Artículo de método

Preparación y procesamiento de arterias calcificadas con morfología y ARN preservados para perfilado espacial digital

DOI:

10.3791/69159

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23 de enero de 2026

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1Division of Vascular Surgery, Department of Surgery, University of Washington, 2Department of Laboratory Medicine and Pathology, University of Washington, 3Division of Vascular Surgery, VA Puget Sound Health Care System

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo incluye un flujo de trabajo paso a paso para muestras vasculares calcificadas: manipulación de tejidos, descalcificación, validación de ARN, detección de niveles de calcificación y estrategias de selección de regiones de interés en el Nanostring GeoMx Digital Spatial Profiler (DSP). El objetivo es presentar un método integral para preservar la morfología del tejido vascular y el ARN para un análisis transcriptómico espacial fiable.

Resumen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

La transcriptómica espacial mapea los perfiles del transcriptoma completo directamente en secciones de tejido, correlacionando los vecindarios celulares y la expresión génica y cómo estas actividades impulsan la salud y la enfermedad. Aunque este enfoque ha transformado la oncología, la neurociencia, la inmunología, las ciencias del desarrollo y muchos campos, se ha utilizado menos ampliamente en biología vascular, aunque la enfermedad vascular sigue siendo una de las principales causas de muerte a nivel mundial. Destacan dos obstáculos: las arterias y venas ofrecen poca superficie plana para seccionar, y las muestras enfermas, a menudo ateroscleróticas, trombosadas, cargadas de placas o calcificadas, requieren tratamientos duros como la descalcificación, lo que pone en peligro la morfología y la integridad del ARN. Sin embargo, estos mismos vasos, con sus íntimas concéntricas, medios y estructuras estratificadas de adventitia, son ideales para el análisis espacial porque cada capa alberga tipos celulares y programas génicos distintos que interactúan a través de la pared.

Pocos protocolos detallados abordan cómo preparar los tejidos vasculares para la transcriptómica espacial. Esta escasez limita la capacidad de los investigadores para aprovechar todo el potencial de la técnica. Para cerrar esta brecha, presentamos un flujo de trabajo paso a paso optimizado para arterias tibiales humanas con lesiones avanzadas. El protocolo abarca el manejo de tejidos, la fijación y la adecuada descalcificación que preservan la estructura y la calidad del ARN, seguido de una tinción histológica hasta la severidad de la calcificación. También describimos la construcción de microarrays tisulares (TMA) para frenar los efectos por lotes y las estrategias de selección de regiones de interés (ROI) en el NanoString GeoMx Digital Spatial Profiler (DSP).

Al reducir barreras técnicas, este protocolo permite a los investigadores vasculares generar datos transcriptómicos espaciales fiables y estudiar actividades transcripcionales específicas de cada capa en vasos sanos y enfermos. Prevemos que acelerará el descubrimiento de mecanismos subyacentes a la calcificación, inflamación, aterosclerosis íntima y otras patologías vasculares, y fomentará una adopción más amplia de la transcriptómica espacial en biología vascular.

Introducción

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En la última década, la secuenciación de nueva generación y la obtención de imágenes de alta resolución han convergido para avanzar en la transcriptómica espacial, un método de cuantificación del transcriptoma completo preservando la ubicación precisa de cada transcrito en las seccionesde tejido 1,2. Cuando se combinan con el campo de secuenciación de ARN unicelular (scRNA-seq), que madura rápidamente, los enfoques espaciales proporcionan una ruta eficiente para vincular firmas génicas con tipos celulares, estados y nichos específicos dentro de un tejido u órgano, enriqueciendo enormemente nuestra comprensión de los mecanismos de laenfermedad 3,4,5,6,7 . Se están desarrollando múltiples plataformas comerciales, como 10X Visium, NanoString GeoMx y CosMx, Slide-seq y DBiT-seq, cada una soportada por protocolos optimizados para tejidos blandos y altamente celulares como tumores y tejido cerebral. El sector está experimentando un crecimiento explosivo, con PubMed indexando aproximadamente 150 publicaciones en 2023, casi 300 en 2024 y en camino de superar las 500 en 2025. A pesar de este auge, la biología vascular sigue estando infrarrepresentada en comparación con el cáncer, la neurociencia y la inmunología.

