Artículo de método

Modelo de paro cardíaco porcino usando un desfibrilador implantable

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DOI:

10.3791/69305

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9 de enero de 2026

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1Nord University, 2UiT The Arctic University of Norway, 3Nordland Hospital Trust, 4NTNU The Norwegian University of Science and Technology, 5Department of Pain Medicine and Research, Oslo University Hospital and University of Oslo, 6Helgeland Hospital Trust

En este artículo

Resumen

Este protocolo demuestra el uso de un desfibrilador cardioversor implantable (DCI) para inducir de forma fiable arritmias ventriculares, realizar cardioversión interna y obtener registros de ECG intracardíacos en un modelo porcina.

Resumen

Este estudio presenta un modelo reproducible de paro cardíaco porcino utilizando un desfibrilador cardioversor implantable (DCI) para inducir y cardioversión fiables de fibrilación ventricular (FV), así como monitorización intracardíaca por ECG durante la reanimación. Los modelos animales de gran tamaño son vitales para la investigación traslacional en paro cardíaco; sin embargo, las técnicas convencionales de inducción y cardioversión por FV —principalmente el uso de electrodos externos y desfibrilación— suelen verse obstaculizadas por artefactos de movimiento, tasas de conversión inconsistentes y un alto uso de recursos animales. Este protocolo describe ciclos repetidos de inducción y cardioversión de FV dentro del mismo animal, proporcionando un control preciso mientras minimiza el estrés fisiológico y el número de animales, de acuerdo con los principios de las 3R (Reemplazo, Reducción y Refinamiento). El método basado en DAI permite un seguimiento preciso del ritmo mediante ECG intracardíaco durante la reanimación, con una mejor resistencia a los artefactos en comparación con el ECG superficial. Once cerdos se sometieron repetidamente a inducción y cardioversión de FV, con altas tasas de éxito y recuperación de la circulación espontánea. El modelo permite la adquisición de datos estandarizada y fiable para estudios de paro cardíaco, asegurando la consistencia experimental y facilitando la investigación reproducible de la fisiopatología y las estrategias de reanimación, minimizando al mismo tiempo el uso animal.

Introducción

Cerdos y humanos comparten significativas similitudes anatómicas y fisiológicas, por lo que los modelos porcinos son esenciales para la investigación enreanimación 1. Las técnicas para inducir fibrilación ventricular (FV) y paro cardíaco incluyen: la aplicación de corriente continua (CC) mediante la inserción de agujas espinales en el miocardio mediante una batería de 9 V, o el generador de senosnasales 2; corriente alterna transcutánea o subcutánea (CA)3,4; aplicación intramiocárdica con un electrodo marcapasos que utiliza corriente continua (DC) (pila de 9 V), corriente alterna (CA; osciloscopio/generador de funciones) o un marcapasosexterno 5,6,7,8. Aunque todos estos métodos inducen eficazmente la FV, la conversión al ritmo sinusal (SR) suele realizarse mediante la aplicación transcutánea externa de un choque DC y el retorno de la circulación espontánea (ROSC) suele ser subóptimo. Además, los choques externos imponen un estrés fisiológico y tisular significativo y una lesión potencial 9,10, limitando el número de intervenciones repetidas por animal. En consecuencia, los estudios de FV suelen requerir un gran número de animales para detectar diferencias estadísticamente significativas, lo que entra en conflicto con los imperativos éticos para reducir el uso animal.

Investigaciones previas en humanos han demostrado que la FV puede inducirse mediante un sistema de desfibrilador cardioversor implantable (CIE) 11. Hasta donde sabemos, no se han estudiado inducciones y conversiones repetidas de FV utilizando un sistema de DCI en un modelo porcina. Se utiliza un electrocardiograma (ECG) para detectar la conversión de fibrilación ventricular a ritmo sinusal. Durante la reanimación cardiopulmonar (RCP), el ECG estándar de superficie de alta calidad puede ser poco fiable o difícil de obtener debido a artefactos de movimiento y a los artefactos relacionados con la interfaz electrodo-piel y las propiedades eléctricas de loselectrodos 12,13,14.

