Artículo de método

Imágenes cardíacas funcionales en embriones de pez cebra mediante microscopía estándar y análisis de video: aplicaciones en investigación ambiental y biomédica

DOI:

10.3791/68941

⸱

10 de octubre de 2025

 ,  ,  ,  , 
1Medical Faculty, Department of Pathophysiology, University of Belgrade, 2Faculty of Electronic Engineering, University of Nis

En este artículo

Aviso de erratum

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo describe un método de microscopía óptica de bajo costo para evaluar la morfología y función cardíaca en embriones de pez cebra, lo que permite una evaluación reproducible de la cardiotoxicidad del desarrollo sin la necesidad de sistemas de imágenes avanzados.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El pez cebra (Danio rerio) se usa ampliamente como modelo de vertebrados en la investigación cardiovascular debido a su similitud genética con los humanos, transparencia óptica durante el desarrollo temprano y susceptibilidad a imágenes in vivo . Este manuscrito presenta un protocolo estandarizado y accesible para evaluar la morfología y función cardíaca en embriones de pez cebra a las 96 h después de la fertilización (hpf) utilizando microscopía de luz de campo claro. El método incluye la recolección de embriones, el cribado morfológico, la inmovilización en agarosa, la grabación en video del corazón latiendo y el análisis basado en imágenes de parámetros cardíacos como las dimensiones ventriculares, el volumen sistólico, la frecuencia cardíaca, la fracción de eyección y el gasto cardíaco. Los cálculos se basan en aproximaciones geométricas del ventrículo utilizando software de código abierto (por ejemplo, ImageJ, Zembryo Analyzer). El protocolo permite la evaluación cuantitativa del rendimiento cardíaco utilizando equipos ampliamente disponibles, lo que lo hace adecuado para laboratorios con recursos limitados y exámenes de alto rendimiento. En este estudio, se analizaron 96 larvas de pez cebra hpf registrando el latido del corazón bajo un microscopio óptico. Los parámetros cardíacos clave medidos incluyeron dimensiones ventriculares, que se utilizaron para calcular el volumen sistólico y la frecuencia cardíaca, determinados por latidos por minuto. A partir de estos, se derivaron la fracción de eyección y el gasto cardíaco para evaluar el rendimiento cardíaco general. Los resultados representativos de embriones sanos demostraron una contracción ventricular constante e índices funcionales robustos, mientras que los embriones expuestos al cadmio mostraron una morfología cardíaca deteriorada y un gasto cardíaco significativamente reducido. En general, el método es importante para detectar la cardiotoxicidad del desarrollo y proporciona un enfoque reproducible y no invasivo para evaluar la función cardíaca in vivo durante el desarrollo temprano del pez cebra.

Introducción

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

El pez cebra (Danio rerio) se ha convertido en un organismo modelo vertebrado prominente en la investigación cardiovascular debido a su homología genética con los humanos, la fertilización externa, la transparencia óptica de los embriones y el rápido desarrollo 1,2. Estas características, combinadas con la rentabilidad y la escalabilidad, hacen que el pez cebra sea particularmente adecuado para el estudio de la morfogénesis cardíaca temprana, los defectos cardíacos congénitos y la cardiotoxicidad del desarrollo3. Su relevancia se ve reforzada por la alta conservación de genes y vías de señalización que regulan el desarrollo del corazón en especies de vertebrados4. En particular, los modelos de pez cebra han contribuido sustancialmente a comprender la base genética y fisiológica de la formación, remodelación y función del corazón en condiciones normales y patológicas 5,6.

Estructuralmente, el corazón del pez cebra está compuesto por una sola aurícula y un solo ventrículo, conectados de manera lineal, sin la septación típica del corazón de cuatro cámaras de los mamíferos. A pesar de esto, el corazón del pez cebra recapitula aspectos clave de la fisiología cardíaca humana, incluida la presencia de capas endocárdicas y miocárdicas, un sistema de conducción cardíaca, actividad contráctil rítmica y regulación por factores neurohormonales 7,8. Es importante destacar que el corazón del pez cebra exhibe eventos morfogenéticos clave, incluido el bucle hacia la derecha del tubo cardíaco y la posterior expansión y delineación de las cámaras cardíacas, que se asemejan a las del desarrollo embrionario humano9. Además, el corazón del pez cebra mantiene muchas de las propiedades electrofisiológicas y hemodinámicas observadas en los vertebrados superiores, incluida la propagación del potencial de acción, la modulación de la contractilidad y la dinámica del ciclo del calcio7.

