Adaptación de la dispersión de Taylor para medir el coeficiente de dispersión de las soluciones electrolíticas a través de una configuración microfluídica accesible

Resumen

Aquí, presentamos un protocolo para adaptar el experimento de dispersión de Taylor a la microescala utilizando microcanales fabricados internamente con un cortador de manualidades de escritorio. La plataforma experimental se puede utilizar para calcular el coeficiente de difusión de trazadores pasivos de una sola especie y para visualizar la interacción y separación de iones de múltiples especies.

Resumen

El campo de la microfluídica se ha vuelto cada vez más prominente, ya que permite un control rápido y preciso de fluidos y partículas, lo que facilita la síntesis de compuestos y mezclas separadas. Perfeccionamos una adaptación accesible y repetible a microescala del experimento de dispersión de Taylor utilizando microcanales fabricados internamente con un cortador de manualidades de escritorio. El costo inicial de esta técnica de xurografía microfluídica rápida y accesible es de aproximadamente 300 USD, órdenes de magnitud más bajos que los métodos típicos de fotolitografía. El flujo laminar impulsado por presión de una bomba de jeringa programable transporta una solución trazadora inyectada aguas abajo en el microcanal, donde una cámara réflex digital de lente única (D-SLR) con una lente macro captura la evolución de la concentración del trazador a lo largo del tiempo en una ubicación fija. Usando esta plataforma experimental, podemos calcular los coeficientes de difusión para trazadores pasivos de una sola especie bajo diferentes condiciones experimentales. Luego extendimos el protocolo a mezclas de electrolitos, observando evidencia preliminar de cambios de difusividad que surgen de efectos de acoplamiento ion-ion no triviales. Este método experimental accesible proporciona una herramienta práctica para sondear el transporte de múltiples especies y ofrece información sobre las complejas interacciones que gobiernan la movilidad iónica.

Introducción

En los últimos años, se han centrado importantes esfuerzos de investigación en la investigación y el desarrollo de dispositivos microfluídicos rentables que ofrezcan un control preciso sobre el flujo, las partículas y el transporte de solutos. Las soluciones de electrolitos multiespecie desempeñan un papel fundamental en una amplia gama de aplicaciones, desde el almacenamiento de energía y el diagnóstico biomédico hasta la monitorización medioambiental y la purificación del agua. Comprender cómo las diferentes especies de iones se difunden e interactúan en estos sistemas es esencial para optimizar el rendimiento y la estabilidad en procesos electroquímicos y de transporte.

Cuando una solución electrolítica contiene iones con diferentes coeficientes de difusión, su migración desigual induce un campo eléctrico interno, incluso en ausencia de un voltaje aplicado externamente. Los iones de difusión más rápida tienden a separarse de los más lentos, creando momentáneamente un desequilibrio de carga. Para preservar la electroneutralidad, el sistema genera un potencial eléctrico inducido por difusión. Este campo ralentiza los iones más rápidos y acelera los más lentos. El potencial eléctrico resultante depende de las movilidades iónicas relativas y los gradientes de concentración y está bien descrito por las ecuaciones de Nernst-Planck bajo restricciones de electroneutralidad. Los modelos electroquímicos clásicos, como las ecuaciones de Henderson y Nernst, cuantifican este fenómeno relacionándolo con el número de transporte de iones y las diferencias de concentración¹.

El análisis de dispersión de Taylor ha sido durante mucho tiempo una técnica poderosa para medir la difusividad molecular al observar cómo se propaga un soluto en un flujo laminar impulsado por presión a través de un canal recto ^2,3. Explica la interacción entre la advección y la difusión y permite inferir con precisión los coeficientes de difusión molecular a partir de las tasas de dispersión efectivas. Este método es particularmente atractivo porque combina precisión, requisitos mínimos de muestra y adquisición rápida de datos. Tradicionalmente utilizado para trazadores de una sola especie, las extensiones teóricas recientes ahora permiten su aplicación a sistemas multiespecie, lo que permite a los investigadores inferir teóricamente difusividades de iones individuales en función del comportamiento de transporte acoplado⁴.

Sin embargo, el alto costo y la complejidad técnica de las configuraciones microfluídicas convencionales, a menudo basadas en fotolitografía dependiente de salas limpias, plantean barreras significativas para la adopción más amplia de este método. En este trabajo, presentamos una adaptación de bajo costo, accesible y reproducible de la técnica de dispersión de Taylor, que emplea microcanales fabricados mediante xurografía con un cortador artesanal de escritorio. Este enfoque, con un costo inicial de aproximadamente 300 USD, permite la creación rápida de prototipos y la fabricación de canales consistentes sin la necesidad de costosas instalaciones especializadas⁵. Utilizando imágenes de campo claro a través de una cámara D-SLR y una lente macro, el protocolo construye una serie temporal de la evolución de la concentración del trazador en un punto de captura fijo aguas abajo del sitio de inyección⁶. Demostramos que esta plataforma puede medir con precisión los coeficientes de difusión para trazadores pasivos de una sola especie y extender el método para analizar sistemas de electrolitos multiespecie. Los resultados revelan firmas claras de variaciones de difusividad que surgen de los efectos de acoplamiento ion-ion. Este método accesible y rentable ofrece una herramienta práctica para investigar fenómenos de transporte iónico en mezclas complejas de electrolitos. Por ejemplo, la configuración experimental propuesta se puede adaptar fácilmente para ser utilizada como un micromezclador para evaluar la eficiencia de mezcla de solutos multiespecies⁷, o para diseñar las distribuciones de peso molecular de polímeros deseadas a través de un reactor de flujo tubular controlado por computadora⁸.

Protocolo

1. Preparación de materiales

NOTA: En este informe, los chips microfluídicos se construyen cortando diseños de microcanales en una sola capa de cinta de poliimida con un ancho w = 2,54 cm y un espesor h = 100 μm, que luego se sella entre dos láminas de poliéster. La relación de aspecto del microcanal (λ = h / w) depende del grosor de la poliimida; El ancho del canal (W) es la única característica de sección transversal que se puede modificar en este protocolo.

1. Corta la cinta de poliimida en una tira de 21 cm de largo.
2. Corta dos rectángulos de poliéster de 21 cm de largo y 5 cm de ancho.
   NOTA: Para fabricar cada microcanal de 18,77 cm de largo, se necesita una tira de poliimida y dos rectángulos de poliéster. Uno de los rectángulos de poliéster se corta con el cortador de manualidades de escritorio para crear orificios de entrada y salida, mientras que el otro se usa sin alterar.
3. Cortar y reservar una segunda tira de cinta de poliimida de 21 cm de longitud para la creación de la junta. Esta longitud produce 32 juntas; Se necesita una junta para cada microcanal.
4. Obtenga el puerto de microcanal mediante impresión tridimensional (3D) en una impresora de resina.
   1. Imprima un puerto por microcanal. Se incluye un archivo .sdlprt para el puerto en el archivo complementario 1. Diseñe las roscas para que las puntas de las jeringas Luer lock se atornillen en el puerto para un sello hermético.
   2. Imprima en 3D sólidos (sin relleno) directamente en la plataforma de construcción sin soportes adicionales. Establezca el grosor de la capa en 0,10 mm.
   3. Cure la impresión posterior en una cámara UV durante 15 min a 60 °C.