Los tejidos duros o mineralizados, como huesos, cartílago, dientes y arterias o venas calcificadas y cargadas de placa, han resultado mucho menos flexibles. Los obstáculos técnicos son multifacéticos. En primer lugar, los tejidos con matrices minerales densas requieren quelación o eliminación basada en ácidos, tratamientos agresivos que pueden fragmentar el ARN y distorsionar la morfología tisular. En segundo lugar, los tejidos enfermos, ya sean lesionados o fibróticos, suelen contener pocas células vivas incrustadas en una abundante matriz extracelular (ECM), lo que reduce el rendimiento de transcritos y complica la normalización de datos. Además, los tejidos vasculares poseen una arquitectura delgada y concéntrica (íntima, media, adventitia) envuelta alrededor de un lumen hueco. El grosor limitado de la pared, especialmente la íntima de capa unicelular, hace que las áreas de captura puedan contener tejidos escasos, y las secciones pueden desgarrarse o desprenderse durante pasos de tinción e hibridación de varias horas. Como resultado, los estudios transcriptómicos espaciales del tejido vascular siguen siendo escasos, aunque las enfermedades cardiovasculares se sitúan consistentemente entre las principales causas de muerte y morbilidad grave a nivel mundial. Los artículos de protocolo que existen enfatizan abrumadoramente el procesamiento de datos, la visualización o plataformas distintas de NanoStringGeoMx 8,9,10,11,12,13. Entre estos artículos, pocos describen métodos de laboratorio para procesar arterias tibiales enfermas, un vaso clínicamente relevante en la enfermedad arterial periférica (EAP), especialmente en pacientes diabéticos que constituyen una proporción creciente de la población afectada.

Para cubrir esta carencia, presentamos un flujo de trabajo integral para arterias tibiales humanas calcificadas obtenidas de pacientes con EAP que fueron amputados. El protocolo abarca: (1) recorte y disección de tejidos inmediatamente después de la extracción en quirófano; (2) fijación y descalcificación adecuadas de tejidos que mantengan la integridad de la morfología tisular y el ARN; (3) construcción de microarrays tisulares (TMAs) que ahorran costes para minimizar los efectos en lotes; (4) hibridación in situ por ARNoscopio y tinción histológica de calcio para control de calidad; y (5) Estrategia de selección de la región de interés (ROI) diseñada específicamente para arterias tibiales calcificadas en la plataforma GeoMx Digital Spatial Profiler (DSP). Estos pasos incluyen todos los procedimientos previos a la recogida de muestras en el instrumento DSP, la preparación de la biblioteca, la secuenciación y el análisis de datos.

Aunque se han demostrado en la plataforma DSP referenciada, los principios pueden guiar la preparación tisular para 10X Visium u otras plataformas, y la metodología es fácilmente adaptable a lechos vasculares adicionales o modelos animales. Este protocolo puede adaptarse para tejidos de biobancos y post-mortem, pero su éxito depende críticamente de las condiciones de preservación, fijación y almacenamiento del tejido. Los tejidos deben fijarse inmediatamente después de la cosecha para minimizar el tiempo isquémico (idealmente en menos de 1 hora). Se recomienda el formal estándar al 10% de neutro tampón (NBF) durante al menos 16 horas a temperatura ambiente (RT). Los tejidos deben incrustarse rápidamente tras la fijación y no deben almacenarse en etanol durante más de 3 días. Los bloques de parafina fijada en formol (FFPE) procesados y almacenados bajo las condiciones recomendadas siguen siendo adecuados para el perfilado espacial durante aproximadamente 3 años, aunque la calidad del ARN disminuye con la edad del bloque. Por ello, se recomienda la evaluación de la calidad del ARN para muestras de baja celularidad, bloques almacenados durante 6 meses, muestras de biobanco y tejidos post-mortem. La calidad mínima aceptable del ARN depende del ensayo seleccionado, la selección del retorno de inversión, la resolución deseada y las recomendaciones de la instalación central. En la práctica, se recomienda aproximadamente entre 50 y 100 núcleos por segmento para obtener resultados robustos. La plataforma DSP soporta tanto FFPE como pañuelos frescos congelados. En este protocolo, nos centramos en los tejidos FFPE.

