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Artículo de método

Preparación y evaluación del modelo de insuficiencia ovárica prematura en ratones

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DOI:

10.3791/69000

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19 de septiembre de 2025

 , 
1The First Hospital of Anhui University of Science and Technology'

En este artículo

Resumen

Este protocolo delinea un método para construir un modelo de ratón con insuficiencia ovárica prematura mediante inyección de ciclofosfamida. El modelo replica de manera efectiva, fácil y adaptable la progresión patológica de la insuficiencia ovárica prematura humana, demostrando una alta confiabilidad y rentabilidad.

Resumen

La insuficiencia ovárica prematura (IOP) es una condición crítica que conduce a la infertilidad femenina, lo que requiere modelos animales confiables para la investigación mecanicista y terapéutica. Aquí, presentamos un protocolo estandarizado para establecer y evaluar un modelo de ratón POI inducido por ciclofosfamida (CTX). Se seleccionaron ratones hembra de seis a ocho semanas de edad con ciclos estrales regulares y se sometieron a inyecciones intraperitoneales de CTX: una dosis inicial de 100 mg / kg el día 1, seguida de dosis diarias de 20 mg / kg durante los 14 días siguientes. Los cambios dinámicos en los ciclos estrales se monitorizaron mediante citología vaginal con tinción de Wright. Los niveles séricos de estradiol (E2), hormona estimulante del folículo (FSH) y hormona antimülleriana (AMH) se cuantificaron mediante ELISA para evaluar las alteraciones endocrinas. La histopatología ovárica se evaluó mediante tinción de hematoxilina-eosina (H&E) de secciones incluidas en parafina para cuantificar la atresia folicular, mientras que el análisis inmunohistoquímico de caspasa-3 escindida se realizó para detectar la apoptosis de las células de la granulosa. Los resultados demostraron una ciclicidad estral alterada, niveles significativamente reducidos de E2 y AMH, concentraciones elevadas de FSH, aumento de la atresia folicular y aumento de la apoptosis de las células de la granulosa en ratones tratados con CTX, lo que confirma el éxito del modelado de POI. Este método de construcción de modelos puede imitar en gran medida el mecanismo del daño ovárico inducido por la quimioterapia, presentando características patológicas típicas como el agotamiento de la reserva folicular y los trastornos de las hormonas sexuales. Proporciona una plataforma experimental confiable para revelar el mecanismo de toxicidad reproductiva de la quimioterapia, detectar medicamentos protectores de los ovarios y optimizar las estrategias de preservación de la fertilidad. Además, este modelo es relativamente simple de operar, de bajo costo y tiene un ciclo de producción corto, lo que facilita su realización y popularización. La metodología se alinea con los requisitos de JoVE para demostraciones experimentales visualizables paso a paso.

Introducción

La insuficiencia ovárica prematura (IOP), la forma más prevalente de trastorno del envejecimiento reproductivo femenino, no solo compromete gravemente la salud física y mental de las pacientes a través de los síntomas de deficiencia de estrógenos y la disfunción reproductiva, sino que también eleva los riesgos de desarrollar comorbilidades, incluidas fracturas, trastornos autoinmunes, enfermedades cardiovasculares, diabetes mellitus, etc.1. El desarrollo de estrategias terapéuticas eficientes y seguras se ha convertido en una prioridad urgente en la medicina moderna. Dada la disponibilidad limitada de muestras clínicas, la etiología multifactorial y los altos riesgos éticos asociados con la investigación de POI, se ha vuelto indispensable el establecimiento de modelos animales confiables que permitan la investigación mecanicista sistemática y la validación de la seguridad.

