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Artículo de método

Aislamiento primario, cultivo y verificación fenotípica de condrocitos articulares de rodilla de rata

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DOI:

10.3791/69509

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7 de noviembre de 2025

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1Department of Orthopedics, Longfu Hospital, 2Department of TCM Rheumatology, China-Japan Friendship Hospital, 3Beijing Key Lab for Immune-Mediated Inflammatory Diseases, China-Japan Friendship Hospital

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Este protocolo describe el aislamiento y cultivo de condrocitos articulares primarios de rodilla de rata mediante digestión enzimática secuencial. El método produce condrocitos con características fenotípicas validadas, lo que proporciona a los investigadores un enfoque confiable para aplicaciones de investigación de cartílago.

Resumen

El daño del cartílago resultante de un traumatismo, envejecimiento o afecciones inflamatorias sigue siendo un desafío clínico importante debido a la capacidad regenerativa inherentemente limitada del tejido. Los condrocitos, al ser el único componente celular del cartílago, son responsables de mantener la estructura y función de la matriz extracelular, lo que los hace esenciales para comprender la fisiología, patología y regeneración del cartílago. El presente estudio presenta un protocolo completo y estandarizado para el aislamiento, cultivo y verificación fenotípica de los condrocitos articulares primarios de rata de la articulación de la rodilla. El procedimiento utiliza ratas jóvenes lactantes para garantizar la máxima viabilidad celular y emplea digestión enzimática secuencial con tripsina y colagenasa tipo II para una extracción celular eficiente. El fenotipo de los condrocitos se verifica mediante inmunofluorescencia de colágeno tipo II, análisis de citometría de flujo y ensayos de estimulación de interleucina (IL)-1β para confirmar la identidad celular y la respuesta inflamatoria. Este flujo de trabajo optimizado y reproducible permite la generación de cultivos de condrocitos de alta pureza adecuados para el cribado de fármacos, las investigaciones mecanicistas y las aplicaciones de ingeniería de tejidos, lo que permite avanzar en la investigación de la biología del cartílago.

Introducción

El cartílago es un tipo especializado de tejido conectivo que realiza múltiples funciones cruciales, incluyendo proporcionar soporte, amortiguación y absorción de impactos1. Desempeña un papel vital en el mantenimiento de la estabilidad estructural y en la garantía de la movilidad dentro del sistema esquelético 2,3. Las lesiones mecánicas, los cambios degenerativos, la inflamación o las anomalías metabólicas pueden causar daño al cartílago 4,5,6. Debido a su inherente falta de vasos sanguíneos y nervios, combinada con la limitada capacidad proliferativa de los condrocitos, la reparación del cartílago presenta desafíos importantes. Enfermedades como la osteoartritis (impulsada por cambios degenerativos y lesiones mecánicas) y la artritis reumatoide (causada por respuestas inflamatorias autoinmunes) pueden causar daños irreversibles en el cartílago, disminuyendo en gran medida la calidad de vida de los pacientes 7,8,9. Como el tipo de célula exclusivo dentro del tejido cartilaginoso, los condrocitos son responsables de funciones clave como la secreción y el mantenimiento de la matriz extracelular, el apoyo al desarrollo esquelético, la participación en la amortiguación y reparación de las articulaciones y la regulación central del crecimiento y metabolismo del cartílago 10,11,12.