Dadas estas similitudes, el pez cebra se ha convertido en un modelo fundamental en toxicología, especialmente para evaluar cómo las exposiciones químicas afectan el desarrollo y la función del corazón10. Sin embargo, una de las principales limitaciones en este campo sigue siendo la dependencia de técnicas de imagen técnicamente exigentes. Los métodos convencionales de alta resolución, como la microscopía confocal o de hoja de luz, o las líneas transgénicas que expresan marcadores cardíacos fluorescentes, aunque potentes, son costosos y requieren una infraestructura técnica significativa11. Estas limitaciones limitan la implementación más amplia del fenotipado cardíaco basado en el pez cebra, particularmente en entornos con recursos restringidos o para aplicaciones que requieren detección de alto rendimiento12.

Por lo tanto, existe una creciente necesidad de enfoques metodológicos que permitan una evaluación confiable de la función cardíaca utilizando instrumentación ampliamente disponible. La literatura existente contiene ejemplos de tales métodos simplificados, incluidas las imágenes basadas en microscopía óptica o de campo claro combinadas con mediciones manuales o semiautomatizadas13,14. Sin embargo, estas técnicas no siempre están estandarizadas y a menudo varían entre los grupos de investigación en términos de protocolo, tiempo y parámetros de análisis de imágenes. Esta variabilidad dificulta la reproducibilidad y limita el valor comparativo entre estudios, particularmente en campos como la embriotoxicología, la farmacología o la ecotoxicología, donde los criterios de valoración cardiovasculares cuantitativos se utilizan cada vez más como indicadores de seguridad del desarrollo15.

En este contexto, el pez cebra ofrece un modelo valioso para detectar cardiotoxicidad en el desarrollo in vivo. Las agencias reguladoras y los consorcios científicos han reconocido cada vez más la relevancia del pez cebra en esta área, especialmente dada su capacidad para detectar cambios sutiles en la función cardíaca que pueden preceder a malformaciones estructurales o letalidad14. El embrión transparente permite la visualización directa del latido del corazón, lo que permite una evaluación en vivo y resuelta en el tiempo del rendimiento cardíaco sin necesidad de procedimientos invasivos. Además, la simplicidad de la anatomía cardíaca del pez cebra facilita la cuantificación de la dinámica auricular y ventricular, incluidas las dimensiones de la cámara y los parámetros del accidente cerebrovascular, utilizando técnicas básicas de imagen15.

El objetivo general del método descrito en este artículo es proporcionar un enfoque accesible y reproducible para la evaluación morfofuncional del rendimiento cardíaco embrionario del pez cebra utilizando microscopía óptica estándar. Al centrarse en la adquisición de video simple y el análisis de imágenes post hoc, la técnica tiene como objetivo llenar el vacío metodológico entre las imágenes de alta resolución y la puntuación observacional cualitativa. Este protocolo es adaptable a diversos entornos de laboratorio y niveles de recursos, y es especialmente aplicable a estudios toxicológicos, farmacológicos o genéticos centrados en la evaluación de la función cardíaca.