Aunque este estudio se centra en la transcriptómica espacial, se integra fácilmente con el scRNA-seq. Utilizando conjuntos de datos publicados de scRNA-seq y deconvolución espacial computacional, se pueden estimar proporciones de tipos celulares para cada punto espacial, y los estados celulares definidos por scRNA-seq pueden proyectarse sobre la arquitectura tisular. Al mantener tanto la estructura como la integridad del ARN, nuestro protocolo permite la validación posterior de células individuales o moléculas únicas, maximizando el conocimiento biológico de muestras vasculares valiosas y una adopción más amplia de la transcriptómica espacial en la investigación de biología vascular.

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Protocolo

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Todos los procedimientos para la recogida de muestras arteriales humanas fueron aprobados por la Junta de Revisión Institucional (IRB) de la División de Sujetos Humanos de la Universidad de Washington y el IRB del Sistema de Atención Sanitaria de la VA Puget Sound (Seattle, WA). Se obtuvieron consentimientos informados por escrito de los pacientes antes de la recogida de tejidos. Los materiales y equipos utilizados para este estudio se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Recorte y fijación de tejidos

  1. Recorte de tejidos
    1. Prepara la bolsa de transporte utilizando un embalaje multicapa, que contenga una cámara de aire, un contenedor secundario, un recipiente exterior y una bolsa para muestras de riesgo biológico. Llene el tubo interior de la centrífuga de 50 mL con 30 mL de medios de almacenamiento del Medio Modificado para Águila (DMEM) de Dulbecco que contienen un 1% de ácido 4-[2-hidroxietil]-1-piperazina-etanosulfónico (HEPES) y un 1% de penicilina-estreptomicina (P/S).
    2. Colocar por separado las arterias tibial anterior (AT), posterior tibial (PT) y peronea tibial (PR) (idealmente de > 5 cm de longitud) por separado en los tubos centrífugos de 50 mL. Transfiere los botes sobre hielo desde el quirófano hasta la sala de cultivo de tejidos.
      NOTA: Se recomienda que la longitud de la muestra extraída sea de al menos 5 cm para permitir réplicas y que el tejido suficiente pueda ser crioalmacenado para otras evaluaciones o validaciones.
    3. Transfiere cada arteria a una placa de Petri de 100 mm junto con el medio. Eliminar el exceso de tejido conectivo perivascular usando tijeras y pinzas estériles, dejando solo la pared arterial (adventitia hacia dentro).
      NOTA: Manipular y recortar los tejidos en un armario de bioseguridad limpiado con una solución de inactivación de RNasa para evitar la contaminación por ARN. Utiliza bisturís y pinzas estériles; Entre muestras, enjuágalas en agua estéril y sin nucleasas para eliminar los residuos y limpia bien con etanol al 70%.
    4. Enjuaga brevemente la arteria recortada con solución salina con fosfato tamponado (PBS) de Dulbecco en una nueva placa de Petri. Coloca una tabla de cortar estéril dentro de un plato fresco y mueve la arteria sobre ella.
    5. Corta la arteria transversalmente en segmentos de 1 cm con una cuchilla quirúrgica.
  2. Fijación y almacenamiento de tejidos
    1. Congelar rápidamente dos segmentos en criotubos para criopreservación en nitrógeno líquido (LN2) y almacenarlos para futuros trabajos de proteínas/ARN.
    2. Colocar los segmentos restantes en tubos de 15 mL que contienen un 10% de NBF y fijar a 4 °C durante 24-48 horas para segmentos arteriales de 1 cm.
      NOTA: Se recomienda el uso de un 10% de NBF. Si se utiliza paraformaldehído (PFA) al 4%, prepáralo de nuevo o verifica un pH neutro antes de usarlo para minimizar el daño al ARN.