2. Montaje de la configuración experimental

1. Fabricación de la capa superior de viruta microfluídica.
   1. Inicie el software de diseño de cortadores de manualidades.
   2. Diseñe la parte superior del microcanal utilizando el software de diseño de cortadores de manualidades o importando un diseño de otro software compatible.
   3. Dibuje dos círculos de 0,27 cm de diámetro a una distancia de 18,77 cm entre sí: estos son la entrada y salida del flujo. A una distancia de 2,71 cm del orificio de entrada, dibuje un orificio de entrada trazador más pequeño de 0,15 cm de diámetro.
      NOTA: A . Se incluye como referencia el archivo de plantilla DXF (archivo complementario 2).
   4. Fije uno de los dos rectángulos de poliéster del paso 1.2 al lado adhesivo del tapete de corte. Con cinta adhesiva de 2,54 cm de ancho, pegue con cinta adhesiva a lo largo de los cuatro lados del perímetro.
      NOTA: Como las láminas de poliéster son uniformes en ambos lados, se pueden usar con cualquiera de los lados "hacia arriba". La cinta adhesiva es necesaria para evitar cualquier movimiento del poliéster durante el corte. El otro rectángulo de poliéster cortado en el paso 1.2 se usa tal cual.
   5. Asegúrese de que el cortador de manualidades esté conectado a la computadora con el software de diseño a través de un cable de bus serie universal (USB) o Bluetooth.
   6. Cargue el tapete de corte en el cortador de manualidades alineando los bordes marcados del tapete con las marcas de flecha en el cortador. Inserte la cuchilla en la ranura del carro del cortador de manualidades.
      NOTA: Los posibles errores en la fabricación de microcanales son principalmente el resultado del desgaste o la desalineación de la hoja. El desgaste de la cuchilla puede hacer que las paredes de los canales se corten de manera brusca y desigual. Para abordar este problema, se utiliza una cuchilla diferente para cortar cada tipo de material para reducir la rápida degradación del afilado de la cuchilla. Siguiendo este principio, se necesitan dos cuchillas en este protocolo, una para el poliéster y otra para la cinta de poliimida. Si, durante la fabricación de canales, las paredes del canal se vuelven notablemente más ásperas o el negativo se vuelve difícil de quitar, es posible que sea necesario reemplazar la hoja. La desalineación de la cuchilla puede hacer que la cuchilla no penetre en el material en el ángulo correcto, lo que resulta en canales más anchos o más estrechos. Este problema es más común en canales de menor anchura, pero se puede mitigar diseñando las paredes del canal para que sean los lados largos de un rectángulo de corte continuo, en lugar de líneas paralelas separadas.
   7. En la parte superior derecha de la página de diseño en el monitor de la computadora, haga clic en enviar para proceder a revisar los materiales y la configuración de corte.
   8. Ingrese la configuración de corte de la hoja de poliéster. Con esta configuración, los ajustes recomendados son: Profundidad de la hoja: 9, Fuerza: 33, Pases: 1 y Velocidad: 1.
      NOTA: Las recomendaciones de configuración del cortador de manualidades se basan en el trabajo de 2019 de Taylor y Harris⁵.
   9. Haga clic en enviar para enviar el trabajo al cortador de manualidades. El cortador comienza el proceso de corte, que dura aproximadamente 15 s.
   10. Espere a que la hoja vuelva a su posición inicial. Luego, retire la alfombrilla de corte presionando el botón de expulsión .
   11. Retire el material de poliéster negativo con unas pinzas. La lámina de poliéster cortada incluye tres orificios: orificios de entrada y salida de flujo separados por 18,77 cm, y un orificio de entrada trazador más pequeño entre los dos primeros, a 2,71 cm del orificio de entrada, como se muestra en la Figura 1A.
   12. Retire todo el material de la alfombrilla de corte y deje la parte superior de la viruta a un lado.
       NOTA: Al cortar poliéster, la cuchilla deja un borde áspero que sobresale ligeramente de la hoja en el lado cortado. Al ensamblar el chip microfluídico, mire este borde hacia arriba (lejos de la poliimida) para evitar que interfiera con el flujo a través del microcanal.
2. Junta de corte
   1. Diseñe juntas de poliimida en forma de rosquilla utilizando el software de diseño de cortadores artesanales o importando un diseño de otro software compatible.
   2. Dibuja dos círculos concéntricos de diámetros de 0,52 cm y 0,24 cm, respectivamente.
      NOTA: A . El archivo de plantilla DXF con 32 juntas se incluye como archivo complementario 3. Se necesita una junta para cada puerto al conectarlo al microcanal.
   3. Coloque la cinta de poliimida del paso 1.3 en el tapete de corte, ambos con el lado adhesivo hacia arriba. Con cinta adhesiva de 2,54 cm de ancho, pegue con cinta adhesiva a lo largo de los cuatro lados del perímetro.
   4. Cargue el tapete de corte en el cortador de manualidades alineando los bordes marcados del tapete con las marcas de flecha en el cortador.
   5. Reemplace la cuchilla utilizada para las láminas de poliéster por una cuchilla nueva que se utilizará exclusivamente para cortar cinta de poliimida.
   6. En la parte superior derecha de la página de diseño en el monitor de la computadora, haga clic en enviar para proceder a revisar los materiales y la configuración de corte.
   7. Introduzca los ajustes de corte de cinta de poliimida. Con esta configuración, los ajustes recomendados son: Profundidad de la hoja: 9, Fuerza: 1, Pases: 1 y Velocidad: 1.
      NOTA: Las recomendaciones de configuración del cortador de manualidades se basan en el trabajo de 2019 de Taylor y Harris⁵.
   8. Haga clic en enviar para enviar el trabajo al cortador de manualidades. El cortador comienza el proceso de corte, que dura aproximadamente 40 s.
   9. Espere a que la hoja vuelva a su posición inicial. Luego, retire la alfombrilla de corte presionando el botón de expulsión .
3. Montaje de la hoja superior, la junta y el puerto
   1. Coloque la lámina de poliéster cortada en el paso 2.1 sobre una superficie plana, con las protuberancias hacia arriba.
   2. Use pinzas para despegar una junta de la cinta de poliimida cortada en el paso 2.2 y colóquela en la parte inferior plana de un puerto impreso en 3D. Alinee los orificios del puerto y la junta; Para ayudar con esto, inserte la punta de una jeringa a través del puerto y utilícela como guía.
   3. Fije el puerto con junta a la lámina de poliéster, colocándolo plano, alineando el puerto y el orificio de entrada de flujo. Nuevamente, use la punta de la jeringa para centrar el puerto en el orificio de entrada de la hoja. Manténgalo en su lugar durante 30 s para ayudar a sellar la junta de poliimida de doble cara a la parte superior de la viruta de poliéster.
      NOTA: El puerto y la hoja superior deben estar firmemente conectados en este punto, con la capacidad de levantar el puerto y la hoja superior juntos recogiendo solo el puerto.
   4. Aplique una pequeña cantidad de superpegamento en el perímetro del puerto mientras lo empuja hacia abajo para crear un sello hermético permanente.
   5. Dejar reposar durante 2-3 h o utilizar un spray activador de superpegamento y esperar 10 min para asegurar un cierre hermético.
      NOTA: Use guantes y trabaje en una campana extractora cuando manipule superpegamento.
4. Fabricación del cuerpo de microcanal de poliimida
   1. Diseñe un cuerpo de microcanal utilizando el software de diseño de cortadores de manualidades o importando un diseño de otro software compatible.
   2. Dibuje dos círculos de 0,36 cm de diámetro a una distancia de 18,6 cm entre sí: estos corresponden a los orificios de entrada y salida de flujo de la tapa de viruta diseñada en 2.1.3.
   3. Entre estos dos agujeros, inserte un rectángulo del ancho deseado y de 18,77 cm de largo. Asegúrese de que 0,05 cm del rectángulo se superpongan con los orificios de entrada y salida para reducir el riesgo de desgarro accidental al retirar el negativo.