Además de sus ventajas prácticas, el protocolo contribuye al campo al ofrecer un flujo de trabajo consolidado paso a paso que combina técnicas de uso común en una sola canalización reproducible. Si bien existen enfoques similares en la literatura, pocos proporcionan este nivel de integración con la documentación visual, lo que puede respaldar una adopción y estandarización más amplias.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Protocolo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos los procedimientos que involucran embriones de pez cebra se llevaron a cabo de acuerdo con las pautas institucionales de cuidado y uso de animales aprobadas por el comité de ética local. La cría de pez cebra y la manipulación de embriones se realizaron de conformidad con la Directiva Europea 2010/63/UE relativa a la protección de los animales utilizados para fines científicos. Los reactivos y el equipo utilizado en este estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Mantenimiento del pez cebra y recolección de embriones

  1. Mantener al pez cebra adulto (Danio rerio) en un sistema de recirculación de acuarios a 28 °C± 1 °C bajo un ciclo de 14 h de luz/10 h de oscuridad.
  2. Alimente a los peces tres veces al día con un alimento comercial en escamas o granular con alto contenido de proteínas adecuado para el pez cebra.
  3. Al final de la tarde, transfiera el pez cebra adulto a tanques de cría equipados con una malla transparente para separar a los peces del fondo del tanque. Use una proporción de macho a hembra de 2: 3, separados durante la noche por un divisor extraíble.
  4. A la mañana siguiente, retire el divisor y agregue 50-100 ml de agua fría del acuario para desencadenar el desove.
  5. Después de la fertilización (dentro de los 30-60 minutos), retire los peces adultos del tanque de cría para evitar la depredación de embriones.
  6. Recoja los embriones con una pipeta de plástico Pasteur y transfiéralos a placas de Petri estériles llenas de medio embrionario E3.
    NOTA: El medio embrionario E3 es una solución salina tamponada que imita la composición iónica del líquido extracelular del pez cebra. Prepare el medio E3 disolviendo 580 mg de NaCl, 27 mg de KCl, 97 mg de CaCl2·2H2O y 163 mg de MgCl2·6H2O en aproximadamente 800 ml de agua destilada ultrapura. Ajuste el pH a 7,2 usando 1 N de NaOH o HCl. Una vez que el pH esté ajustado y estable, lleve el volumen total a 1,000 ml con agua destilada. Esterilice la solución filtrándola a través de un filtro de membrana de 0,22 μm. Agregue 100 μL de azul de metileno al 1% por litro para prevenir el crecimiento de hongos. Almacene el medio E3 preparado a 4 °C y tiríptalo a temperatura ambiente antes de usarlo.
  7. Incubar embriones a 28,5 °C en un incubador con un ciclo controlado de luz/oscuridad (14 h/10 h).
    NOTA: Limite el número de embriones por placa de Petri (por ejemplo, 50 por placa de 100 mm) para evitar el hacinamiento, que puede causar hipoxia y defectos de desarrollo.
  8. Reemplace el medio E3 diariamente para mantener condiciones óptimas de desarrollo.

2. Selección de embriones morfológicamente normales

  1. Aproximadamente 6 h después de la fertilización (hpf; tiempo transcurrido desde la fertilización), transfiera los embriones fertilizados a una placa de Petri limpia que contenga medio E3 fresco.
  2. Examine los embriones bajo un microscopio estereoscópico con un aumento de 40x.
  3. Deseche cualquier embrión que muestre signos de anomalía del desarrollo, incluidos:
    1. Embriones coagulados: Identifican por su apariencia opaca o blanca, textura granular y ausencia de estructuras internas distinguibles. La coagulación es un signo de inviabilidad y generalmente ocurre dentro de las primeras horas después de la fertilización.
    2. Retraso en el desarrollo: Excluye los embriones que no han progresado a la etapa morfológica esperada (por ejemplo, falta de epibolia o disposición celular irregular), lo que sugiere una viabilidad deteriorada.
    3. Anomalías en el saco vitelino: Busque sacos vitelinos rotos, irregulares o asimétricos que puedan indicar un desarrollo defectuoso o un desequilibrio osmótico.
    4. Malformaciones externas: Excluye embriones con ejes corporales retorcidos, distribución irregular de la masa celular o formas anormales del corion.
    5. Mala integridad del corion: Absténgase de usar los embriones con coriones colapsados, arrugados o rotos, ya que pueden estar sujetos a estrés mecánico u osmótico.
  4. Retenga solo embriones que cumplan con todos los siguientes criterios: (1) Forma corporal transparente y simétrica, (2) Progresión uniforme de la epibolia con capas celulares suaves, (3) Blastodermo claramente visible y corion esférico intacto.
    NOTA: A 6 hpf, un embrión de pez cebra morfológicamente normal tiene forma de cúpula con un blastodermo claramente definido que envuelve la parte superior de la yema. El citoplasma debe estar distribuido uniformemente, sin manchas granulares y sin signos de fragmentación o aglutinación.