2. Descalcificación, procesamiento de tejidos y seccionamiento

  1. Preparar la solución de descalcificación: disolver ácido etileno-diamina-tetraacético sólido (EDTA) al 10% (p/v) en una solución estabilizadora de ARN (RSS). No es necesario filtrar. Ajusta el pH a 9,2 con pellets de hidróxido de sodio (NaOH) para disolver completamente el EDTA, luego bájalo a 5,2 con 10 M HCl, que es el pH de trabajo típico del RSS y ayuda a preservar la integridad del ARN.
  2. Enjuaga brevemente los pañuelos fijos en PBS manualmente. Transfiere cada muestra a un tubo de 15 mL que contenga la solución de descalcificación y agite a 4 °C durante 72 horas.
  3. Cuando termine la descalcificación, lava las muestras en PBS (2 × 5 minutos). Coloca los tejidos en casetes y cárgalos en un procesador de tejidos usando un programa de procesamiento de 4 horas.
  4. Incrusta varios segmentos de arteria por bloque tisular. Marca el área restringida de tejido en las espaldas de las láminas y verifica que todas las secciones estén dentro de esta zona.
  5. Recorta el exceso de parafina. Seccionar los bloques a 5 μm con un microtomo y cuchillas de perfil bajo, y montar las secciones de tejido dentro del área marcada de la lladera.
    NOTA: Desecha las primeras secciones tras mirar y recoge las secciones de tejido posteriores. Usa cepillos sin RNasa y limpia el baño de maria entre tandas de muestras.
  6. Prepara al menos cuatro secciones seriales por bloque para diferentes tintes y el experimento de perfilado espacial digital (DSP). Guarda las láminas a 4 °C hasta su uso (idealmente < 6 meses).

3. RNAscopio Hibridación in situ (ISH) y tinción histológica

  1. ARNAscope ISH
    1. Las láminas se hornean en un horno seco a 60 °C durante la noche para mejorar la adhesión del tejido a las láminas.
    2. Deparafinización: Sumergir las láminas en xileno (3 × 5 min), seguidas de 100% de etanol (2 × 3 min). Desliza en seco a 60 °C durante 7 minutos.
    3. Realiza el ensayo RNAscope 2.5 HD Red ISH según el protocolo del fabricante. Bloquear la peroxidasa endógena con 3% deH2O2 durante 10 minutos en RT; Enjuaga en agua destilada (DI).
    4. Incubar las láminas en un tampón de recuperación precalentado a 100 °C (diluido 1:10 en agua DI) durante 15 minutos (usar 200 mL de tampón de recuperación para una rejilla de hasta 24 láminas en un vaporizador), sumergir en etanol 100% 5 veces y secar las láminas a 60 °C durante 7 minutos. Crea una barrera hidrofóbica para soluciones alrededor del tejido usando un bolígrafo PAP de barrera hidrofóbica.
    5. Coloca las láminas en una rejilla de horno de hibridación, añade 200 μL de suplemento enzimático digestivo (prediluido por el proveedor en frascos cuentagoteros) a cada lámina y incuba a 40 °C durante 15 minutos. Enjuaga los portaobjetos dos veces con agua DI.
    6. Aplicar la sonda de control positivo Human Ppib a las láminas e incubar durante 2 horas a 40 °C. Lava las correderas dos veces en el buffer de lavado.
    7. Realizar amplificación secuencial: AMP1 a 40 °C durante 30 minutos; AMP2 a 40 °C durante 15 minutos; AMP3 a 40 °C durante 30 minutos; AMP4 a 40 °C durante 15 minutos; AMP5 en RT durante 30 minutos; y AMP6 en RT durante 15 minutos. Lava durante 2 x 2 minutos entre cada sesión.
    8. Añade la solución Fast Red de trabajo, incuba en RT durante 10 minutos. Drena, sumerge los deslizamientos en agua DI, luego sumerge 5 veces en agua fresca DI. Confirma que los puntos de control positivo de Ppib aparecen como puntos rojos discretos y punteados.
    9. Contratinción con hematoxilina de Gill's 1, mojo 5 veces en 2 cambios de agua DI, azul en hidróxido de amonio al 0,02% y 5 veces en 2 cambios de agua DI. Confirma que los núcleos tiñen de azul y que la morfología tisular se conserva. Deja que las correderas se sequen durante la noche y que las cubran con medio de montaje.
  2. Tinción S de Alizarina Roja
    1. Para secciones seriales adicionales, repite la deparafinización y rehidratación en los Pasos 3.1.2.
    2. Confirma que el pH de la solución de trabajo de alizarina roja S es 4,1-4,3.
    3. Sumergir las láminas en Alizarin Red S durante 30-60 s, o hasta que los depósitos de calcio adquieran un color naranja-rojizo.
    4. Sacude el tinte de tinte excesivo. Deshidrata con 20 inmersiones rápidas en acetona 100%, luego 20 inmersiones en acetona:xileno (1:1).
    5. Limpia los toboganos en dos baños frescos de xileno, de 3 minutos cada uno. Capa de cubierta con medio de montaje.