En línea con los principios 3R de la investigación animal (Reemplazo, Reducción y Refinamiento)8, y nuestra investigación en curso sobre la detección de flujo durante un parocardíaco 15,16,17, nuestro objetivo era desarrollar un modelo predecible y reproducible de paro cardíaco porcino para inducción y conversión repetida de FV a SR dentro de un solo animal. Además, nuestro objetivo era utilizar el dispositivo de DCI para obtener lecturas de ECG intracardíaco durante la RCP. Al reducir la variabilidad y mejorar el éxito de la RCP, este método aborda las limitaciones clave de los modelos existentes, minimiza el uso animal y facilita una investigación más fiable sobre paros cardíacos. Este enfoque refinado garantiza la coherencia y ofrece ventajas significativas sobre las técnicas tradicionales, permitiendo a los investigadores obtener resultados fiables mientras se cumplen con estándares éticos en el diseño experimental. El modelo presentado es técnicamente avanzado y requiere acceso a un DCI y a una unidad de programación, así como fluoroscopia o ecografía para guiar la inserción del electrodo del marcapasos. Debido al tamaño del DCI, los electrodos del marcapasos y los introductores vasculares, el modelo es aplicable a cerdos que pesan al menos 25 kg.

Protocolo

Los experimentos descritos en este protocolo fueron aprobados por la Autoridad Noruega de Investigación Animal (FOTS-ID 25415) y realizados de acuerdo con la Directiva de la UE 2010/63/UE sobre la Protección de los Animales Utilizados con Fines Científicos. Se utilizaron once cerdos de la Landrace noruega (Sus scrofa domesticus), compuestos por 10 machos y una hembra, con una edad media de 56 ± 1,5 días y un peso medio de 30 ± 3 kg. La configuración experimental se ilustra en la Figura 1.

1. Recuperación de animales, anestesia y monitorización

  1. Recuperación de animales
    1. Coordina con un granjero local para obtener cerdos del tamaño y peso adecuados para el experimento previsto.
    2. Para promover el bienestar animal, recóllelos inmediatamente antes del procedimiento. Proporcionéles acceso improvisado a comida y agua hasta la recuperación.
  2. Sedación en la granja
    1. Administra una mezcla de los siguientes fármacos intramusculares para un cerdo de 30 kg: Ketamina 2500 mg (25 mL de Belatamin VET 100 mg/mL), Midazolam 10 mg (2 mL de Midazolam 5 mg/mL), Atropina 1 mg (1 mL de Atropina).
    2. Confirma la sedación adecuada verificando que el cerdo está dormido, recostado y no responde a la estimulación antes del transporte.
  3. Transporta al cerdo sedado en una jaula segura y ventilada. Asegura protección contra la hipotermia usando mantas térmicas. Minimiza el tiempo de transporte.
  4. Preparación de laboratorio
    1. Pesa el cerdo. Inserta dos catéteres intravenosos periféricos (IV) de 20G en los oídos utilizando la técnica aséptica estándar. Si es necesario, coloca un guante lleno de agua tibia sobre las venas contraídas para favorecer la vasodilatación. Enrolla y coloca vendas elásticas o de gasa en la parte externa de la oreja del cerdo y fíjala con cinta para estabilizar los catéteres intravenosos.
    2. Lava y afeita el cuello y la mandíbula. Administra ketamina (50 mg IV) o tiopental (50-100 mg IV) según sea necesario para mantener la sedación. Evita dosis altas de tiopental para asegurar una respiración espontánea.
  5. Monitorización y posicionamiento inicial
    1. Coloca el cerdo boca abajo sobre la mesa de operaciones. Coloca un pulsoxímetro neonatal en la cola y electrodos electrocardiograma (ECG) en el torso. Verifica lecturas claras.
    2. Comienza las infusiones intravenosas de la siguiente manera:
      Catéter 1: Tiopental (Pentocur Abcur) diluido en 5% de glucosa o 0,9% de NaCl hasta una concentración final de 25 mg/mL. Tasa de infusión 0,16 mL/kg/h (equivalente a 4 mg/kg/h)
      Catéter 2: Una mezcla de midazolam y morfina diluida en 5% de glucosa o 0,9% de NaCl hasta una concentración final de 0,15 mg/mL y 2 mg/mL (equivalentes a 0,15 mg/kg/h y 2 mg/kg/h, respectivamente). Tasa de infusión: 1 mL/kg/h. En el mismo catéter, administrar acetato de Ringer (Ringer-Acetato) 4-10 mL/kg/h.
      PRECAUCIÓN: No mezcles pentobarbital con otros fármacos para evitar la formación de cristales en catéteres intravenosos.
  6. Oxigenación e inducción de anestesia profunda
    1. Proporciona oxígeno (6 L/min) mediante una mascarilla facial específica para cerdos conectada a una bolsa de ventilación autoexpandible.
    2. Inducir anestesia profunda con pentobarbital (200-300 mg IV) y confirmar el cese de la respiración espontánea. Inicia la ventilación de la mascarilla.
  7. Intubación
    1. Usa una mordaza bucal para abrir la boca del cerdo. Con el cerdo tendido, inserta una hoja de laringuoscopio Miller recta #5 para localizar la epiglotis y abrir el introito laríngeo. Monitoriza la saturación (SpO 2) usando el pulsoxímetro adjunto y ventila según sea necesario si la saturación baja del 80%.
    2. Para la intubación endotraqueal, inserta el bougie hasta que un reflejo de tos indique la carina. Avanza un tubo endotraqueal de 7,0 mm de diámetro exterior sobre el bougie, girando el tubo 90° en sentido antihorario para facilitar el paso más allá de las cuerdas vocales. Quita el pino y infla el puño.
    3. Ventila el cerdo usando una bolsa autoexpandible conectada al capnógrafo. Confirma la colocación del tubo observando el retorno delCO2 y los sonidos pulmonares auscultadores. Asegura el tubo con cinta.
    4. Si la colocación falla —indicado por la ausencia de sonidos de ventilación y la ausencia de CO mareal finalespiratorio (ETCO 2)— retira el tubo y repite el proceso.
    5. Conecta el tubo a un ventilador. Configura la ventilación controlada por volumen como:
      Volumen mareal: 8-10 mL/kg
      Frecuencia respiratoria: ~17/min
      Fracción de oxígeno inspirada (FiO 2): 21%
      Presión espiratoria positiva al final (PEEP): 5cmH 2O
    6. Monitorea SpO2 y termina ETCO2. Ajusta la frecuencia de ventilación para mantener un pH sanguíneo de ~7,45. Evita la hiperventilación para evitar la alcalosis. La mayoría de los cerdos tienen un exceso base (BE) fisiológicamente mayor de +5 a +10, por lo que buscan unETCO2 superior al humano para mantener la estabilidad del pH.