Los condrocitos están confinados dentro de las lagunas de la matriz avascular, lo que resulta en una capacidad severamente limitada para su propia proliferación y reparación tisular13,14. El estado funcional de los condrocitos determina directamente la salud del tejido cartilaginoso15. La disfunción de los condrocitos, causada por el envejecimiento, la inflamación, el trauma o los factores genéticos, da como resultado una disminución de la síntesis de la matriz y un aumento de la degradación16,17. Este proceso patológico impulsa la degeneración del cartílago (como en la osteoartritis), lo que lleva al deterioro de sus funciones esenciales de soporte, amortiguación y lubricación. La limitada capacidad regenerativa del cartílago es la razón principal del importante desafío en su reparación y constituye un área de investigación clave en la ortopedia moderna y la medicina regenerativa. La investigación actual sobre el cartílago se ha convertido en un enfoque importante en el campo, con intervenciones basadas en fármacos, ingeniería de tejidos y terapia génica que requieren el aislamiento de condrocitos para estudios in vitro 18,19,20,21,22,23,24,25. En consecuencia, aislar e identificar condrocitos constituye un paso crítico en muchos enfoques experimentales. Si bien las líneas celulares inmortalizadas similares a condrocitos como SW1353 se utilizan como sustitutos convenientes en algunos estudios, carecen de la expresión de marcadores fenotípicos críticos, sobre todo el colágeno tipo II, que es esencial para la función auténtica de los condrocitos y la formación de la matriz26. Por lo tanto, los condrocitos primarios siguen siendo el estándar de oro para la investigación que requiere relevancia fisiológica. En comparación con los protocolos publicados anteriormente que requieren múltiples combinaciones de enzimas o una amplia manipulación mecánica, el enfoque simplificado de la digestión enzimática reduce la complejidad y el tiempo de procesamiento en comparación con los métodos que requieren múltiples combinaciones de enzimas o una amplia manipulación mecánica. Además, la incorporación de pasos de validación integrales garantiza una identificación consistente de los condrocitos funcionales y mejora la reproducibilidad en experimentos y laboratorios.

Los condrocitos se caracterizan por su secreción de colágeno tipo II, mientras que bajo la estimulación de factores inflamatorios, sintetizan y liberan extensamente metaloproteinasas de matriz (MMPs)27. Por lo tanto, después del aislamiento de condrocitos, las células se identificaron mediante inmunofluorescencia de colágeno tipo II y se evaluó la pureza de los condrocitos mediante citometría de flujo. Y estimulados con interleucina (IL)-1β para confirmar su síntesis y secreción características de metaloproteinasas de matriz. Este estudio describe el proceso de extracción y caracterización de condrocitos de ratones neonatales, estableciendo una base para experimentos posteriores relacionados con condrocitos.

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Protocolo

El uso de sujetos animales en este estudio fue aprobado por el comité de ética de cuidado y bienestar animal experimental del Hospital de la Amistad China-Japón (No. zryhyy21-21-05-16). Los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Animales de experimentación y trabajos preparatorios

NOTA: El cartílago de las articulaciones de ratas, conejos y humanos después de una artroplastia total de rodilla se puede usar para el aislamiento de condrocitos. Sin embargo, debido a su mayor viabilidad, en este estudio se utilizaron ratas lactantes para la extracción de condrocitos.

  1. Transporte ratas lactantes desde la instalación de producción de animales experimentales hasta el laboratorio utilizando contenedores de transferencia especializados.
  2. Sacrificar a las ratas lechonas por asfixia con CO2 (siguiendo protocolos aprobados institucionalmente) y enjuagar sus superficies corporales con solución estéril.
  3. Sumerja las ratas lactantes sacrificadas en etanol al 75% durante 10 min para desinfectar los contaminantes de la superficie.
  4. Transfiera las ratas lechonas desinfectadas a un gabinete de bioseguridad y colóquelas en placas de Petri estériles.
    NOTA: La limpieza a fondo de la superficie y la inmersión en etanol de ratas lechadoras son pasos críticos para prevenir la contaminación bacteriana o fúngica, que puede afectar negativamente los experimentos posteriores.

2. Aislamiento del tejido del cartílago articular

NOTA: El cartílago neonatal aparece como una capa translúcida de color blanco azulado que cubre la epífisis ósea. Se deben seguir técnicas asépticas estrictas durante este paso para evitar la contaminación que pueda comprometer los experimentos posteriores.