   4. Dibuje una sola línea perpendicular de 0,2 cm colocada a 17,71 cm del orificio de entrada del flujo y a 0,2 cm del canal a cada lado.
      NOTA: A . El archivo de plantilla DXF se incluye como archivo complementario 4. Este diseño es para un microcanal de 18,77 cm de largo y 400 μm de ancho, como se muestra en la Figura 1B.
   5. Fije la cinta de poliimida cortada en el paso 1.1 a la alfombrilla de corte, ambos con el lado adhesivo hacia arriba. Con cinta adhesiva de 2,54 cm de ancho, pegue con cinta adhesiva a lo largo de los cuatro lados del perímetro.
   6. Cargue el tapete de corte en el cortador de manualidades alineando los bordes marcados del tapete con las marcas de flecha en el cortador. Mantenga la misma cuchilla utilizada para cortar las juntas en el paso 2.2.
   7. En la parte superior derecha de la página de diseño en el monitor de la computadora, haga clic en enviar para proceder a revisar los materiales y la configuración de corte. Utilice la misma entrada de configuración de corte para las juntas en el paso 2.2.7.
   8. Haga clic en enviar para enviar el trabajo al cortador de manualidades. El cortador comienza el proceso de corte, que dura aproximadamente 15 s.
   9. Espere a que la hoja vuelva a su posición inicial. Luego, retire el tapete de corte presionando el botón de expulsión en el cortador de manualidades. Un microcanal con características visibles de entrada, salida y punto de captura ahora se corta en la poliimida.
      NOTA: Oriente el chip de modo que el punto de captura esté más cerca de la salida; En el diseño proporcionado, está a 1.107 cm de la salida, por lo que la distancia entre el orificio de entrada del trazador y el punto de captura es de 15 cm.
   10. Retire el material de poliimida negativo del canal con unas pinzas. Dependiendo del ancho y las características del microcanal, este es un procedimiento muy delicado más adecuado para pinzas de alta precisión.
   11. Retire todo el material de la alfombrilla de corte y deje el microcanal a un lado; Asegúrese de que el lado adhesivo permanezca intacto.
5. Montaje del chip microfluídico
   1. Coloque la cinta adhesiva de poliimida con el lado adhesivo hacia arriba sobre una superficie plana.
   2. Coloque el rectángulo inferior de poliéster (sin agujeros) del tamaño del paso 1.2 sobre la cinta de poliimida expuesta. Centre la tira de poliimida dentro del ancho del poliéster.
   3. Aplique presión hacia abajo con un rodillo para eliminar las burbujas más grandes e inspeccione si hay residuos o pliegues en la poliamida.
   4. Voltee la cinta de poliimida y retire su cubierta protectora de la parte inferior.
   5. Alinee la lámina de poliéster superior montada con el puerto impreso en 3D con la entrada y salida de la cinta de poliimida, y coloque la lámina de poliéster encima de la poliamida.
   6. Aplique presión hacia abajo con un rodillo para eliminar las burbujas más grandes e inspeccione si hay escombros o pliegues en la cinta de poliimida.
      NOTA: Los desechos significativos en el canal o en las paredes, junto con los orificios de entrada y salida desalineados, afectan el flujo laminar, comprometiendo el experimento. Esto completa la fabricación de un chip microfluídico como se muestra en la Figura 1C.
6. Montaje del área experimental
   1. Configuración de la bomba de jeringa
      1. Llene una jeringa de vidrio de 0,5 ml con agua desionizada (DI). Monte la jeringa en la bomba de jeringa programable y presione el botón de avance rápido hasta que comience a salir agua de la punta de la jeringa.
      2. Corte y conecte un trozo de tubo de politetrafluoroetileno (PTFE) de 50 cm de largo (0,3048 mm de diámetro interior, 0,762 mm de diámetro exterior) a una punta de jeringa de 27 G de longitud 1,27 cm y diámetro exterior de 0,4064 mm. Use pinzas para insertar el tubo sobre la punta de la jeringa y tire hacia abajo.
         NOTA: Haga un pequeño corte de aproximadamente 1 mm para proporcionar un área de apertura más amplia en el tubo de PTFE y guíe la punta de la jeringa hacia él, como se muestra en la Figura 2.
      3. Llene la punta de la jeringa conectada al tubo con agua desgociada para que se forme un menisco convexo en la abertura.
      4. Conecte la punta a la jeringa de vidrio montada en la bomba, asegurándose de que no se formen burbujas de aire en la jeringa o en la punta de la jeringa.
      5. Configure la bomba de jeringa solo para infundir. Ingrese el tipo y tamaño de jeringa como 0.5 ml.
   2. Configuración del panel de luz
      1. Enchufe el panel de luz y colóquelo cerca del borde de la mesa de laboratorio. Esta es la superficie en la que se pegará el microcanal y se producirá la ejecución experimental.
      2. Encienda el panel de luz en su modo de brillo más alto. Garantizar una iluminación constante en el área en la que se realizan los experimentos es vital, ya que cada cambio influye en la captura de imágenes de la cámara.
      3. Pegue con cinta adhesiva el chip microfluídico ensamblado en el paso 2.5 al panel de luz con cinta adhesiva de 2.54 cm de ancho.
         NOTA: Pegue el canal lo suficientemente cerca del borde de la mesa de laboratorio para que pueda fotografiarse con la configuración de la cámara descrita en el paso 2.6.3. En esta configuración experimental, dicha distancia es de 1 cm.
   3. Configuración de la cámara
      1. Inserte la tarjeta digital segura (SD) en la cámara réflex digital y utilice una batería enchufable para alimentar la cámara. Monta un objetivo macro de 20 mm f/2 en la cámara. Conecte la cámara a un disparador remoto.
      2. Coloca el trípode y monta la cámara con la lente macro sobre el experimento, mirando hacia abajo. Utilice un nivel para asegurarse de que la lente macro esté paralela a la región del canal de interés.
      3. Centre la vista de la cámara en el punto de captura cortado en la cinta de poliimida. La cámara debe estar al menos 1 cm por encima del panel de luz para que pueda capturar tanto el corte del punto de captura como una vista de canal amplio. Las imágenes se capturarán en una ubicación fija aguas abajo de la ubicación de entrada del trazador.
      4. Encienda la cámara y configúrela en modo manual con una velocidad de obturación de 1/100 s e ISO 800. Establezca la calidad de la imagen en JPEG fino y el tamaño de la imagen en grande. Establezca la configuración del balance de blancos en Fluorescente 2. Abra las opciones del área de imagen y establezca el área de imagen en DX (24x16). La lente macro está configurada en F2.6 con un aumento de ×4.
      5. Programe la cámara con el disparador remoto para tomar fotografías cada 1 s.
         NOTA: La configuración de la cámara informada se basa en las condiciones ambientales y cambiará según la iluminación ambiental, la cámara, la lente, etc.
7. Preparación del trazador
   1. Mida 0,60 g de polvo de sal sódica de fluoresceína para preparar la solución trazadora. Diluir el polvo en 1 L de agua destilada para obtener la concentración de colorante deseada (concentración de 0,6 g/L).
      NOTA: El tinte utilizado y su concentración se pueden cambiar según sea necesario. Sin embargo, se debe verificar que existe una relación lineal entre la intensidad y la concentración del trazador. Aquí, esto se logró mediante imágenes de muestras utilizando condiciones experimentales con diferentes concentraciones conocidas y alturas de canal. Se eligió la concentración de 0,6 g/L de sal de fluoresceína sódica para estar dentro del rango que produce una relación lineal al trazar los valores de intensidad del canal azul de la imagen completa roja, verde y azul (RGB). En la Figura 3 se muestra una foto de la configuración experimental completa. La Figura 4 muestra los diagramas de vista superior ( Figura 4A) y vista lateral ( Figura 4B) de la configuración experimental.