2. Instrumentación

  1. Colocación del catéter arterial
    1. Gira al cerdo en posición supina y fija las extremidades con una venda de gasa.
    2. Desinfecta el cuello, la mandíbula, la ingle y el abdomen con clorhexidina 5 mg/mL en etanol y cúbrela con mandos estériles.
    3. Estira una pata trasera para extender la arteria ilíaca. Utiliza ultrasonidos para localizar la arteria ilíaca e inserta un catéter arterial de 5 Índice de Pulso Francés con Gasto Cardíaco Continuo (PiCCO) utilizando la técnica de Seldinger.
    4. Conecta el catéter a un transductor de presión prelleno y enjuaga el set. Pone el transductor a cero y confirma que el trazado de la presión arterial es bueno. Suelta la pata trasera.
  2. Cateterismo de vejiga
    1. Identifica la vejiga en la línea más baja del pezón mediante una ecografía. Realiza una mini laparotomía usando diatermia para exponer la vejiga.
      PRECAUCIÓN: Los equipos de diatermia generan altas temperaturas, lo que supone un riesgo de daño térmico. Evita el contacto con el electrodo para evitar lesiones personales y asegurar un control preciso, y evita el contacto con los tejidos circundantes para evitar daños no intencionados. La diatermia produce humo quirúrgico potencialmente cancerígeno. Minimiza el uso y asegura una evacuación local eficaz del humo y una ventilación de la habitación.
    2. Aplica una sutura tipo cordón de bolsa (0,5 cm de diámetro) en la vejiga. Haz una incisión de 0,5 cm usando diatermia dentro de la sutura e inserta un catéter de 12 Charrière.
    3. Infla el balón del catéter con agua estéril y aprieta la sutura. Coloca el catéter en una bolsa de recogida.
    4. Reinserta la vejiga en la cavidad peritoneal y cierra la laparotomía con grapas.
  3. Colocación del catéter venoso central (CVC)
    1. Inclina el cerdo en posición de Trendelenburg y aumenta el PEEP del ventilador a 10cmH 2O para distendir las venas del cuello.
    2. Utiliza ultrasonidos para localizar la vena yugular externa izquierda e inserta una CVC de tres lúmenes usando la técnica de Seldinger.
    3. Verifica el reflujo venoso en todos los lúmenes. Transfiere la sedación y las infusiones de líquidos al CVC.
    4. Conecta un transductor de presión al tercer lumen y confirma el trazado por presión venosa central (CVP).
  4. Colocación de electrodos de introductor vascular y desfibrilador cardioversor implantable (DCI)
    1. Localiza la vena yugular externa derecha mediante ultrasonidos.
    2. Inserta un introductor vascular de 7 Fr usando la técnica de Seldinger. Confirma el reflujo venoso y enjuagua con solución salina. (El tamaño del introductor puede variar según el tipo de electrodo del CID - consulte con el productor correspondiente).
    3. Reduce el PEEP a 5cmH 2O y nivela la mesa de operaciones. Confirmar la colocación de la punta introductora mediante ecocardiografía transesofágica o fluoroscopia.
    4. Inserta un electrodo de bobina simple de ICD a través del introductor vascular. Avanza el electrodo hacia el vértice del ventrículo derecho.
    5. Observar la posición adecuada de los electrodos mediante ecocardiografía transtorácica o transesofágica o fluoroscopia, según esté disponible.
    6. Conecta el cable del ICD a un analizador del sistema de pacing (PSA) usando el cable del conector dedicado. Confirmar la ubicación en el ventrículo derecho midiendo ondas R intracardíacas de >6 mV.
    7. Exponer la hélice para fijar la punta del conductor del CIE al endocardio del ventrículo derecho (ápice o tabique distal).
    8. Confirma la posición adecuada del cable mediante mediciones del umbral de estimulación (<2,5 V; 0,4 ms) e impedancia (500-1500 Ω para estimulación, 50-100 Ω para bobina de choque). Recoloca el plomo si es necesario.
    9. Haz una incisión horizontal de 4 cm por debajo de la clavícula izquierda usando diatermia. Con un par de pinzas y los dedos, crea un pequeño bolsillo subcutáneo, lo suficientemente grande para contener el DCI.
    10. Conecta el cable al ICD e inserta el dispositivo en el bolsillo. Es importante que el electrodo del DCI tenga una buena posición en el ventrículo derecho y que el tornillo retráctil esté firmemente sujeto al miocardio. Si la onda R medida disminuye o el umbral de ritmo aumenta considerablemente, reposiciona el adelantado. Además, si la impedancia (ritmo y/o descarga) está fuera de rango, comprueba que el extremo conector del cable haya avanzado completamente hacia el conector del ICD y que el tornillo de ajuste esté bien sujeto.