3. Imágenes cardíacas mediante microscopía óptica

  1. A 96 hpf, monte embriones individualmente en placas de Petri con fondo de vidrio de 35 mm llenas de medio E3.
  2. Preparar agarosa de bajo punto de fusión al 1,2% en medio E3 y precalentar a 37-38 °C. Mantenga la temperatura usando un bloque de calor o un baño de agua.
  3. Incruste cada embrión en agarosa y oriéntelo suavemente lateralmente con fórceps finos antes de que la agarosa se solidifique.
    NOTA: Asegúrese de que el corazón sea claramente visible y esté orientado lateralmente, con la aurícula y el ventrículo en el mismo plano focal.
  4. Utilice un microscopio de luz invertida equipado con una cámara digital para grabar videos de alta resolución de 30 s enfocados específicamente en la región cardíaca de los embriones de pez cebra. Capture videos con un aumento del 40× o del 100× para garantizar una visualización clara de las estructuras cardíacas y los latidos del corazón.
    1. Grabe los videos a una velocidad de fotogramas de 30 cuadros por segundo (fps) en formatos sin comprimir o mínimamente comprimidos (por ejemplo, AVI o MOV) para preservar la calidad de la imagen y permitir un análisis preciso de la dinámica del movimiento cardíaco. Esta configuración permite una evaluación detallada de parámetros funcionales como la frecuencia cardíaca, el ritmo de contracción y la morfología de la cámara.

4. Análisis de imágenes y medición de la función cardíaca

  1. Mediciones manuales en ImageJ
    1. Importar videos. Abra videos en ImageJ usando Archivo > Importar > AVI. Si es necesario, convierta el video en una pila de imágenes a través de Pilas de > de imágenes > Convertir imágenes a pila.
    2. Calibrar la escala de medición. Utilice Analizar > Establecer escala, introduzca el diámetro de campo conocido (por ejemplo, 4 mm para un objetivo de 10×) y active la opción Global para aplicar la escala en todas las mediciones.
    3. Definir regiones de interés (ROI). Utilice las herramientas de ROI (línea, polígono, rectángulo) para marcar los ejes ventriculares largo y corto durante la sístole final y la diástole final (Figura 1). Administre los ROI a través de Analyze > Tools > ROI Manager.
  2. Medir los diámetros y las áreas para calcular los parámetros funcionales (Archivo complementario 1)
    1. Determine el área de la superficie ventricular (usando la aproximación de la elipse) usando la Ecuación 1:
      VA = ((D_L - D_S)/2) × π (1)
      Donde DL = diámetro largo, DS = diámetro corto.
    2. Estimar el volumen ventricular en SU y ES utilizando la fórmula de volumen elipsoide (Ecuación 2)
      VV = (1/6) × π × D_L × D_S² (2)
    3. Calcule el cambio de área fraccionaria (FAC) y el acortamiento fraccionario (FS) usando la Ecuación 3 y la Ecuación 4:
      FAC (%) = ((VAD - VAS) / VAD) × 100 (3)
      FS (%) = ((D_L - D_S) / D_L) × 100 (4)
      Donde DAV = área ventricular en el servicio de urgencias; EVA = área ventricular en ES; DDL = eje largo en ED; DSS = eje corto en ES.
    4. Determine el volumen sistólico (SV) usando la Ecuación 5:
      SV = VVD - VVS (5)
    5. Calcule la fracción de eyección (FE) usando la ecuación 6:
      FE (%) = (SV / VVD) × 100 (6)
  3. Análisis automatizado en ZembryoAnalyzer
    1. Inicie y cargue el video capturado. Abra ZembryoAnalyzer (disponible en: https://github.com/darkopuflovic/ZembryoAnalyser) y use File > Open Video para importar el video deseado.
    2. Realice la detección automática de la región del corazón. Haga clic en el botón Detectar corazón para permitir que el software localice automáticamente la región de interés (ROI) en función de las fluctuaciones de brillo en los fotogramas de video. Ajuste el ROI manualmente si es necesario utilizando herramientas de rectángulo, elipse o polígono.
    3. Realice la estimación automática de la frecuencia cardíaca. Deje que el software analice los cambios de brillo dentro del ROI detectado. La frecuencia cardíaca se calcula identificando picos periódicos de intensidad. El algoritmo aplica filtrado de umbral para eliminar el ruido y los falsos positivos, lo que garantiza una detección precisa del ritmo.
    4. Exporte los resultados. Exporta los datos de frecuencia cardíaca y los gráficos de intensidad correspondientes usando Exportar > PDF o Exportar > Excel. Opcionalmente, guarde los datos sin procesar en formato CSV o JSON para el procesamiento estadístico posterior.
  4. Calcule el gasto cardíaco (GC) usando la ecuación 7:
    CO = SV × HR (7)