3. Ejecución experimental

1. Arreglo
   1. Aplique una capa de cinta adhesiva en la parte superior del orificio de entrada del trazador para evitar la salida, asegurándose de que un lado esté doblado para facilitar la extracción.
   2. Haga funcionar la bomba de jeringa programable para inundar el microcanal con agua desionizada a un caudal muy lento.
      NOTA: Para un microcanal de dimensiones h x w x l = 100 μm x 400 μm x 18,77 cm, utilice un caudal volumétrico de 2,4 μL/min (correspondiente al caudal de 0,1 cm/s).
   3. Cuando se complete la inundación después de aproximadamente 5 minutos, asegúrese de que no se hayan formado burbujas de aire.
      NOTA: Si se forman burbujas de aire y no se pueden eliminar simplemente extendiendo el tiempo de inundación, elimine el agua desionizada y enjuague el microcanal con una pequeña cantidad de etanol u otro fluido con baja cohesión y baja tensión superficial. Luego, vuelva a inundar rápidamente el canal con agua desionizada, asegurándose de enjuagarlo bien para que no quede etanol.
   4. Apague la bomba de jeringa.
2. Condición inicial
   1. Llene una punta de micropipeta de 0,5 μl con el marcador mezclado en el paso 2.7.
   2. Despegue la cubierta de cinta del orificio de entrada del trazador con la lengüeta doblada. Con la esquina de una toallita con poca pelusa, retire ligeramente el agua desionizada del orificio de entrada del trazador y espere 30 s para garantizar que los frentes de agua desionizada se estabilicen.
   3. Una vez transcurrido el tiempo, descargue el contenido de la micropipeta en el orificio de entrada. Vuelva a sellar el orificio inmediatamente alisando la cinta sobre él con una presión mínima con un movimiento fluido.
      NOTA: Este paso crea la condición inicial del rastreador. Antes de que se pueda iniciar la ejecución experimental, el trazador tendrá que difundirse a través de la sección transversal del microcanal.
   4. Espere un tiempo t_w >_{t wd} para que el bolo trazador se difunda a través de la sección transversal del microcanal.
      NOTA: Calcule el tiempo de difusión a lo largo del ancho del canal como t_wd = (w/2)²/κ, donde κ es el coeficiente de difusión molecular del trazador (cm²/s) y w/2 es la mitad del ancho del microcanal. Suponiendo que el trazador se inyecta en el medio del canal, lo más lejos que tendrá que viajar para llegar a una pared durante este período de espera es la mitad de su ancho. Esta forma de calcular el tiempo de espera, t_w, es generalizable a cualquier sección transversal con una elección adecuada de longitud característica. En los resultados representativos informados aquí, el tiempo de espera es aproximadamente t_w = 14 s para w = 400 μm y h = 100 μm.
3. Fluir
   1. Asegúrese de que la bomba de jeringa esté configurada en el caudal volumétrico deseado.
   2. Encienda simultáneamente la bomba de jeringa y active el disparador remoto. Ejecute el experimento durante 5 minutos, tomando fotos a 1 cuadro por segundo.
      NOTA: Un caudal volumétrico de 2,4 μl/min corresponde a un caudal de 0,1 cm/s en un microcanal con w = 400 μm y altura h = 100 μm (relación de aspecto: λ = 1/4).

4. Tratamiento de datos

1. Retire la tarjeta de memoria de la cámara y descargue las imágenes a un ordenador con el software de procesamiento de imágenes que se utilizará para el análisis.
2. Procesamiento de datos experimentales
   NOTA: Los archivos de código utilizados para el procesamiento de datos se incluyen en el Archivo complementario 5.
   1. Inicie los archivos de procesamiento de datos proporcionados. Aparece en la pantalla una imagen capturada por la cámara D-SLR. Haga clic y arrastre un área rectangular, alineando su altura con la distancia entre las paredes del microcanal.
   2. Si los lados horizontales del rectángulo no están perfectamente alineados con las paredes del microcanal, es necesario girar la imagen. Pase el cursor sobre una esquina del rectángulo, haga clic y gírelo para que sus paredes horizontales sean paralelas a las del microcanal. Presione cualquier tecla para continuar; la ventana emergente de la foto se cierra y se vuelve a abrir después de girarla, como se muestra en la Figura 5A.
   3. Haga clic y arrastre un área cuadrada con la longitud del lado que coincida con la distancia entre las paredes del microcanal y centrada en el punto de captura. Esta será la región de interés para la adquisición de datos, que se muestra en la Figura 5B; Cada imagen de la secuencia se recortará utilizando esta misma región. Presione cualquier tecla para continuar; La ventana emergente de la imagen se cerrará.
   4. En cada píxel de la región recortada, extraiga el canal azul de la imagen RGB completa (Figura 5C) e inviértalo restando su valor de 255, el valor máximo del canal de color (Figura 5D).
      NOTA: Seleccione el canal azul ('B' del RGB completo), ya que es el mejor para capturar la intensidad del colorante de fluoresceína cuando se trata de distinguir entre la región del canal del límite de la cinta de poliimida con la fuente de iluminación que se está utilizando⁶.
   5. Calcule el valor medio de intensidad del canal azul invertido para la región recortada.
   6. Repita los pasos 4.2.4-4.2.5 para todas las imágenes restantes para extraer y almacenar el valor medio de intensidad del canal azul invertido para la región recortada en cada foto. Esto da como resultado una serie temporal para la intensidad media del canal azul invertido en el punto de captura.
3. Ajuste extrapolado
   1. La caja de herramientas curveFitter no lineal incorporada en el código toma como entrada la intensidad promedio de la serie temporal del canal azul invertido producida en el paso 4.2.6 y produce un ajuste utilizando la ecuación personalizada:
      (1)
      El código utiliza un enfoque de mínimos cuadrados no lineales para calcular el mejor ajuste para cuatro parámetros: h₃, x₁, K y h₄. Aquí, h₄ es una corrección para la intensidad de referencia experimental medida cuando el microcanal se llena con agua desizada. El parámetro K es el coeficiente de dispersión mejorado experimental.
      NOTA: La ecuación (1) se adapta de la predicción de la teoría de dispersión de Taylor para la evolución de la concentración de trazadores a lo largo del tiempo ^2,5,9 informada en los resultados representativos como ecuación (2).