Actualmente, los modelos de daño ovárico inducido por quimioterapia se utilizan ampliamente para estudios de POI. La ciclofosfamida (CTX), un agente alquilante con propiedades inmunosupresoras, ha sido identificado como un potente compuesto gonadotóxico. Su mecanismo implica el daño de la reticulación del ADN para suprimir la proliferación celular2, lo que conduce a la apoptosis de las células de reserva ovárica 3,4. Los modelos basados en CTX recapitulan eficazmente las características clínicas de la POI, incluido el agotamiento del folículo primordial, la hipoestrogenemia y los niveles elevados de hormona estimulante del folículo (FSH). La inyección intraperitoneal de CTX en ratones ofrece claras ventajas: alta biodisponibilidad a través de una rápida absorción peritoneal, operatividad estandarizada con mínima variabilidad técnica y rentabilidad para estudios a gran escala. En particular, la estructura ovárica de los ratones es muy similar a la de los humanos, lo que facilita la observación dinámica del agotamiento folicular y los cambios hormonales. Además, los ratones son de bajo costo y tienen una tasa de reproducción rápida, cumpliendo con los requisitos para estudios de muestras a gran escala.

A pesar de estas ventajas, la heterogeneidad en los regímenes de dosificación de CTX (p. ej., bolo único versus inyecciones fraccionadas) y las ventanas de administración temporal han llevado a resultados de modelado inconsistentes en todos los estudios. Para abordar esta brecha, presentamos un protocolo sistemático que optimiza la dosis de CTX y la frecuencia de administración para la inducción de POI en ratones. Este estudio tiene como objetivo establecer un modelo reproducible a través de la evaluación cuantitativa del agotamiento de la reserva ovárica, la desregulación hormonal y los correlatos histopatológicos, proporcionando así una plataforma sólida para la exploración mecanicista y el cribado terapéutico.

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Protocolo

Este protocolo ha sido revisado y aprobado por el Comité de Ética de Anhui Shendong Biotechnology Development Co., Ltd. (Número de ética: SDLL202502281). Este estudio se adhiere a las pautas de los Institutos Nacionales de Salud sobre el cuidado y uso de roedores de laboratorio en todos los procedimientos de experimentación con animales. Los ratones hembra C57BL/6 utilizados en este experimento tenían entre 6 y 8 semanas de edad y se mantenían en condiciones específicas libres de patógenos (SPF). Como cepa endogámica y subcepa del linaje C57, los ratones C57BL/6 se caracterizan por su pelaje negro. Antes de la experimentación, los ratones se aclimataron durante una semana en el laboratorio de animales en condiciones controladas de temperatura y humedad, con un ciclo de luz/oscuridad de 12 h para imitar los ritmos circadianos naturales. A lo largo del período de aclimatación, los ratones tuvieron acceso ad libitum a alimentos y agua.

1. Preparación de animales

NOTA: Seleccione 24 ratones hembra C57BL/6 de grado SPF de 6 a 8 semanas de edad con ciclos estrales normales. Recoja el líquido de lavado vaginal de los ratones a las 9:00 a.m. durante 10 días consecutivos para preparar frotis de células vaginales exfoliadas. Observe los ciclos estrales y elija los ratones que tengan al menos un ciclo continuo y completo.