5. Evaluación de la aplicabilidad del protocolo en los ensayos de cardiotoxicidad con sustancias tóxicas

  1. Pesar el cloruro de cadmio y preparar una solución de trabajo disolviéndola directamente en medio E3 hasta una concentración final de 3 mg/L.
  2. Transfiera los embriones a placas de Petri que contienen la solución de cadmio a las 24 h después de la fertilización (hpf).
  3. Incubar los embriones en la solución de cadmio hasta 96 hpf a 28 °C± 1 °C con un ciclo de luz de 14 h / 10 h de oscuridad.
  4. Reemplace la solución de cadmio diariamente para mantener una exposición constante.
  5. A 96 hpf, grabar videos cardíacos de alta resolución, como se describió anteriormente, de los embriones para su posterior medición y análisis de los parámetros de la función cardíaca.
    NOTA: Utilice este protocolo de exposición al cadmio para simular la toxicidad cardíaca del desarrollo en embriones de pez cebra, como se describe en un estudio anterior16.

6. Gestión de datos y réplicas

  1. Registre todas las mediciones en hojas de cálculo estructuradas. Incluya la identificación del embrión, el grupo de tratamiento y todos los parámetros calculados.
  2. Asegúrese de que se analicen al menos 20-30 embriones por grupo para verificar la confiabilidad estadística.
    NOTA: Las grabaciones de video de la región cardíaca se pueden almacenar y analizar en un momento posterior sin comprometer la precisión de las mediciones morfométricas o funcionales. En nuestras comparaciones internas, los resultados de los análisis inmediatos y diferidos fueron consistentes en todos los parámetros cardíacos clave, lo que respalda la reproducibilidad de la evaluación tardía basada en video.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Resultados

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo permite el análisis cuantitativo del desarrollo cardíaco del pez cebra a las 96 h después de la fertilización (hpf), incluidos parámetros estructurales y funcionales como el tamaño del ventrículo, la contractilidad, el volumen sistólico y la fracción de eyección.

La Figura 2 muestra imágenes representativas de campo claro del ventrículo del pez cebra al final de la diástole (DE) y al final de la sístole (ES), junto ...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Discusión

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uno de los pasos importantes de este protocolo es la identificación y selección precisas de embriones morfológicamente normales a las 6 h después de la fertilización (hpf). Los embriones que muestran signos de coagulación, retraso en el desarrollo o anomalías estructurales pueden comprometer significativamente la consistencia y la interpretabilidad de las mediciones cardiovasculares. La extracción temprana de embriones no viables o malformados garantiza una línea de base confiable para e...

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabajo fue financiado por el Ministerio de Ciencia, Desarrollo Tecnológico e Innovación de la República de Serbia, a través de un acuerdo de financiación institucional con la Facultad de Medicina de la Universidad de Belgrado, para la implementación y financiación de actividades de investigación en 2025. El número de registro del contrato para la financiación institucional en 2025 es 451-03-137/2025-03/200110. Solicitamos amablemente que este número se incluya en los agradecimientos de todas las publicaciones que surjan de los subproyectos aprobados.