3. Programación de marcapasos/desfibriladores

  1. Cambia del modo Analizador del Sistema de Ritmo (PSA) al modo Programador en el PSA. Conecta el ICD al programador usando la antena suministrada y confirma la telemetría inalámbrica.
  2. El software de programación de ICD se abre automáticamente. Repetir las mediciones de la onda R intracardíaca, umbral e impedancias, y recolocar el electrodo del DCI si es necesario.
  3. Programar el modo de ritmo según los ajustes deseados (por ejemplo, VVI 60 bpm, salida 3,5 V; ancho de pulso 0,4 ms; autodetección activada).
  4. Programa los parámetros de la terapia para taquiarritmias según los valores deseados, incluyendo número de zonas, número de ondas R necesarias para la terapia y tipo de terapia, por ejemplo, 2 zonas con taquicardia ventricular (VT) 190-240 y fibrilación ventricular (FV) > 240. En la zona VT, 32 intervalos, dos intentos de estimulación antitaquicardia antes de una cardioversión de 30 J, y en la zona VF, 12 intervalos antes de un choque DC.
    NOTA: El tiempo de detección de arritmias depende de los parámetros programados, incluyendo la frecuencia cardíaca (duración del ciclo) y el número de ondas R consecutivas necesarias para el diagnóstico. Por ejemplo, si la frecuencia cardíaca es de 240 bpm y se requieren 12 ondas R consecutivas para diagnosticar la FV, el tiempo de detección será significativamente más corto que si la frecuencia cardíaca es de 180 bpm y se requieren 32 ondas R. Esto se aplica a entornos donde la terapia se imparte automáticamente, como en la práctica clínica. En cambio, al utilizar el modo de prueba del programador, la terapia puede administrarse tras un intervalo de tiempo predefinido (hasta 20 s) o manualmente, sin que se administre terapia hasta que el operador la active. En estos últimos modos, la detección de arritmias es manual en lugar de automática.
  5. En el lado derecho de la pantalla del programador, selecciona el icono de Prueba y luego abre las carpetas Fibber y NIPS . Pulsa el icono del Fibber Ventricular para permitir la inducción de VF usando varios métodos, siendo el más fiable para VF el FibberDC 11 — un voltaje DC constante de 7,5 V durante 2 segundos. Otras opciones para la VF son el shock en onda T o el ritmo de 50 Hz.
  6. Cuando se induce la FV, hay tres opciones para administrar la terapia (esquina inferior izquierda de la pantalla). Utiliza Automático, en el que el dispositivo administrará automáticamente una descarga según los parámetros programados de la terapia taquicárdica en el DCI. Otras opciones son Timed, donde el ICD administrará una descarga tras un intervalo programable entre 3 s y 20 s, o Manual, donde la terapia solo se administra cuando el operador pulsa el icono de Administrar Terapia .
  7. La taquicardia ventricular puede inducirse haciendo clic en el icono del NIPS ventricular . Seleccione el icono de ráfaga y la duración del ciclo deseada para la inducción, por ejemplo, 300 ms, que corresponde a una frecuencia cardíaca de 200. Pulsa Mantener Presionado para aplicar ráfaga durante hasta 20 segundos (máximo) para inducir la VT. Si no tiene éxito, el procedimiento puede repetirse con una duración de ciclo menor, por ejemplo, 280 ms o 260 ms.
  8. Si se induce la VT o la FV, la terapia se administra según los ajustes programados en la carpeta Taquicardia. Para acceder a la configuración, haz clic en el icono de Parámetros en el dispositivo. Asegura la restauración de SR.