  1. Permita que los ratones se aclimaten al medio ambiente durante 1 semana antes de los experimentos. Marque a los ratones con un punzón en la oreja después del período de adaptación. Registre las medidas de peso corporal inmediatamente después de marcar.
  2. Agarre firmemente a los ratones hasta que se produzca la micción natural inducida por el estrés. Inmovilizar pellizcando la piel dorsal del cuello entre el pulgar y el índice de la mano izquierda. Coloque la cabeza del ratón hacia abajo para exponer completamente la región abdominal.
  3. Cargue una punta de pipeta estéril en una micropipeta. Aspirar 10 μL de solución salina fisiológica estéril. Realice tres ciclos de lavado secuenciales a través del canal vaginal. Retenga el líquido de lavado dentro de la punta de la pipeta.
  4. Distribuya uniformemente el líquido de lavado en el portaobjetos de vidrio del microscopio. Seque completamente los portaobjetos al aire a temperatura ambiente. Fije las células sumergiéndolas en etanol al 95% para su conservación. Etiquete los portaobjetos de forma exhaustiva con parámetros experimentales y mantenga un almacenamiento protegido en cajas de portaobjetos a prueba de luz a 4 °C cuando no esté procesando.
  5. Protocolo de tinción de Wright
    1. Sumerja los portaobjetos en etanol al 95% (durante 3-10 min). Enjuague bien bajo el chorro de agua destilada.
    2. Transfiera los portaobjetos a través de un baño de etanol al 95% (1 min de duración).
    3. Raspe la película oxidada de la superficie de la solución de hematoxilina con papel de filtro limpio. Sumerja los portaobjetos en hematoxilina filtrada (durante 5 min).
    4. Enjuague los portaobjetos con agua destilada. Sumergir brevemente (<1 s) en solución de HCl al 1%. Completo con un enjuague prolongado con agua destilada.
    5. Prepare la tinción mezclada con soluciones Orange G y EA50. Manche los portaobjetos en la mezcla (durante 3 min).
    6. Pasar los portaobjetos a través de tres baños secuenciales de etanol al 95% (intervalos de 5 s).
    7. Tratar con xileno en dos etapas (2 min cada una).
      NOTA: Opere dentro de una campana extractora para evitar la inhalación de vapor de xileno. Cierre los envases inmediatamente después de su uso.
    8. Conserve permanentemente las muestras utilizando un medio de montaje de resina neutra
  6. Al leer el portaobjetos bajo el microscopio, identifique las células con citoplasma rosa pálido y núcleos de color púrpura oscuro como células epiteliales nucleadas, células rosadas pálidas irregulares escamosas no nucleadas como células epiteliales queratinizadas y pequeñas células azules redondas como glóbulos blancos.
    NOTA: Determine la etapa del ciclo estral en función de las siguientes características citológicas: (1) Fase proestro: Células epiteliales nucleadas predominantes. Aparecen como celdas individuales y hojas agrupadas. Presencia escasa de leucocitos (campo de visión del <5%); (2) Fase de celo: Abundantes células epiteliales queratinizadas anucleadas. Características: morfología aplanada grande con bordes irregulares. Casi ausencia de leucocitos y células nucleadas (<2% combinados); (3) Fase de metestro: Disminución de la población de células queratinizadas. Infiltración leucocitaria emergente. Reaparición de células epiteliales nucleadas (composición del 20%-40%); (4) Fase de diestro: leucocitos dominantes y células nucleadas (>80%). Ausencia virtual de células queratinizadas (<1%)5. Consulte el atlas citológico estandarizado en la Figura 1 para la verificación del patrón.
  7. Organice y analice los datos y seleccione 24 ratones con ciclos estrales normales.

2. Preparación de la inyección de ciclofosfamida

NOTA: La ciclofosfamida es inestable a la luz y debe manipularse en la oscuridad durante todo el proceso. La ciclofosfamida es tóxica, por lo que se debe usar ropa protectora, guantes de nitrilo de doble capa y máscaras durante la operación.

  1. Agregue 200 mg de polvo estéril de ciclofosfamida de grado farmacéutico a 10 ml de solución salina estéril. Mezclar bien para obtener una solución de ciclofosfamida de 20 mg/ml. Reserve una porción para uso inmediato; preparar concentraciones adicionales con el resto.
  2. Transfiera 200 μL de caldo de 20 mg/mL a un tubo de centrífuga de 1,5 mL envuelto en papel de aluminio. Agregue 800 μL de solución salina estéril para alcanzar 1 mL de volumen total. Mezcla de vórtice durante 30 s para obtener una solución de 4 mg/ml. Prepare 14 alícuotas idénticas (1 ml cada una). Almacenar todas las alícuotas a -20 °C en una rejilla vertical.

3. Inyectar la solución de ciclofosfamida

NOTA: Aleatorice 24 ratones en tres cohortes utilizando un sistema computarizado: (1) EN BLANCO: Sin tratamiento (n = 8); (2) NS: Controles salinos (n = 8); (3) POI: Grupo ciclofosfamida (n = 8). Inyecte a los ratones todas las mañanas a las 9:00. Para el grupo POI, inyecte por vía intraperitoneal 100 mg/kg de solución de ciclofosfamida el primer día y luego inyecte continuamente 20 mg/kg de solución de ciclofosfamida durante los siguientes 14 días. Inyecte intraperitonealmente un volumen igual de solución salina normal en el grupo NS y deje el grupo BALNK sin tratar. Pese todos los ratones antes de cada inyección, todos los días, y recolecte células exfoliadas vaginales para untarlas después de la inyección.