4. Preparación de diapositivas GeoMx DSP y selección de ROI

  1. Antes de comenzar, limpia todo el equipo y recipientes con solución inactivadora de ARNasa y sécalos o enjuaga con agua tratada con DEPC para evitar la contaminación por ARN. Sigue las instrucciones para el ensayo de perfilado espacial de ARN.
  2. Las láminas se hornean en un horno seco a 60 °C durante la noche para mejorar la adhesión del tejido a las láminas.
  3. Deparafinización y rehidratación: Sumergir las láminas en xileno (3 × 5 minutos), seguidas de etanol al 100% (2 × 5 minutos) y etanol al 95% diluido en agua tratada con DEPC durante 5 minutos. Transfiere las diapositivas a 1× PBS durante 1 minuto.
  4. Incubar las láminas en un tampón de extracción de antígenos Tris/EDTA a 100 °C pH 9,0 precalentado durante 20 minutos, y transfiere las láminas a 1× PBS durante 5 minutos en RT.
  5. Incubar las láminas en 1,0 μg/ml de Proteinasa K precalentadas durante 15 minutos y enjuagar en 1× PBS durante 5 minutos en tiempo de descanso.
  6. Coloca las láminas en 10% de NBF (200 μL por diapositiva) durante 5 minutos en RT, y lava en PBS durante 5 minutos.
  7. Retira las láminas del PBS, golpea con una toalla de papel, limpia el exceso de líquido que rodea el pañuelo con un Kimwipe y coloca en la barra de tinción de hibridación.
  8. Añade 200 μL de solución de hibridación (diluida 1:10 en el Buffer W) a cada portaobjetos y aplica un deslizamiento de hibridación. Cierra la cámara de hibridación, insértala en el horno y incuba a 37 °C durante la noche.
  9. Introduce un tampón de suero salino y citrato de sodio (SSC, 2×) y permite que la hibridación se deslice sola en menos de 5 minutos.
  10. Lava las láminas con un tampón de lavado estricto compuesto por partes iguales de 4× SSC y formamida desionizada a 37 °C, 25 minutos por lavado. Lava las láminas con 2× SSC buffer, 2 minutos por lavado.
  11. Bloquea los deslizamientos con el Buffer W en RT durante 30 minutos.
  12. Cubrir el tejido con solución primaria de anticuerpos (Rabbit anti-CD45) durante 1 hora en la caja de la cámara de humedad en RT, lavar con 2× tampón SSC 3 veces.
  13. Aplicar solución secundaria de anticuerpos (anti-Rabbit Goat IgG-AF647) durante 1 hora y lavar en 2× tampón SSC.
  14. Cubre el tejido con anticuerpo marcado (anti-SMA-AF488) durante 1 hora en la caja de diapositivas de la cámara de humedad en RT. Lava en 2× buffer SSC.
  15. Tinte las láminas durante 10 minutos con marcador nuclear Syto83 de 2 μM diluido en el tampón W durante 10 minutos.
  16. Escanea las láminas con un instrumento de perfilado de ARN para visualizar la tinción morfológica del marcador. Selecciona los ROI de las lesiones proximales y distales a calcificadas de cada tejido arterial, anotando la ubicación específica de cada ROI por capa.
    NOTA: Tenga cuidado para evitar la formación de burbujas de aire al aplicar el deslizamiento de hibridación a las secciones del tejido.

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Resultados

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El protocolo aquí descrito guía a los investigadores desde la recepción de arterias tibiales hasta la generación de portaobjetos de TMA que conservan tanto la morfología como la integridad del ARN para el análisis transcriptómico espacial. También detalla métodos histológicos para visualizar depósitos de calcio en arterias, la tinción morfóloga de marcadores y las estrategias de selección del ROI.

En la Figura 1, las arterias está...

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Discusión

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Este protocolo detalla los pasos necesarios para preparar las arterias tibiales humanas calcificadas para el perfilado transcriptómico espacial en el NanoString GeoMx DSP. Las arterias tibiales, como todos los vasos, poseen capas concéntricas íntimas, medios y adventitia, cada una albergando poblaciones celulares distintas que orquestan la lesión y la reparación. Mantener la arquitectura de estas capas es esencial para análisis transcriptómicos resueltos por capas, aunque varios pasos pr...