  1. Aísle la articulación de la rodilla de la rata lactante con un bisturí y unas tijeras oftálmicas, luego retire el tejido cutáneo suprayacente.
  2. Transfiera la articulación de la rodilla disecada a una nueva placa de Petri estéril y reemplace el bisturí y las tijeras oftálmicas.
  3. Extraiga el cartílago articular de la articulación de la rodilla con un bisturí, luego recorte bien el tejido conectivo circundante con unas tijeras oftálmicas.

3. Digestión del tejido cartilaginoso

NOTA: Use tripsina para digerir los tejidos conectivos que rodean el cartílago, seguida de colagenasa II al 0,2% para la digestión de la matriz del cartílago.

  1. Añadir el cartílago cosechado a 3 volúmenes de tripsina al 0,25% e incubar en un agitador termostático a 37 °C con agitación durante 30 min.
  2. Termine la digestión agregando PBS que contenga un 10% de suero fetal bovino (FBS). Retire los tejidos adherentes del cartílago con unas tijeras oftálmicas. Centrifugar (4 °C, 500 × g, 5 min) y desechar el sobrenadante.
  3. Vuelva a suspender el tejido cartilaginoso en PBS, centrifugar (4 °C, 500 × g, 5 min) y desechar el sobrenadante. Repita este paso de lavado 3 veces.
  4. Añadir colagenasa II al 0,2% al tejido cartilaginoso procesado y digerir en un agitador termostático a 37 °C con agitación durante 4 h.

4. Aislamiento y cultivo de condrocitos

NOTA: Todos los procedimientos deben realizarse en condiciones estériles en un gabinete de bioseguridad. Se deben usar guantes estériles durante la disociación mecánica del tejido cartilaginoso usando un émbolo de jeringa en el filtro celular para evitar la contaminación experimental. En condiciones de cultivo estándar, los condrocitos primarios generalmente requieren aproximadamente 2-3 días para alcanzar una confluencia del 80% al 90% para el primer paso.

  1. Coloque un colador celular de 200 μm sobre una placa de cultivo estéril y filtre la suspensión de cartílago digerida a través de la malla.
  2. Muela los fragmentos de cartílago residuales en el colador con un émbolo de jeringa estéril, luego enjuague el colador con medio DMEM completo.
  3. Recoger todos los filtrados, centrifugar (4 °C, 500 × g, 5 min) y desechar el sobrenadante.
  4. Vuelva a suspender el sedimento en PBS, centrifugar (4 °C, 500 × g, 5 min) y desechar el sobrenadante.
  5. Vuelva a suspender las células en medio DMEM completo y transfiéralas a un matraz de cultivo T25.
  6. Incubar el matraz en una incubadora humidificada (37 °C, 5% CO2).
  7. Células de paso en esta confluencia utilizando tripsina-EDTA y subcultivo en una proporción de 1:2.

5. Tinción de inmunofluorescencia de colágeno tipo II para la identificación de condrocitos

NOTA: Los condrocitos adheridos se caracterizan por una morfología poligonal y en forma de huso. Todos los análisis de biomarcadores presentados en este estudio se realizaron utilizando células en el Pasaje 2. Los condrocitos en el pasaje 3 comienzan a exhibir una desdiferenciación más pronunciada, caracterizada por un cambio hacia una morfología similar a la de un fibroblasto en forma de huso y una desaceleración en la tasa de proliferación. Este cambio fenotípico se hace más evidente después del pasaje 4. En el paso 6, la gran mayoría de las células adoptan una forma alargada, similar a la de los fibroblastos. Las diluciones de anticuerpos se determinaron según la recomendación del fabricante y se validaron mediante nuestros experimentos preliminares para garantizar una especificidad e intensidad de señal óptimas.