  1. Coloque una bola de algodón empapada en isoflurano con fórceps en un recipiente con cierre. Coloque el ratón dentro del recipiente para anestesia por inhalación de 10 s.
    NOTA: El isoflurano es un anestésico volátil con cierta toxicidad e irritación. Las operaciones deben llevarse a cabo en un ambiente bien ventilado siguiendo protocolos aprobados institucionalmente.
  2. Calcule el volumen de inyección: Peso corporal (g) × 5 = μL. Desinfecte el cuadrante inferior derecho con un hisopo de etanol al 75%. Inserte una aguja de 26 G en un ángulo de 30-45° (orientación biselada hacia arriba). Avance 5 mm a través de la pared abdominal hasta la sensación de "pop". Administre la solución a una velocidad de 50 μL/s.
  3. Coloque los líquidos residuales y el equipo contaminado en contenedores de desechos a prueba de luz etiquetados como "DESECHOS FOTOSENSIBLES". Deseche las bolas de algodón empapadas en isoflurano en recipientes sellados designados con etiquetas transparentes de DESECHOS PELIGROSOS.
  4. Descongele las alícuotas congeladas de 4 mg/ml en un baño de agua a 37 °C (3 min). Recalcule la dosis diaria: Peso corporal (g) × 5 = μL. Verifique la claridad de la solución antes de cargar la jeringa.

4. Recogida de sérum

NOTA: Después de 15 días de inyección de solución de ciclofosfamida, recolecte sangre del vértice del corazón de todos los ratones. Centrifugar para obtener el suero. Los ratones del grupo de control y del grupo NS deben ser muestreados durante la fase de diestro. Los ratones del grupo POI se sometieron a un muestreo emparejado en el tiempo emparejado con ratones del grupo control/NS, confirmados en diestro.

  1. Anestesiar al ratón
    1. Coloque el ratón en una cámara transparente y hermética que contenga una bola de algodón saturada de isoflurano.
    2. Observe el comportamiento del ratón. La pérdida del reflejo de enderezamiento (falta de autocorrección de la postura cuando se gira suavemente en posición supina) indica una inducción adecuada de la anestesia. Este proceso suele requerir 2-3 min.
    3. Retire el mouse del recipiente. Fija su cabeza con la mano izquierda y presiona suavemente el párpado superior con el dedo índice. Sostenga un hisopo de algodón estéril en su mano derecha, sumérjalo en ungüento ocular de eritromicina para recolectar una cantidad de 1-2 mm de diámetro.
      1. Aplique uniformemente la pomada en la superficie del globo ocular y el párpado interno. Cierre el párpado, luego masajee suavemente con la yema del dedo durante 10 s para distribuir la pomada de manera uniforme. Limpie el exceso de ungüento alrededor del ojo con un hisopo de algodón seco.
  2. Coloque el mouse en posición supina sobre una tabla de espuma. Recorta el vello del pecho con unas tijeras quirúrgicas. Desinfecte las áreas torácicas y abdominales con etanol al 75%.
    1. Incidir la piel y el tejido subcutáneo a lo largo de la línea media. Corte los músculos intercostales longitudinalmente a lo largo del lado izquierdo del esternón. Exponga el corazón.
  3. Inserte una jeringa (con el bisel de la aguja hacia arriba) en el vértice del corazón en un ángulo de aproximadamente 30°. Avance la aguja lentamente y aspire suavemente. Inyecte la sangre obtenida en un tubo de centrífuga de 1,5 ml.
  4. Ponga la sangre obtenida en una centrífuga. Ajuste la centrífuga a 850 × g durante 10 min a 4 °C. Use una pipeta para extraer el suero de la capa superior y colóquelo en un tubo de centrífuga de 0,5 ml. Guárdalo a -80 °C.