4. Establecer monitorización Doppler continua no invasiva de la carótida

  1. Para monitorizar el flujo carotídeo, se utiliza una combinación del trazado de presión intraarterial desde la arteria carótida izquierda y, si está disponible, complementado con una medición no invasiva de la velocidad del flujo guiada por ultrasonido en la arteria carótida derecha mediante un Doppler manos libres y continuo, por ejemplo, el RescueDoppler15.
  2. Coloca la sonda Doppler perpendicular a la arteria carótida izquierda. Asegúrate de tener un contacto adecuado con la piel usando generosas cantidades de gel de ultrasonidos.
  3. Revisa el ecrógrafo para asegurarte de que hay una buena traza carótida. Fija bien la sonda con cinta adhesiva.

5. Realizar estudios de paro cardíaco

  1. Para monitorizar el ritmo cardíaco, se utiliza el ECG intracardíaco obtenido del marcapasos y los trazados superficiales del ECG obtenidos del monitor del paciente.
  2. Para monitorizar el ROSC, se utiliza la presión arterial invasiva en la arteria carótida izquierda obtenida del monitor del paciente y la medición no invasiva de la velocidad del flujo guiada por ultrasonido en la arteria carótida derecha obtenida del Doppler de rescate.
  3. Induce VF o VT según el protocolo de estudio utilizando uno de los métodos disponibles en el programador. Para los dispositivos Abbott, el método más fiable para la inducción VF es el Fibber de CC: un voltaje constante de CC de 7,5 V aplicado durante 2 s. Métodos alternativos para la inducción VF incluyen el choque en la onda T o el pacing a 50 Hz. Induce la VT mediante un ritmo rápido de sobresaturación, normalmente con una duración de ciclo de 300-250 ms (correspondiente a una frecuencia cardíaca de 200-240 bpm).
  4. Observar la cesación del flujo carotídeo en la traza Doppler carotídea. Mantener el periodo de sin flujo según el protocolo del estudio.
  5. Realizar RCP manual, compresiones mecánicas u otras intervenciones según el protocolo del estudio.
  6. Cuando se desee, convierte al cerdo a ritmo sinusal administrando una descarga DC manual a través del desfibrilador implantable. Programa el nivel de energía y ajusta según el tamaño del animal. Para cerdos adultos, la potencia máxima suele ser de 36-41 J, dependiendo del fabricante. En animales más pequeños, 10-20 J pueden ser suficientes.
    NOTA: En humanos, un CIE suele suministrar una energía de 30-40 J al tratar una FV. En cerdos de 30 kg, puede ser suficiente menos energía, aumentando la longevidad del DCI, que luego puede reutilizarse en otros animales. La energía entregada es programable, pero no se recomienda menos de 15 J, ya que la falta de éxito y la necesidad de choques repetidos con mayor energía conducirán a un periodo más largo de asistolía y menor reproducibilidad entre animales.
  7. Para asegurar una alta tasa de conversión, terminar la VF en un plazo de 120 s. Si el animal está en VT, consigue la conversión ya sea mediante estimulación antitaquicardia (ATP) —que transmite impulsos de bajo voltaje a una velocidad superior a la taquicardia— o mediante una descarga continua sincronizada (cardioversión).
    NOTA: Los DCI disponibles comercialmente no pueden programarse para suspender la terapia indefinidamente. Por razones de seguridad, aplicarán automáticamente una descarga comprometida una vez transcurrido el tiempo máximo de detección, siempre que el ritmo se mantenga en VF.
    PRECAUCIÓN: Evita el contacto directo con el animal al aplicar una descarga DC. Aunque la descarga se administra mediante electrodos implantados y el riesgo de lesiones eléctricas es mínimo, deben seguirse las precauciones estándar de seguridad.
  8. Deja reposar al animal, asegura la normalización de parámetros fisiológicos, incluyendo la presión arterial,ETCO 2 y pH. El tiempo normal de descanso es de aproximadamente 5-10 minutos o hasta que los parámetros vitales se acercan lo máximo posible a los valores iniciales.
  9. Repite los pasos 5.3 a 5.6 tantas veces como sea necesario según el protocolo del estudio.

