitario Nacional de Taiwán, Taiwán (112-S0074), el Hospital de la Universidad Médica de China, Taiwán (CMU113-S-06) y el Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología, Taipei, Taiwán (112-2314-B-002 -219).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Sutura de seda 6-0  Shin-Teh Inc. ADVERTENCIA.ST1N-ST6
Cortador cerebral de ratón coronal de 1 mmThermo Fisher Scientific Inc., EE. UU.V11335
Máquina de pelo de animalesMÁS URBANO. Inc. ADVERTENCIAMB033
Cortador de cerebro de ratón coronalInstrumento Zivic. Inc USA BSMAS001-1
Sistema digital de foto-imagenAzure Biosystem, Inc., Dublín, CA, EE. UU.Azure -300
Cauterizador bipolar electrónicoIndiamartAARON 940
Placa térmica electrónicaReptizooAHM23
Pomada para ojosLodi Veterinary Care. NOS17033-21-38
Detector Doppler láserInstrumentos moros Reino Unido y nbsp;moorVMS-LDF1-HP
Adaptador de sonda Doppler láserThermo Fisher Scientific Inc.05-700-76
Detector de actividad locomotora Orchid scientific Inc.Todo software de seguimiento de Laberintos.
(Sistema All Laberinto)Orchid scientific Inc.Trackezi. ver 7.39
Pinza microvascular para vasosShin-Teh Inc. ADVERTENCIA.ST-M104
Tijeras microquirúrgicas para vasosShin-Teh Inc. ADVERTENCIA.ST-V108
Monitor de frecuencia respiratoriaSDR Scientific Ltd. EE. UU.SAR-830/AP
Monofilamento de nylon recubierto de silicona con cauchoFisher ScientificNC1773962
Pinzas cutáneasShin-Teh Inc. ADVERTENCIA.ST-H212
Tijeras de pielShin-Teh Inc. ADVERTENCIA.ST-S014PK
Hisopo de algodón estérilGanador Médico401 003
Sistema de transferenciaSistema semi-seco. Laboratorio Bio-rad, EE. UU.)1703940
Químicos
10% povidona– Disolución de yodoYoshida Pharmaceutical Co., Ltd JAPPVP– I  10%
Solución de etanol al 75%  Sigma-Aldrich. Estados Unidos111727
AmoxicilinaSigma-Aldrich, EE.UU. y NBSP;A5955
Albúmina sérica bovinaSigma-Aldrich, EE. UU.A2153
CarprofenoPlexx Inc. Reino UnidoMD150-2
Anticuerpo GAPDHSanta Cruz Biotechnology, CA, EE. UU.SC-32233
H& Solución EBioPioneer Tech. CO. TWG1005
Anticuerpo alfa de factor 1 inducible por hipoxiaTecnología de Señalización Celular, MA, EE. UU.#36169
Isoflurano (anestésico)Ciencias de la VidaR510-22-10
Solución fisiológica normal estérilNova-Tech Inc. EE. UU.1760RX
Factor de necrosis tumoral alfaTecnología de Señalización Celular, MA, EE. UU.#3707

Referencias

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Formal Correction: Erratum: Investigating Ischemic Stroke Recurrent Injury in a Secondary Middle Cerebral Artery Occlusion Model in Mouse
Posted by JoVE Editors on 1/01/1970. Citeable Link.

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Ictus recurrentemodelo de rat n MCAOrecurrencia del ictusd ficits neuroconductualesactividad locomotoramarcadores inflamatoriosevaluaci n histopatol gicaterapias neuroprotectoras

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