5. Detección de estrógenos séricos, FSH y AMH

  1. Poner el suero congelado en un frigorífico a 4 °C durante la noche para descongelarlo lentamente.
  2. Saque el kit ELISA del refrigerador con 30 minutos de anticipación para permitir que los reactivos vuelvan a la temperatura ambiente.
  3. De acuerdo con las instrucciones del kit, realice diluciones en serie del estándar utilizando el diluyente estándar. Generalmente, establezca múltiples gradientes de concentración, como 0, 10, 20, 40, 80, 160 pg / mL, etc.
  4. Agregue el patrón diluido y las muestras de suero a analizar a los pocillos correspondientes de la placa ELISA, 100 μL por pocillo. Al mismo tiempo, configure pocillos de control en blanco y agregue 100 μL del diluyente de muestra.
  5. Coloque la placa ELISA en una incubadora a 37 °C durante 1-2 h para permitir que el antígeno y el anticuerpo se unan por completo.
  6. Una vez finalizada la incubación, aspire cuidadosamente el líquido en los pocillos. Lave la placa ELISA con la solución de lavado de 3 a 5 veces. Después de cada lavado, seque suavemente la placa ELISA para eliminar la solución de lavado residual.
  7. Agregue la solución de trabajo de anticuerpos marcada con enzimas, 100 μL por pocillo. Continúe incubando en una incubadora a 37 °C durante 1 h.
  8. Repita los pasos de lavado anteriores, lave de 3 a 5 veces y seque la placa ELISA.
  9. Agregue 100 μL de solución de sustrato a cada pocillo. Mezclar suavemente agitando. Incubar en la oscuridad a 37 °C durante 15-30 min hasta que se desarrolle un color azul claro.
  10. Agregue 100 μL de solución de terminación a cada pocillo para detener la reacción. Observe el cambio de color de azul a amarillo.
  11. Utilice un lector de microplacas para leer los valores de absorbancia (valores A) de cada pocillo a una longitud de onda de 450 nm y registrar los datos.
  12. Tome la concentración del estándar como abscisa y el valor de absorbancia correspondiente como la ordenada para dibujar una curva estándar. Generalmente, use el ajuste polinómico para asegurarse de que el coeficiente de correlación r² de la curva estándar sea mayor que 0.99.
    1. De acuerdo con la curva estándar, sustituya el valor de absorbancia de la muestra de suero que se va a analizar en la ecuación de la curva estándar para calcular la concentración de hormonas en la muestra.

6. Recolección de tejido ovárico

  1. Eutanasia al ratón aún anestesiado por dislocación cervical (siguiendo protocolos aprobados institucionalmente) y luego use tijeras quirúrgicas para abrir el abdomen del ratón.
  2. Los ovarios se encuentran debajo de los riñones y están envueltos en almohadillas de grasa blanca. Levante suavemente las almohadillas de grasa con fórceps para exponer los ovarios y las trompas de Falopio. Use tijeras para separar los ovarios de los tejidos conectivos circundantes.
  3. Coloque los tejidos ováricos extraídos en paraformaldehído al 4% para su fijación durante 24 h.

7. Preparación de secciones de parafina

  1. Deshidratación: Sacar los ovarios y pasarlos por soluciones de etanol de diferentes concentraciones (75%, 85%, 95%, 100%) en secuencia, con cada paso de 1 h.
  2. Tratamiento de transparencia: Primero, tratar los ovarios en una mezcla de xileno y etanol durante 15 min. Luego, sumérjalos en Xileno I y Xileno II durante 15 minutos cada uno.
  3. Impregnación de cera: Sumerja los ovarios en una mezcla de xileno y parafina. Luego, transfiéralos a Parafina I, Parafina II y Parafina III durante 0,5 h cada uno.
  4. Incrustación: Coloque los ovarios impregnados de cera en un molde de inclusión. Ajuste la orientación de los tejidos (con la superficie cortada hacia abajo). Vierta la parafina derretida en el molde y déjela enfriar y solidificar.
  5. Seccionamiento: Corte el bloque de parafina en secciones de 5 μm de espesor con un micrótomo. Realice un corte en serie y transfiera suavemente la cinta con un cepillo, asegurándose de que forme una banda uniforme y translúcida que quede plana sin distorsión cuando flota en un baño de agua