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Divulgaciones

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen conflictos de interés que declarar.

Agradecimientos

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este trabajo fue apoyado por una subvención inicial del VA Puget Sound, el premio al mérito VA I01 BX004975-02, y recursos y el uso de las instalaciones en el Centro de Atención Médica VA Puget Sound.  La obra es responsabilidad de los autores y no refleja necesariamente la posición o política del Departamento de Asuntos de Veteranos ni del gobierno de los Estados Unidos.  Queremos reconocer el servicio de imagen proporcionado por el Núcleo de Histología e Imagen (HIC) de la Universidad de Washington.  Queremos agradecer al Dr. Shreeram Akilesh por su orientación sobre experimentos de DSP en la Universidad de Washington y a su grupo en MANTIS Labs: UW Spatial Biology Core.  También queremos reconocer a Nishi Ivanov del Centro de Investigación de la Diabetes de la Universidad de Washington por la tinción histológica.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Medio de Águila Modificado de Dulbecco (DMEM), glucosa alta, piruvato y nbsp;Thermo Fisher Scientific11995065
Solución tampón de ácido 4-(2-hidroxietil)-1-piperazina, etanolsulfónico (HEPES), 1 MThermo Fisher Scientific15630080
Penicilina-estreptomicina (P/S), 10.000 U/mLThermo Fisher Scientific15140122
Formalina Neutral Bufferizada al 10% (NBF)Millipore Sigma65346-M
Ácido etileno-diamina-tetraacético (EDTA)Millipore Sigma3620
Solución de estabilización ARN posteriorThermo Fisher ScientificAM7024Solución de estabilización de ARN (RSS)
Peróxido de hidrógeno (H2O2)Advanced Cell Diagnostics, Inc322335
Solución de recuperación de objetivosAdvanced Cell Diagnostics, Inc322001
Protease PlusAdvanced Cell Diagnostics, Inc322331Suplemento enzimático digestivo
DapB (control negativo)Advanced Cell Diagnostics, Inc310043
Buffer de lavado de RNAscope (kit de análisis RNAscope 2.5 HD Red ISH)Advanced Cell Diagnostics, Inc320058
AMP1Advanced Cell Diagnostics, Inc324511
AMP2Advanced Cell Diagnostics, Inc324512
AMP3Advanced Cell Diagnostics, Inc324513
AMP4Advanced Cell Diagnostics, Inc324514
AMP5 RojoAdvanced Cell Diagnostics, Inc324515
AMP6 RojoAdvanced Cell Diagnostics, Inc324516
Rápido Rojo AAdvanced Cell Diagnostics, Inc324517
Ppib humanoAdvanced Cell Diagnostics, Inc313901
Gill' s hematoxilinaMillipore SigmaGHS132
Extracción de antígenos, Tris/EDTA pH 9Thermo Fisher Scientific00-4956-58
Proteinasa KThermo Fisher ScientificAM2546
Solución de hibridación-Hs WTANanostring121401102
HybrislipDeslizamiento de hibridación
Solución de hibridación-Buffer RNanostring121300313
Conejo anti-CD45 Señalización celular1317
Buffer WNanostring121300313
Anti-Conejo Goat IgG-AF647Jackson Inmunoresearch111-605-144
Ratón anti-SMA-AF488 Thermo Fisher Scientific53-9760
Syto83 Thermo Fisher ScientificS11364
Cuchilla quirúrgicaBD Biociencias371110
Superfrost  Además de portaobjetos de microscopioThermo Fisher Scientific1255015
Bolígrafo ImmEdge
Láminas de microtomoThermo Fisher Scientific22-500-125
RNase AWAYSolución inactivadora de RNasa
Equipo
Horno de hibridación HybEZ  Advanced Cell Diagnostics, Inc321710
Perfilador Espacial Digital GeoMxNanostring Modelo: GeoMx DSP
Plataforma de acceso a datos: GeoMx DSP Control Center (Versión 3.1.2.12)		Ajuste de escaneo de canales: para FITC, el tiempo de explosión es de 300 ms y el fluoróforo es AlexaFluro 488; para el canal Cy3, el tiempo de exposición es de 50 ms, y el fluoróforo es Syto83; y para el canal Cy5, el tiempo de exposición es de 300 ms, y el fluoróforo es AlexaFluor 647.

Referencias

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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