Resultados

Los pasos de fabricación de chips microfluídicos se muestran en la Figura 1. Incluimos en la Figura 2 los pasos sugeridos para conectar el tubo de PTFE a la punta de la jeringa utilizada para inyectar el flujo de fondo de agua desionizada (DI) en el chip microfluídico a través de la bomba de jeringa programable. La Figura 3 incluye una foto etiquetada de la configuración experimental completa. La Figura 4 incluye diagramas de vista superior (Figura 4A) y vista lateral (Figura 4B) de la configuración experimental que destacan el posicionamiento relativo del chip microfluídico y la cámara. La Figura 5 informa la secuencia de operaciones aplicadas a las imágenes experimentales durante la fase de procesamiento de datos del protocolo. En la Figura 5A mostramos cómo el código alinea el microcanal horizontalmente (si es necesario), luego la Figura 5B muestra el recorte de la región cuadrada de interés centrada alrededor del punto de captura y con la longitud lateral establecida por el ancho del microcanal, w. La Figura 5C aísla el canal azul de la imagen RGB completa en la región recortada de interés, y finalmente la Figura 5D muestra el valor de intensidad invertida para el canal azul de la región recortada obtenido restándolo de 255 (la intensidad máxima para cada canal de color).

La Figura 6 superpone los resultados de una ejecución experimental (discontinua) con el ajuste extrapolado correspondiente (sólido). Aquí, cada punto de datos experimental es el valor de intensidad del canal azul invertido promediado calculado a través de los pasos de procesamiento de datos que se muestran en la Figura 5. En el punto de captura fijo aguas abajo de la entrada del trazador, la teoría de dispersión^de Taylor ^2,5,9 predice que la evolución de la concentración del trazador a lo largo del tiempo se describe mediante:

(2)

donde C(t) es la concentración del marcador (g/L) promediada transversalmente, que se ha verificado que está relacionada linealmente con la intensidad medida del marcador; C₀ es la concentración inicial del trazador (g/L), U es el caudal (cm/s), t es el tiempo (s) y x (cm) es la coordenada axial en el canal con respecto a la ubicación de inyección del trazador. K es el coeficiente de dispersión mejorado del trazador (cm² / s) debido a la interacción de la advección y la difusión molecular. Ingresamos los parámetros experimentales y usamos la aplicación de ajuste de curvas no lineales del código (curveFitter) para encontrar el mejor valor de ajuste para K. Se muestran tres marcos experimentales para el tiempo t = 140 s, 150 s y 200 s junto con las curvas experimentales (discontinuas) y ajustadas (sólidas) producidas para una ejecución experimental a un caudal U = 0,1 cm/s en un microcanal de longitud 18,77 cm y relación de aspecto λ = 1/4; esto corresponde al número de Péclet Pe 88. Aquí, el trazador consiste en 0,6 g/L de sal sódica de fluoresceína diluida en agua desionizada con un coeficiente de difusión molecular reportado en la literatura^10,11 como κ = 5,70 x ^10-6 cm²/s. Todos los experimentos informados en este manuscrito se ejecutaron a una temperatura ambiente de 22 ° C.

El coeficiente de dispersión mejorado experimental, K, se puede utilizar para comparar la validez de nuestra configuración y protocolo experimental calculando una cantidad relacionada: el factor de dispersión ^2,5,9,12, f. Este parámetro depende de la geometría del canal y se calcula como ^5,12,13:

(3)

donde κ es el coeficiente de difusión molecular del trazador (cm²/s) y h/2 es la longitud característica elegida. El número de Péclet es un parámetro no dimensional que cuantifica la relación entre los efectos advectivos y difusivos, Pe = Uh/(2κ). La Figura 7 muestra una buena concordancia entre los resultados del factor de dispersión de ejecuciones experimentales en microcanales con secciones transversales rectangulares de tres relaciones de aspecto y caudales diferentes, y el comportamiento teórico del factor de dispersión ^5,12,13.