8. Tinción de H&E

  1. Desparafinado: Sumerja las secciones incluidas en parafina en Xileno I durante 10 min. Luego transfiera las secciones a Xylene II y déjelas en remojo durante otros 10 minutos.
  2. Rehidratación: Pasar las secciones a través de una serie de soluciones de etanol de diferentes concentraciones en secuencia: etanol al 100%, etanol al 95%, etanol al 85% y etanol al 75%, con un tiempo de inmersión de 5 min para cada una. Finalmente, enjuague las secciones con agua destilada durante 1 min.
  3. Tinción de hematoxilina: Sumerja las secciones en una solución de tinción de hematoxilina durante 5 min. Enjuague las secciones con agua corriente durante 30 s.
  4. Diferenciación: Sumerja las secciones en una solución de ácido clorhídrico y etanol al 1% durante 1-3 s. Enjuague las secciones con agua corriente durante 1-2 min.
  5. Tinción citoplasmática: Sumergir en solución de eosina Y (1 min). Seque el exceso de mancha con papel de filtro.
  6. Deshidratación: Pasar las secciones por una serie de soluciones de etanol: etanol al 85%, etanol al 95% y etanol al 100% (dos veces), con un tiempo de inmersión de 5 s para cada una.
  7. Aclarado: Sumerja las secciones en Xileno I durante 5 min. Luego transfiera las secciones a Xileno II y déjelas en remojo durante otros 5 minutos.
  8. Montaje: Deje caer resina neutra sobre la sección teñida. Coloque con cuidado un cubreobjetos sobre la sección.
  9. Recuento de folículos: Observe las secciones teñidas bajo un microscopio. Cuente y registre la cantidad de folículos en diferentes etapas de desarrollo.

9. Inmunohistoquímica de la caspasa-3 en tejido ovárico

  1. Recuperación de antígenos: Coloque las secciones desparafinadas y rehidratadas en un tampón de citrato de sodio (pH 6,0). Calienta las secciones en un horno microondas a alta potencia durante 5 min. Luego sácalos y déjalos enfriar.
    1. Repita el proceso de calentamiento 2 veces más, para un total de 3 ciclos de calentamiento. Después del enfriamiento natural, lave las secciones con PBS 3 veces, cada vez durante 5 min.
  2. Eliminación de la peroxidasa endógena: Añadir un 3% de H₂O₂ gota a gota sobre las secciones. Incube las secciones a temperatura ambiente en la oscuridad durante 10 min. Lave las secciones con PBS 3 veces, cada vez durante 3 min.
  3. Bloqueo del suero e incubación de anticuerpos: Agregue el anticuerpo primario anti-caspasa-3 de conejo gota a gota en las secciones. Incubar las secciones en una caja húmeda a 4 °C durante la noche. Al día siguiente, deje que las secciones vuelvan a temperatura ambiente durante 30 min. Lave las secciones con PBS 3 veces, cada vez durante 5 min.
  4. Desarrollo, contratinción y montaje del color: Utilice DAB para el desarrollo del color, que suele tardar entre 1 y 5 minutos. Contratiña las secciones con hematoxilina durante 2 min. Después de contrateñir, lave las secciones durante 5 min.
    1. Luego coloque las secciones en agua con amoníaco durante 1 minuto para que se vuelvan azules. Finalmente, realice la deshidratación a través de un gradiente de etanol, limpie las secciones y móntelas.

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Resultados

El proceso de establecimiento del modelo de ratón POI se ilustra en la Figura 2. El peso corporal y el ciclo estral de los ratones se registraron a partir del primer día de inyección del fármaco. Después de 15 días de inyección de CTX, la tasa promedio de disminución del peso corporal de los ratones en el grupo POI (3.717% ± 1.463%) fue significativamente mayor que la del grupo BLANK (0.2526% ± 0.1469%) y el grupo NS (0.4305% ± 0.2494%) (p < 0.0001). No hubo diferencia estadístic...