6. Eutanasia y eliminación de residuos

  1. Tras finalizar el estudio, eutanasiar al cerdo administrando 50 mmol de cloruro de potasio (50 mL de cloruro potásico 1 mmol/mL) o 0,1 mg/kg de Pentobarbital (Exagon vet 400 mg/mL).
    PRECAUCIÓN: Los medicamentos para la eutanasia son agentes potentes y letales. Maneja con estrito cuidado y sigue los protocolos de seguridad locales.
  2. Retira todos los cuerpos extraños, incluidos el marcapasos, electrodos, catéteres, tubos y líneas del cadáver animal. Desecha todos los instrumentos punzantes (por ejemplo, jeringuillas) en un recipiente aprobado para objetos punzantes.
    PRECAUCIÓN: Antes de explantar el DCI, asegúrese de que la terapia de Desactivación esté programada para evitar descargas no deseadas durante el manipulación, almacenamiento y preparación para su reutilización. Traten el cadáver animal y todo el equipo de un solo uso como material biológico peligroso. Deséchalos conforme a las normativas locales de bioseguridad y gestión de residuos.

Resultados

La inducción intencionadamente programada de la FV y la posterior cardioversión a SR con ROSC se consideraron un resultado positivo del método. El fallo en inducir FV o cardiovertido se consideró un resultado negativo. El uso del modo de mentira VF inducía consistentemente la FV o la VT en todos los animales, según se desee (Tabla 1). Además, el uso del modo desfibrilador cardiovertió consistentemente a todos los cerdos. Tanto la inducción de FV como la cardioversión se controlaban remotamente desde la unidad de programación; por tanto, no se necesitó ningún generador de senos paranasales externo ni desfibrilador. Todos los animales fueron cardiovertidos repetidamente al ritmo sinusal con ROSC varias veces durante cada experimento (Tabla 1)15,17. El intervalo de reposo entre cada secuencia de FV era de un mínimo de 5 minutos. La tasa de éxito para lograr la ROSC tras la FV inducida fue del 92% en todas las secuencias en todos los animales (Tabla 1). La FV que requirió dos descargas DC para su conversión a ROSC ocurrió dos veces en un mismo animal. En dos animales que sufrieron un infarto de miocardio intencionadamente grande inducido por la inyección de microperlas en las arterias coronarias antes de la inducción de laFV 15, la inducción de la FV condujo a la EPA. En un animal, el shock DC provocó una transición inmediata a asistolia. Posteriormente se inició la RCP estándar en los tres animales, pero ninguno logró la ROSC. En esta serie de 11 experimentos porcinos que utilizaron inducción basada en DCI y cardioversión de fibrilación ventricular, cada animal pasó con éxito por ciclos repetidos de FV y reanimación. El protocolo de la DCI produjo consistentemente altas tasas de éxito en la cardioversión, con un estrés fisiológico mínimo y una rápida recuperación de la circulación espontánea. La monitorización intracardíaca por ECG proporcionó documentación del ritmo libre de artefactos durante la reanimación, permitiendo la detección precisa de arritmias e intervenciones. Estos resultados demuestran la fiabilidad, reproducibilidad y potencial de la técnica para un análisis detallado de resultados, como medir tasas de conversión, intervalos de recuperación y calidad de la señal del ECG, apoyando así una investigación experimental robusta de estrategias de reanimación

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Figura 1: Montaje experimental. (A) Los animales experimentales fueron intubados con un tubo endotraqueal en posición prona y conectados a un ventilador. En posición supina, bajo guía ultrasónica, se estableció el siguiente acceso vascular: (B) se insertó una línea arterial PiCCO en la arteria femoral, (C) se colocó un catéter venoso central en la vena yugular externa derecha y (D) se insertó un introductor de vaina vascular en la vena yugular interna derecha. Además, se insertó un catéter suprapúbico en la vejiga (no se muestra aquí) y (E) se colocó una sonda de flujo carótido RescueDoppler sobre la arteria carótida izquierda. (F) A través de la vaina vascular, se adelantó un electrodo marcapasos hacia el ventrículo derecho y se verificó su posición mediante ecocardiografía o fluoroscopia. (G) Se insertó una unidad cardioversora-desfibrilador (DCI) implantable en un bolsillo subcutáneo bajo la clavícula izquierda y se conectó al electrodo del marcapasos. (H) Los animales estaban conectados a un monitor multimodal que registraba ECG, pletismografía de cola (SpO₂), presión arterial, presión venosa central y CO₂ de final de marea. (I) El sensor RescueDoppler estaba conectado a un grabador RescueDoppler, proporcionando trazos continuos de flujo carótido. (J) El dispositivo ICD se conectaba mediante telemetría a un programador ICD. Figura creada usando BioRender. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