Figura 1: Fabricación de chips microfluídicos. (A) Diseño para la lámina superior de poliéster de un chip de 21 x 5 cm. El cortador de manualidades de escritorio corta corta tres agujeros, de izquierda a derecha, para que sirvan como entrada de flujo, entrada de trazador y salida de flujo, respectivamente. (B) Diseño para un microcanal de poliimida de 18,77 cm con punto de captura 15 cm aguas abajo de la entrada del trazador. (C) Vista despiezada del ensamblaje de chips microfluídicos, de abajo hacia arriba: capa inferior de poliéster, capa de microcanal de poliimida, capa superior de poliéster con junta de poliimida y puerto impreso en 3D. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 2: Diagrama que muestra cómo conectar un tubo de PTFE a la punta de una jeringa. El diámetro interior del tubo es de 0,3048 mm y el diámetro exterior de la punta de la jeringa de 27 G es de 0,4064 mm, por lo que hacer un pequeño corte de aproximadamente 1 mm (izquierda) puede ser útil para proporcionar un área de apertura más amplia para guiar la punta de la jeringa (centro). Use pinzas para insertar el tubo sobre la punta de la jeringa y tire hacia abajo (derecha). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 3: Foto etiquetada de la configuración experimental. De izquierda a derecha: Una cámara réflex digital con un objetivo macro de 20 mm f/2 está montada boca abajo en un trípode para capturar el microcanal pegado al panel de luz iluminado. Una jeringa de vidrio de 0,5 ml conectada al microcanal a través de un tubo de PTFE se coloca en la bomba de jeringa programable. El disparador remoto se utiliza para activar la cámara durante las ejecuciones experimentales. La micropipeta se utiliza para generar la condición inicial del trazador, como se describe en el paso 3.2 del protocolo. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 4: Diagramas de la configuración experimental (no a escala). (A) Vista superior, de izquierda a derecha: bomba de jeringa programable montada con una jeringa de vidrio de 0,5 ml; Tubería de PTFE que conecta la bomba de jeringa al chip microfluídico; chip microfluídico pegado en un panel de luz a 1 cm del borde; micropipeta utilizada para inyectar solución trazadora a través del orificio de entrada del trazador; Cámara D-SLR con lente macro montada en el trípode boca abajo para encuadrar el punto de captura. (B) Vista lateral, de izquierda a derecha: tubería de PTFE que conecta la bomba de jeringa al chip microfluídico; punta de jeringa y puerto impreso en 3D en chip microfluídico; micropipeta utilizada para inyectar solución trazadora a través del orificio de entrada del trazador; Cámara réflex digital con lente macro montada boca abajo 1 cm por encima del punto de captura. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 5: Pasos de procesamiento de imágenes en el código proporcionado (consulte el Archivo complementario 5). (A) Imagen experimental rotada para que el microcanal sea horizontal. Barra de escala: 1000 μm. (B) Selección cuadrada para la región de interés (ROI) que se recortará con una longitud lateral que coincida con la distancia entre las paredes del microcanal; aquí, 400 μm. (C) ROI recortado donde el canal azul se selecciona de la imagen roja, verde y azul (RGB) completa. Barra de escala: 200 μm. (D) Canal azul invertido para el ROI recortado. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 6: Intensidad del trazador promediada transversalmente frente al tiempo en el punto de captura de la cámara para el trazador de fluoresceína (discontinuo) superpuesto con el ajuste de curva extrapolado (sólido). Este ensayo se realizó con 0,6 g/L de sal sódica de fluoresceína en trazador de agua desionizada, en un microcanal con longitud 18,77 cm y relación de aspecto λ = 1/4, a un caudal de 0,1 cm/s y Pe 88. La intensidad del canal azul invertido para tres fotogramas experimentales en los momentos 140 s (azul), 150 s (naranja) y 200 s (verde) se muestra sobre el gráfico con el brillo duplicado para mayor claridad. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 7: Factor de dispersión frente a relación de aspecto de microcanal. Comparación de valores teóricos (curva azul) y experimentales (puntos de datos negros) para el factor de dispersión, f. La curva teórica se obtiene utilizando el solucionador de ecuaciones diferenciales parciales incorporado en el método de elementos finitos en Wolfram Mathematica (NDSolve)¹². Mostramos el promedio y la desviación estándar de los datos experimentales para: cuatro ensayos con λ = 0,1 y caudal 0,02 cm/s; doce ensayos con λ = 0,25 y caudales de 0,05 cm/s (cuatro), 0,1 cm/s (cuatro) y 0,2 cm/s (cuatro); cuatro ensayos con λ = 0,5 y caudal 0,1 cm/s. Todos los experimentos se realizaron en microcanales de longitud 6,07 cm (con punto de captura 3 cm aguas abajo de la entrada del trazador); Luego, los resultados se compararon en microcanales de 18,77 cm. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Archivo complementario 1: archivo .sdlprt para el puerto Haga clic aquí para descargar este archivo.

Expediente complementario 2: . Archivo de plantilla DXF de la capa superior de viruta. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Expediente complementario 3: . Archivo de plantilla DXF de las juntas de viruta. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Expediente complementario 4: . Archivo de plantilla DXF del microcanal del chip. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Archivo complementario 5: Archivos de código de MATLAB utilizados para el procesamiento de datos. Haga clic aquí para descargar este archivo.

Discusión

En este informe, presentamos una configuración experimental y un protocolo repetibles y accesibles para adaptar el experimento de dispersión de Taylor a la escala microfluídica. Aprovechamos^{una técnica de} xurografía 5 existente para fabricar nuestros microcanales internamente a bajo costo utilizando impresión 3D y un cortador de manualidades de escritorio. El estándar actual de la industria para la fabricación de microcanales implica la creación de moldes maestros en los que se pueden fundir canales. En comparación con la técnica discutida en este manuscrito, estos métodos pueden tener una resolución de canal y un tamaño de característica significativamente mejores (algunos tan pequeños como 0,1 μm), pero tienen el inconveniente de costos generales mucho más altos, hasta decenas de miles de USD¹⁴. Además del costo general inicial, cualquier cambio en las características de diseño de canales requiere tanto la creación de un nuevo molde maestro como el curado de nuevos canales, lo que aumenta el tiempo de inactividad. En contraste, el costo inicial del equipo de fabricación de canales utilizado en este informe es de aproximadamente 300 USD; esto es comparable a la forma menos costosa de producir un molde maestro (como el uso de técnicas basadas en polidimetilsiloxano (PDMS), pero tiene la ventaja de que los cambios en el diseño de los canales y la impresión de nuevos canales toman mucho menos tiempo mientras se mantiene la rugosidad de la superficie comparable a las técnicas de fabricación líderes para canales de 200 μm de ancho⁵. Podemos cortar un chip microfluídico en menos de 5 minutos y por menos de 1 USD.

En este protocolo, los datos se registran en un punto de captura fijo aguas abajo de la entrada del trazador a través de imágenes de campo claro utilizando una cámara D-SLR montada con una lente macro. Si bien el protocolo se desarrolló utilizando una solución de sal de fluoresceína sódica en agua desionizada (DI), este método de imagen es aplicable a otros tipos de colorantes, como el colorante alimentario, siempre que exista una relación lineal entre la intensidad y la concentración del trazador. La gama potencial de productos químicos a utilizar puede ampliarse aún más teniendo en cuenta su espectro de absorción y la iluminación de fondo. Sin embargo, observamos que algunos colorantes alimentarios se derivan de materiales vegetales y pueden contener más de una especie química; Se debe tener precaución al seleccionar el colorante alimentario que se utilizará para evitar resultados contradictorios.

La validez de esta configuración y protocolo se verificó calculando el factor de dispersión experimental, f, para variar la relación de aspecto del canal y el caudal experimental, y comparándolo con sus valores teóricos para microcanales de secciones transversales rectangulares, como se muestra en la Figura 7. También calculamos el coeficiente de difusión, κ, para trazadores pasivos de una sola especie en estas condiciones experimentales variables. La Tabla 1 reporta el coeficiente de difusión molecular de la sal de fluoresceína sódica obtenida de esta investigación experimental. Específicamente, los valores κ tabulados se calcularon a partir de la ecuación (3) utilizando ajustes experimentales para el coeficiente de dispersión mejorado, K, y los valores teóricos para el factor de dispersión, f. Informamos valores promedio para cuatro experimentos en microcanales con diferentes relaciones de aspecto (λ = 0.1, 0.25 y 0.5) y tasas de flujo (0.05, 0.1 y 0.2 cm / s). Para cada uno, también incluimos el error relativo con respecto al valor teórico^10,11, κ = 5,70 x ^10-6 cm²/s, lo que demuestra la precisión de nuestro método. Finalmente, para cada conjunto de parámetros experimentales informamos el número de Péclet y el rango de tiempo no dimensional definido dividiendo el tiempo dimensional t cuando la curva de intensidad experimental se desvía de la línea de base, por el tiempo de difusión t_d = h²/(4κ). Incluimos el rango de tiempo experimental no dimensionalizado para demostrar que nuestro sistema ha entrado en el régimen de dispersión de Taylor y, por lo tanto, puede aproximarse bien mediante un perfil gaussiano¹⁵. De hecho, los tiempos de observación informados en las dos últimas columnas de la Tabla 1 son aproximadamente 2-5 (o más) veces el tiempo de difusión t_d.