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Discusión

La insuficiencia ovárica prematura (IOP) afecta gravemente la salud física y la calidad de vida de las mujeres, y su prevalencia mundial aumenta año tras año. Sin embargo, en la actualidad, todavía faltan métodos de tratamiento seguros y efectivos para la IOP. Establecer un modelo animal fiable y reproducible es crucial para avanzar en la investigación sobre los puntos de interés. Clínicamente, las causas de la IOP son diversas, y los fármacos quimioterapéuticos son importantes factores ...

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Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses que divulgar.

Agradecimientos

Los autores agradecen el apoyo financiero recibido de la Fundación Médica Wu Jieping a través de su Programa de Financiamiento Especial de Investigación Clínica (Subvención No. 320.6750.17067). También reconocemos con gratitud la plataforma de investigación y el apoyo técnico que brindó Anhui Shendong Biotechnology Development Co., Ltd.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
4% de paraformaldehídoSangon Bioengineering Co., LtdA500684-0500
75% de alcoholShandong Dexinkang Medical Technology Co., Ltd200603
Etanol anhidroFábrica de reactivos químicos de Bengbu
Tubos de centrífugaBiosharpBS-15-M
Mesa fríaMédico QuanlinQL-LT20230003
Bolas de algodónShandong Brilliance Co., Ltd20241008
CubreobjetosEquipo experimental Jiangsu Shitai Co., Ltd80312-3412
CiclofosfamidaBaxter Oncology GmbH3K645A
DeshidratadorHubei Xiaogan Haikuo Tecnología Médica Co., LtdKH-TS
Máquina de teñidoHubei Xiaogan Haikuo Tecnología Médica Co., LtdKH-S101 
Solución de tinción EA50Hubei Taikang Equipo Médico Co., LtdJ7EC20
Alicates para marcas auricularesShenzhen Ruiwode Ciencia de la Vida y TecnologíaC22002-10
Sección eficiente de parafinaIndustria de cera Tongxiang Hualing Co., Ltd20241018
Horno eléctrico de secado rápido (horno)Equipo médico de Shanghai Yuejin Co., LtdHCZF-11
Incubadora termostática de agua calentada eléctricamenteEquipo médico de Shanghai Yuejin Co., LtdHSW-600
Máquina de empotrarPrisstar Changzhou Medical Device Co., LtdPMB-A
Tinción de eosinaSewell Biotechnology Co., LtdG1005-2
Solución de diferenciación de hematoxilinaSewell Biotechnology Co., LtdG1039-500ML
Solución de tinción de hematoxilinaSewell Biotechnology Co., LtdG1005-1
IsofluranoShandong Ante Tecnología de cría de animales Co., Ltd2024101501
microscopioAnhui Jiashang Biotechnology Co., LtdSQS-12P
Kit ELISA de hormona antimulleriana (AMH) de ratónBiotecnología HengyuanHB1334-Mu
Kit de inmunoensayo enzimático de estradiol (E2) de ratónBiotecnología HengyuanHB975-Mu
Kit ELISA de hormona estimulante del folículo (FSH) de ratónBiotecnología HengyuanHB967-Mu
Goma neutraEquipo experimental Nanchang Yulu Co., Ltd240504
Aparato de blanqueamiento de tejidos patológicosPrisstar Changzhou Medical Device Co., LtdPHY-III
Tampón PBSBiosharpBL302A
Puntas de pipetaBiosharpBS-10-T
PipetasEquipo médico Dalong Co., LtdYE213AT0257922
Deshidratador rápido de tejidosHubei Xiaogan Haikuo Tecnología Médica Co., LtdKH-TS
rebanadorGheddyYD-315
DiapositivasEquipo experimental Jiangsu Shitai Co., Ltd80312-3161
Máquina de frotisHubei Taikang Equipo Médico Co., Ltd131001305
Inyección de cloruro de sodioWuhan Binhu Shuanghe Pharmaceutical Co., Ltd240525K04
jeringaJiangsu Zhiyu Medical Device Co., Ltd
Cortadora vibratoriaShanghai Zhixin Instrument Co., LtdZQP-86
XilenoReactivo químico Tianjin Kaitong Co., Ltd20240102

Referencias

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