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
0,22 & micro; Filtro de membrana mMilliporeSLGP033RS0,22 & micro; Filtro de membrana m
Solución HCl de 1 NSigma-Aldrich320331Solución de ácido clorhídrico para ajustar el pH
Solución NaOH 1 NSigma-Aldrich72068Solución de hidróxido de sodio para ajustar el pH
Pez cebra adulto (Danio rerio)Instalación local de críaN/AOrganismo modelo
Acuarios de cría con malla//Separación de adultos para la puesta de ove
CaCl?· ¿2H? OSigma-AldrichC5670Dihidrato de cloruro de calcio, grado reactivo
Cloruro de cadmioSigma-Aldrich202908Tóxico usado para la exposición a 3 mg/L
Alimentación comercial para peces cebraMini Gran, Nutri Pet, Gornji Milanovac/Alimento en escamas o granular de alto contenido proteico adecuado para peces cebra
Cámara digital (microscopio)Fotónica HamamatsuORCA-Flash4.0 V3Cámara para grabación de vídeo a 30 fps
Bloque de calorEppendorf5382000010Dispositivo de calefacción con control de temperatura
ImageJ SoftwareNIHhttps://imagej.nih.gov/ij/Software de procesamiento de imágenes de código abierto
Microscopio de luz invertidaNikonTi2-EMicroscopio con cámara digital, 40 y más veces; y 100 y más veces; Objetivos
KClSigma-AldrichP3911Cloruro de potasio, grado reactivo
Agarosa en punto de fusión bajo (1,2%)Thermo Fisher Scientific16520050Para incrustar embriones
Azul de metileno (1%)Sigma-AldrichM9140Agente antifúngico añadido al medio E3
MgCl?· ¿6H? OSigma-AldrichM9272Cloruro de magnesio hexahidrato, grado reactivo
NaClSigma-AldrichS9888Cloruro de sodio, grado reactivo
Placas de Petri estériles (100 mm)Corning430167Placas de Petri de plástico para el cultivo de embriones
Placas de Petri estériles (35 mm)Corporación MatTekP35G-1.5-14-CPlacas de Petri con fondo de cristal para montar embriones
Agua destilada ultrapuraMilliporeReferencia Milli-QAgua para la preparación de la solución
ZembryoAnalyzer SoftwareGitHub (Darko Puflovic)https://github.com/darkopuflovic/ZembryoAnalyserSoftware de análisis de función cardíaca