A continuación, ampliamos el protocolo para investigar la interacción y separación de iones multiespecie. A continuación informamos nuestros resultados de la aplicación del experimento de dispersión de Taylor a una solución electrolítica multiespecie hecha mezclando sal de sodio de fluoresceína y colorante azul para alimentos en agua desizada. La Figura 8 muestra la evolución temporal de las curvas de intensidad del canal azul invertido en el punto de captura de la cámara para tres solutos: solución de colorante alimentario azul en agua desionizada (–), solución salina de fluoresceína sódica en agua desionizada (...), y colorante alimentario azul mixto y solución salina de fluoresceína sódica en agua desionizada (----). Cada curva es el promedio de cinco ensayos experimentales con una desviación estándar en cada dirección (sombreado). Las curvas muestran que los experimentos con colorante alimentario azul solo (–) alcanzan un mínimo primero, en comparación con la escala de tiempo del máximo para los experimentos de sal de sal de sodio con fluoresceína (...). Esto es consistente con el hecho de que la sal de fluoresceína sódica tiene un coeficiente de difusión molecular de un orden de magnitud menor que el del azul 1, el ingrediente colorante para el colorante azul utilizado¹⁶. Los experimentos de solución mixta (----) destacan esta diferencia de escala de tiempo y la consiguiente separación de iones visible a través de un cambio de concavidad en el perfil de intensidad; La curva cae por debajo de la línea de base primero antes de girar hacia arriba y alcanzar su punto máximo por encima de la línea de base. En la Figura 9 trazamos la misma curva de intensidad de canal azul invertido (----) de solución mixta superpuesta con una curva obtenida sumando las contribuciones individuales de los experimentos de colorante alimentario azul y los experimentos de sal de sodio con fluoresceína (+++). La diferencia entre las dos curvas subraya el efecto que tiene la interacción ion-ion en la curva de intensidad de la solución mixta. Al simplemente agregar las dos contribuciones individuales de soluto, la curva (+++) presenta un mínimo más profundo impulsado por la fuerte contribución por debajo de la línea de base de la solución de colorante azul (que se muestra como - en la Figura 8), antes de que la concavidad cambie en una escala de tiempo más larga en comparación con la curva de solución mixta (----). Finalmente, la curva de suma muestra nuevamente un pico más alto por encima de la línea de base en comparación con la curva mixta, debido al comportamiento de la solución salina de sal de fluoresceína sódica (que se muestra como ... en la Figura 8). El pico más suave junto con el acortamiento de la escala de tiempo es una indicación de la interacción entre el colorante azul para alimentos y los iones de sal de sodio fluoresceína.

Los perfiles de intensidad de la Figura 6, la Figura 8 y la Figura 9 presentan asimetría; esto puede deberse a algunas diferencias entre la teoría clásica de dispersión de Taylor ^2,5,9 y la cantidad medida en los experimentos. El perfil de concentración predicho por la ecuación (2) es simétrico en el espacio, pero en nuestra configuración experimental la medición se toma en un punto de captura fijo aguas abajo del sitio de inyección del trazador en función del tiempo. Cuando se ve en función del tiempo, el perfil resultante está intrínsecamente sesgado. Esta asimetría temporal es consistente con las observaciones reportadas en estudios anteriores, incluidos Taylor y Harris (2019)⁵. Otra posible causa de asimetría es la influencia del área finita de la ventana de captura de imágenes experimental. Una posible alternativa al ajuste gaussiano descrito en la ecuación (1), implica ajustar los datos experimentales a la integral de la expresión gaussiana en la ecuación (2) sobre la región finita de captura de imágenes (en x), como se hace en Bharadwaj, Santiago y Mohammadi (2002)¹⁷. Esta contribución a la asimetría se vuelve particularmente relevante cuando el tamaño de la caja de captura es comparable a la desviación estándar de la curva gaussiana; aquí, la longitud de nuestra ventana de captura es siempre al menos un orden de magnitud menor que la desviación estándar de Gaussian.

Este método experimental de bajo costo proporciona un enfoque accesible para el experimento de dispersión de Taylor a microescala. El paso más delicado del protocolo es la fabricación y eliminación del negativo de microcanales. Durante el proceso de fabricación, se debe tener especial cuidado para garantizar que el canal esté seguro antes de cortar para evitar errores de corte. Al retirar el negativo, asegúrese de que no quede material y evite cualquier contacto con las paredes laterales del canal, que deben ser lisas, paralelas y rectas para garantizar resultados experimentales fiables. Una limitación de este método es el límite de resolución inherente de la xurografía. En este manuscrito, los canales más difíciles de producir son aquellos con ancho w = 200 μm (y relación de aspecto λ = 0,5), que empujaron contra el límite de la resolución del cortador artesanal⁵. La principal causa de error es el motor paso a paso empleado por el cortador artesanal, que mueve las cuchillas en incrementos de paso definidos basados en engranajes mecánicos. Cuando los diseños requieren que los cortes estén entre el incremento de paso definido, se introduce un mayor error. El trabajo en profundidad que identifica los límites de resolución de este método de xurografía está disponible en la literatura⁵.

Este procedimiento experimental proporciona una forma sencilla de calcular el factor de dispersión mejorado, K, y el coeficiente de difusión molecular, κ, de trazadores pasivos de una sola especie. Además, el protocolo ofrece una forma sencilla de visualizar la dinámica de interacción y separación entre las especies de iones. Dada la accesibilidad y versatilidad de la plataforma, este método es adecuado para analizar la dinámica entre especies de iones y comprender mejor la compleja interacción de los fenómenos de transporte, y se puede emplear fácilmente en aplicaciones como un micromezclador.

					Tiempo no dimensional
Relación de aspecto, λ	Caudal (cm/s)	Experimental κ (cm2/s)	Error relativo	Número de Péclet (Pe)	tmin/td	tmax/td
0.1	0.02	5.813 x 10-6 ± 3.797 x 10-7	1.982 x 10-2	~ 18	~ 30	~ 52
0.25	0.05	5.333 x 10-6 ± 4.179 x 10-7	6.443 x 10-2	~ 44	~ 11	~ 27
0.25	0.1	5.655 x 10-6 ± 2.822 x 10-7	7.838 x 10-3	~ 88	~ 6	~ 16
0.25	0.2	5.978 x 10-6 ± 1.724 x 10-7	4.884 x 10-2	~ 175	~número arábigo	~ 10
0.5	0.1	5.444 x 10-6 ± 4.790 x 10-7	4.496 x 10-2	~ 88	~ 6	~ 16

Tabla 1: Coeficiente de difusión molecular experimental (κ) para la sal de fluoresceína sódica. Los resultados se calculan a partir de la ecuación (3) utilizando ajustes experimentales para el coeficiente de dispersión mejorado, K, y los valores teóricos para el factor de dispersión, f. Cada fila informa el valor κ promedio (y la desviación estándar relacionada) para cuatro experimentos en microcanales con una relación de aspecto específica (λ = 0,1, 0,25 o 0,5) y caudal (0,05, 0,1 o 0,2 cm/s). Para cada uno, incluimos el error relativo con respecto al valor teórico^10,11, κ = 5.70 x ^10-6 cm²/s, para demostrar la precisión de nuestro método. Además, para cada fila enumeramos el número de Péclet experimental y el rango de tiempo no dimensional definido dividiendo el tiempo dimensional t cuando la curva de intensidad experimental se desvía de la línea de base, por el tiempo de difusión t_d = h² / (4κ).