Arritmia inducida por marcapasosProcedimientos de RCP realizadosTasa de conversión de arritmia (%)
Cerdo*Fibrilación ventricular (n)Taquicardia ventricular (n)Compresión manual (n)Compresión mecánica (n)
11246291.6
214705100
39709100
48455100
518012594.4
6808087.5
715896100
81809994.4
914295100
102701311100
1119012484.2

Tabla 1: Resumen de la FV/VT inducida por el DCI y la posterior cardioversión. *Once cerdos se sometieron a experimentos. De media, se indujeron 18 arritmias, incluyendo fibrilación ventricular (FV) y taquicardia ventricular (VT), por animal utilizando un desfibrilador cardioversor (DCI) implantable. La duración media de la TV/FV fue de 0,75 minutos. La RCP se realizó en episodios seleccionados de FV según los protocolosde estudios anteriores 15, 16 y 17. Los animales eran entonces convertidos al ritmo sinusal (SR) mediante un choque de corriente continua (DC) a través del DCI. Cada animal fue estabilizado durante 5 minutos antes de que se induzca la siguiente arritmia.

Discusión

Hasta donde sabemos, el modelo presentado que utiliza un desfibrilador implantable tanto para inducir como para inducir fibrilación ventricular cardiovertida (FV) en cerdos no ha sido descrito previamente en la literatura. La FV se induce comúnmente mediante generadores de forma de onda sinusoidal o corriente continua de una batería externa a través de electrodos epicárdicos. La cardioversión suele realizarse utilizando desfibriladores externos. Aunque estos métodos pueden inducir FV de forma fiable, se ha reportado la falta de cardiovertimiento de animales usando desfibrilación externa en hasta el 45% delos casos 2.

La monitorización por ECG durante la RCP es complicada debido a artefactos relacionados con la compresión que pueden ocultar el ritmosubyacente 18. Sin embargo, un desfibrilador implantable con ECG intracardíaco permite monitorizar el ritmo continuo durante las compresiones torácicas, lo que permite una evaluación del ritmo en tiempo real más precisa y un análisis fiable tras la compresión.

En cambio, este modelo cardiovertió de forma fiable a todos los animales, con múltiples conversiones exitosas por experimento. Esto permitió el uso repetido de animales individuales a través de protocolos experimentales, reduciendo así el número de animales sacrificados y mejorando la eficiencia general de los recursos. Además, el modelo eliminó la necesidad de parches externos de desfibrilación, liberando espacio en el tórax y mejorando el acceso durante la instrumentación.

El modelo es único por su capacidad para estudiar los efectos fisiológicos de paradas circulatorias cortas y completas en animales intactos, donde el reinicio cardíaco se logra mediante un suave choque interno único. Esta característica permite investigaciones controladas sobre la tolerancia isquémica en órganos vitales como los riñones y el tracto gastrointestinal, la redistribución del flujo sanguíneo tras una isquemia global y la interacción entre la activación simpática endógena, las respuestas al estrés isquémico y la administración de fármacos adrenérgicos. Por tanto, el modelo proporciona una valiosa plataforma experimental para explorar respuestas específicas y sistémicas de órganos ante el paro cardíaco, causando isquemia corporal total bajo condiciones altamente estandarizadas. Más allá de la colocación de electrodos, mantener la estabilidad fisiológica es crucial para la reproducibilidad. El monitoreo continuo de temperatura, ventilación y profundidad de anestesia garantiza normotermia, oxigenación adecuada y hemodinámica estable durante todo el experimento.

Los resultados representativos presentados demuestran la fiabilidad y reproducibilidad de la inducción y cardioversión de la FV controlada por CIE en un entorno experimental controlado. La capacidad de inducir y terminar la FV de forma remota permitió una sincronización rápida y precisa, con mínima interferencia externa, lo cual es valioso para estudiar la fisiología del paro cardíaco y la dinámica de la reanimación. El análisis de resultados se centró en la consistencia de la inducción de la FV, el número de cardioversiones exitosas y la estabilidad de la ROSC.

En este estudio, nos adherimos al principio de las 3R generando datos estadísticamente robustos mientras minimizamos el número de animales utilizados. Debido a la alta tasa de reanimaciones exitosas, la fibrilación ventricular y la cardioversión podían inducirse varias veces en cada sujeto. Al emplear estadísticas de medidas repetidas en los sujetos y modelos de efectos mixtos que tengan en cuenta tanto los efectos fijos como aleatorios, el estudio pudo realizarse con solo once animales.

Limitaciones
La principal limitación del modelo radica en la necesidad de equipos especializados y experiencia del operador. Un generador de marcapasos, un conductor de estimulación transvenoso, una unidad de programación y un operador entrenado son todos esenciales. La colocación precisa del electrodo de estimulación es fundamental y requiere guía por imagen, normalmente mediante ecocardiografía transtorácica o fluoroscopia.