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Patton, E. E., Zon, L. I., Langenau, D. M. Zebrafish disease models in drug discovery: from preclinical modelling to clinical trials. Nat RevDrug Discov. 20 (8), 611-628 (2021).
  2. Adhish, M., Manjubala, I. Effectiveness of zebrafish models in understanding human diseases-A review of models. Heliyon. 9 (3), e14129(2023).
  3. Narumanchi, S., et al. Zebrafish heart failure models. Front Cell Dev Biol. 9, 662583(2021).
  4. Clément, Y., Torbey, P., Gilardi-Hebenstreit, P., Crollius, H. R. Enhancer-gene maps in the human and zebrafish genomes using evolutionary linkage conservation. Nucleic Acids Res. 48 (5), 2357-2371 (2020).
  5. Kemmler, C. L., Riemslagh, F. W., Moran, H. R., Mosimann, C. From stripes to a beating heart: Early cardiac development in zebrafish. J Cardiovasc Dev Dis. 8 (2), 17(2021).
  6. Bowley, G., et al. Zebrafish as a tractable model of human cardiovascular disease. Br J Pharmacol. 179 (5), 900-917 (2022).
  7. Echeazarra, L., Hortigón-Vinagre, M. P., Casis, O., Gallego, M. Adult and developing zebrafish as suitable models for cardiac electrophysiology and pathology in research and industry. Front. Physiol. 11, 607860(2021).
  8. Foo, Y. Y., et al. Effects of extended pharmacological disruption of zebrafish embryonic heart biomechanical environment on cardiac function, morphology, and gene expression. Dev Dyn. 250 (12), 1759-1777 (2021).
  9. M Männer, J. The functional significance of cardiac looping: comparative embryology, anatomy, and physiology of the looped design of vertebrate hearts. J Cardiovasc Dev Dis. 11 (8), 252(2024).
  10. Park, H., Yun, B. H., Lim, W., Song, G. Dinitramine induces cardiotoxicity and morphological alterations on zebrafish embryo development. AquatToxicol. 240, 105982(2021).
  11. Schlaeppi, A., Graves, A., Weber, M., Huisken, J. Light sheet microscopy of fast cardiac dynamics in zebrafish embryos. J Vis Exp. 174, e62741(2021).
  12. Motta, E. R. Development of microscopy strategies for rapid imaging of zebrafish heart development. Doctoral dissertation. , Université de Strasbourg. https://theses.fr/2020STRAJ043 (2020).
  13. Spomer, W., Pfriem, A., Alshut, R., Just, S., Pylatiuk, C. High-throughput screening of zebrafish embryos using automated heart detection and imaging. J Lab Autom. 17 (6), 435-442 (2012).
  14. Santoso, F., et al. An overview of methods for cardiac rhythm detection in zebrafish. Biomed. 8 (9), 329(2020).
  15. Teixidó, E., et al. Automated morphological feature assessment for zebrafish embryo developmental toxicity screens. Toxicol Sci. 167 (2), 438-449 (2019).
  16. Mitovic, N., et al. Cadmium significantly changes major morphometrical points and cardiovascular functional parameters during early development of zebrafish. Environ Toxicol. Pharmacol. 87, 103723(2021).
  17. Schindelin, J., et al. Fiji: An open-source platform for biological-image analysis. Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  18. Spomer, W., Pfriem, A., Alshut, R., Just, S., Pylatiuk, C. High-throughput screening of zebrafish embryos using automated heart detection and imaging. J Lab Autom. 17 (6), 435-442 (2012).
  19. Hou, J. H., Kralj, J. M., Douglass, A. D., Engert, F., Cohen, A. E. Simultaneous mapping of membrane voltage and calcium in zebrafish heart in vivo reveals chamber-specific developmental transitions in ionic currents. Front Physiol. 5, 344(2014).
  20. Liebling, M., et al. Four-dimensional cardiac imaging in living embryos viapostacquisition synchronization of nongated slice sequences. J Biomed Opt. 10 (5), 054001(2005).
  21. Hernandez, R. E., Galitan, L., Cameron, J., Goodwin, N., Ramakrishnan, L. Delay of initial feeding of zebrafish larvae until 8 days postfertilization has no impact on survival or growth through the juvenile stage. Zebrafish. 15 (5), 515-518 (2018).
  22. Sargazi, S., et al. Fluorescent-based nanosensors for selective detection of a wide range of biological macromolecules: A comprehensive review. Int J Biol Macromol. 206, 115-147 (2022).
  23. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14 (10), 721-731 (2015).
  24. Bakkers, J. Zebrafish as a model to study cardiac development and human cardiac disease. Cardiovasc Res. 91 (2), 279-288 (2011).
  25. Choi, T. Y., Choi, T. I., Lee, Y. R., Choe, S. K., Kim, C. H. Zebrafish as an animal model for biomedical research. Exp Mol Med. 53 (3), 310-317 (2021).
  26. Aleström, P., et al. Zebrafish: Housing and husbandry recommendations. Lab Anim. 54 (3), 213-224 (2020).

Acceso restringido. Inicie sesión o comience una prueba gratuita para ver este contenido.

Reimpresiones y permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este artículo de JoVE

Solicitar permiso

Erratum

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formal Correction: Erratum: Functional Cardiac Imaging in Zebrafish Embryos Using Standard Microscopy and Video Analysis: Applications in Environmental and Biomedical Research
Posted by JoVE Editors on 2/09/2026. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/68941

Etiquetas

Zebrafish Cardiac ImagingCardiac Function AnalysisBrightfield MicroscopyVideo AnalysisVentricular DimensionsStroke VolumeHeart RateEjection FractionCardiac OutputEmbryonic Cardiotoxicity

Artículos relacionados