Figura 8: Evolución temporal de la intensidad promediada del trazador del canal azul invertido en el punto de captura de la cámara para tres trazadores. Evolución temporal de la intensidad promediada del trazador del canal azul invertido en el punto de captura de la cámara para tres trazadores: solución de colorante azul en agua desizada (a la relación de concentración colorante alimentario: DI = 1:20 mL, –), solución de sal sódica de fluoresceína en agua desionizada (a una concentración de 0,6 g/L, ...), y una solución mixta que contiene colorante alimentario azul y sal sódica de fluoresceína con las mismas concentraciones que en sus experimentos individuales con trazadores (----), es decir, colorante alimentario azul: DI = 1:20 ml y 0,6 g / L de fluoresceína. Cada curva es el promedio de cinco ensayos experimentales con una desviación estándar en cada dirección (sombreado). Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Figura 9: Evolución temporal de la intensidad media del trazador del canal azul invertido en el punto de captura de la cámara para una solución mixta. Evolución temporal de la intensidad promediada del trazador del canal azul invertido en el punto de captura de la cámara para una solución mixta que contiene colorante alimentario azul y sal sódica de fluoresceína (----) con colorante alimentario azul: DI = 1:20 ml y 0,6 g/L de fluoresceína, y una curva de suma (+++) que combina la intensidad de los experimentos de solución colorante alimentaria azul (curva sólida en la Figura 8, –) y experimentos de solución salina de sodio con fluoresceína (curva punteada en la Figura 8, ...). La curva mixta es el promedio de cinco ensayos experimentales con una desviación estándar en cada dirección (sombreado). La desviación estándar de la curva de suma se calcula tomando la raíz cuadrada de la suma de las desviaciones estándar al cuadrado de los experimentos con cada solución trazadora individual. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Pipeta de volumen ajustable, 0.5– 10 μ L	MUHWA	B08TBPMKZL	Convertido en mesa
Tapete de corte Cameo, 12 x 12 in	Silueta América	8.19177E+11	Función aphabetize utilizada en la tabla
Batería enchufable de la cámara	NEEWER	B0B5WY8T96	puertos impresos en 3D eliminados
Trípode de cámara	Vanguardia	B00CCA1Y3S	añadido Impresora 3D Form 2 añadido Impresora 3D Form 2
Resina transparente V5	Laboratorios de forma	https://formlabs.com/store/materials/clear-resin/	Resina de impresión 3D
Acelerador de cola de cianoacrilato (CA)	Bono estelar	B00BUVAZ5S	También se agregó una resina
Cámara réflex digital	Nikon	D500	Software de impresora agregado
Software de tablero	Laboratorios de forma	https://formlabs.com/software/dashboard/	Software de impresión 3D añadido CAD solidworks
Agua desionizada	N/A	N/A	Añadido MATLAB
Panel de iluminación LED regulable	Kaiser Fototechnik	202455	Slimlite Plano 5000K 19.6 x 13.8 in cambiado el lote de FSS al número de catálogo
Cinta de poliimida de doble cara, rollo de 1 pulgada x 36 yardas	Bertech	B00HFN6E0K
Colorante de sal sódica Flourescein - 100 g	Sigma-Aldrich	5184A17
Impresora 3D Form 2	Laboratorios de forma	https://formlabs.com/3d-printers/form-2/
Jeringa de vidrio con punta Luer, 500 µ L	Compañía Hamilton	Nº de referencia: 80801
Pinzas de alta precisión, 0.004 pulgadas de ancho x 0.002 pulgadas de grosor	McMaster Carr	ECCN: EAR99	Punta puntiaguda estándar
Toallitas KimWipes	Kimtech	B0013HT2QW	4,4 x 8,4 pulgadas
Puntas de pipeta de pipeta líquida, 1000 piezas/bolsa	MUHWA	B07S1WJCHP	Se necesita 1 por ensayo experimental
Objetivo macro 20 mm f/2	Mitakon Zhongyi	B075JRGWW1
Cinta adhesiva, 0.70 pulgadas x 54.6 yardas	Marca Scotch	B00347A8E4
Software de MATLAB, edición 2023b	Mathworks	https://www.mathworks.com/products/matlab.html
Pegamento CA mediano, 2 oz.	Bono estelar	126150047	Super pegamento de cianoacrilato premium
Tarjeta de memoria, 64 GB	Disco San	‎ B09X7C7NCZ
Colorantes alimentarios surtidos de neón y tinte de huevo, 1.5 fl oz	McCormick y Compañía, Inc.	B09PFV6275	Rosa, verde y azul. Solo se necesita 1 vial de colorante azul para alimentos. Ingredientes del colorante alimentario azul: agua, propilenglicol, FD& C azul 1, propilparabeno (conservante).
Balanza de precisión	Instrumentos de laboratorio Sartorius	BCE224 - 1S	Entris® II Línea Esencial. Se utiliza para pesar polvo de sal de sodio con fluoresceína para mezclar trazadores.
Microtubos de PTFE, 0.012" ID x 0.030" OD	Cole Parer	MP-00060882	Tubería de transferencia de microcalibre. Mínimo necesario: 50 cm.
Disparador programable remoto	Pixel Pro	TW-283DC0/DC2
Tijeras	Amazona	B01BRGUAT6
Cinta adhesiva	Marca Scotch	B01C5IHGJW
Silhouette Cameo 4 Cortador de manualidades	Silueta América	8.19177E+11
Silhouette Cameo AutoBlade (Tipo B)	Silueta América	8.19177E+11	2 necesarios
Software Silhouette Studio Basic Edition versión 4.5	Silueta América	https://www.silhouetteamerica.com/silhouette-studio	Si se importa el archivo . Los archivos de plantilla DXF proporcionados como parte de los archivos complementarios en esta versión de software, primero configure la configuración de importación de software para leer el tamaño del archivo "tal cual" haciendo clic en: Editar preferencias de > > Importar > DXF > Abrir > tal cual.
Brayer de goma blanda, 4.75 x 1.75 x 6.62 in	Speedball	B003IFY622
Software SOLIDWORKS, Education Edition	SOLIDWORKS	https://www.solidworks.com/solution/job-functions/educators
Bomba de jeringa estándar de infusión/extracción 11 elite	Aparato de Harvard	70-4504
Punta de jeringa con bloqueo Luer, tamaño de la punta: 0.5 in, calibre 27, transparente	Metcal	B00F4B9W40	2 necesarios
Sábanas de poliéster ultra transparentes, 12 x 12 x 0.007 in	Grafix	B001K7Q6Z0