En consecuencia, la implementación de este modelo puede ser un reto en entornos con recursos limitados. Sin embargo, una vez establecida, ofrece un método altamente eficaz y reproducible para inducir y terminar la FV, minimizando la aparición de fibrilación no convertible y mejorando el control experimental. Este modelo es ampliamente relevante para grupos de investigación que realizan estudios de reanimación in vivo en modelos animales de gran tamaño.

Este modelo porcino se desarrolló para evaluar la viabilidad de la monitorización Doppler automatizada de la carótida durante la reanimación cardíaca, y no para probar estrategias clínicas de reanimación. El estudio se centró en las respuestas fisiológicas agudas y se llevó a cabo como un protocolo terminal, que excluía el seguimiento a largo plazo o la evaluación histológica. Además, solo utilizamos 11 animales en este estudio. Aunque se realizaron múltiples experimentos repetidos en cada animal, la variabilidad entre individuos puede no haberse capturado completamente. Además, el estudio no incluyó un grupo de control que utilizara métodos tradicionales. Aunque se mencionó que estos métodos tenían una alta tasa de fallo, la falta de una comparación directa dentro del mismo marco experimental limita la capacidad de demostrar las ventajas relativas de la técnica propuesta. Finalmente, el modelo requiere acceso a equipos especializados como un DCI, un programador y una ecografía Doppler, lo que puede limitar su aplicabilidad en entornos con recursos limitados. Además, el protocolo quirúrgico es técnicamente exigente, implicando múltiples puntos de acceso vascular, creación de estoma de vejiga e implantación de DCI, lo que puede suponer una curva de aprendizaje pronunciada para operadores inexpertos.

En este montaje experimental, no se podían exportar registros de ECG intracardíaco desde la unidad de programación; por lo tanto, la interpretación de datos dependía únicamente de la monitorización visual. Los estudios futuros deberían incorporar un método que permita la exportación directa de trazas de ECG para facilitar el análisis cuantitativo.

Divulgaciones

Charlotte Björk Ingul es consultora de Cimon Medical, la empresa propietaria de la tecnología asociada a RescueDoppler. Los autores restantes declaran no haber conflictos de interés.

Agradecimientos

Utilizamos Perplexity y Microsoft Copilot para ayudar con la corrección de textos en inglés. Todo el contenido fue revisado y aprobado por los autores. Este proyecto ha recibido financiación de la Universidad Nord, la Universidad Noruega de Ciencia y Tecnología y el Consejo Noruego de Investigación.

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Terminal de bobina simple de ABBOTT Durata 7120 ICDAbbott, Abbot Park, IL7120
Accidente intercontinental de realidad virtual Abbott GallantAbbott, Abbot Park, ILCDVRA500Q
Abbott Merlin ProgrammerAbbott, Abbot Park, IL3650
Catéter venoso central Trío CertofixB. Braun Medical, Melsungen, Alemania4167408-07
Tubo endotraqueal Portex #7.0Smiths Medical, Rockland, MA100/150/070
Exagon VET (Pentobarbital 400 mg/mL)VetViva Richter, Wels, AustriaN/A
Heparina 5000 UI/mLPanpharma, Luitré FranciaETI3M807-1
Ketamina 50 mg/mLAbcur AB, Helsingborg, SueciaLB-12355-01
Midazolam 5 mg/mLB. Braun Medical, Melsungen, Alemania753-12612876-0621
MorfinaAbcur AB, Helsingborg, SueciaLB-122184-01
Solución normal de suero salinoFresenius Kabi, Uppsala, SueciaB202382-05
PentoCur (Tiopental)Abcur AB, Helsingborg, SueciaLB-122564-01
Catéter IV perifal 20G VasofixB. Braun Medical, Melsungen, Alemania4268113B
PiCCO  Kit de monitorización (transductor de presión, sistema de descarga y termístor)Pulsion, Feldkirchen, AlemaniaPV8215
Catéter PiCCO 5 Fr 20 cmPulsion, Feldkirchen, AlemaniaPV2015L20-A
Kit de transductor de presión y lavado TruWaveEdwards Lifesciences, Irvine, CAPX272
RescueDopplerCimon Medical, Trondheim, NoruegaN/APropietario, no disponible comercialmente
Acetato de ringerFresenius Kabi, Uppsala, SueciaB203150-02
Cather urinario 12 ChVariosN/A
Introductor de vaina vascular Preludio 7.0 FrMerit Medical, South Jordan, UTPSI-7F-11-035-18G
Gel de ecografía VueOptimum medical, Leeds, United Kingdim1157

Referencias

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