  1. Sembrar los condrocitos en una placa de 24 pocillos y cultivar durante 24 h para permitir la adhesión celular.
  2. Deseche el medio de cultivo y lave las células 3 veces con PBS (agregue PBS a cada pocillo, incube durante 5 min y luego aspire).
  3. Fije las células con paraformaldehído al 4% durante 10 min, luego lave 3 veces con PBS.
  4. Permeabilizar las células con Triton X-100 al 0,3% (preparado en PBS) durante 10 min.
  5. Lave las células 3 veces con PBS, luego bloquee con una solución de bloqueo sin animales (150 μL / pocillo, diluida 5× en PBS) a temperatura ambiente durante 1 h.
  6. Retirar la solución bloqueante e incubar con anticuerpo primario (anti-Col II, dilución 1:200) durante la noche a 4 °C.
  7. Recupere el anticuerpo primario y lave las células 3 veces con PBS.
  8. Agregue el anticuerpo secundario IgG de conejo conjugado Alexa Fluor 488 (dilución 1:50) e incube a 37 °C durante 1,5 h en la oscuridad.
  9. Retire el anticuerpo secundario y lave las células 3 veces con PBS.
  10. Montar con medio antidecoloración que contenga DAPI y secar en la oscuridad durante 10 min.
  11. Observe y capture imágenes con un microscopio de fluorescencia invertida.

6. Análisis de citometría de flujo de la pureza de los condrocitos

NOTA: Los condrocitos se caracterizan por su capacidad para sintetizar y secretar colágeno tipo II, que sirve como marcador definitivo para la identificación. La línea celular de condrosarcoma SW1353, aunque exhibe algunas características condrocíticas, carece de capacidad de secreción de colágeno tipo II y, por lo tanto, sirve como control negativo en este experimento.

  1. Digerir tanto los condrocitos como las células SW1353 utilizando tripsina libre de EDTA.
  2. Neutralice la digestión con medio DMEM completo y resuspenda las células en PBS.
  3. Incube las células con una solución de fijación/permeabilización durante 15 min, luego agregue 1 ml de tampón de lavado.
  4. Centrifugar (500 × g, 5 min), desechar el sobrenadante e incubar con 100 μL de anticuerpo de colágeno anti-tipo II (dilución 1:100) durante 15 min protegido de la luz, seguido de añadir 1 mL de tampón de lavado.
  5. Centrifugar (500 × g, 5 min), desechar el sobrenadante e incubar con anticuerpo secundario anti-IgG de conejo conjugado Alexa Fluor 488 durante 30 min protegido de la luz, luego agregar 1 ml de tampón de lavado.
  6. Centrifugar (500 × g, 5 min), desechar el sobrenadante, volver a suspender cada muestra en tampón de lavado de 200 μL y analizar por citometría de flujo.

7. Estimulación de IL-1β de los condrocitos

NOTA: La producción de metaloproteinasas de matriz (MMP) en respuesta a la estimulación de IL-1β es una característica distintiva de los condrocitos. Por lo tanto, este estudio emplea la estimulación de IL-1β para validar esta característica fenotípica en condrocitos aislados.

  1. Digerir los condrocitos de los matraces de cultivo y volver a suspenderlos en medio DMEM completo.
  2. Cuente las células y ajuste la concentración a 5 × 105 células/ml utilizando DMEM completo.
  3. Células semilla en una placa de 6 pocillos (24 pocillos en total), con 12 pocillos designados como grupo de control en blanco y 12 pocillos como grupo de estimulación de IL-1β.
  4. Incubar la placa en una incubadora de cultivo celular durante 12 h.
  5. Agregue 10 ng / ml de IL-1β al grupo de estimulación después de la adhesión celular completa.
  6. Recoja sobrenadantes de cultivo celular después de 24 h para el análisis de ensayo inmunoabsorbente ligado a enzimas (ELISA).
  7. Lave las células dos veces con PBS.
  8. Lisar 6 pocillos de control y 6 pocillos estimulados con IL-1β con tampón RIPA para su posterior análisis de Western blot.
  9. Extraiga ARN de 6 pocillos de control y 6 pocillos estimulados con IL-1β utilizando TRIzol para el análisis de qPCR.

8. Análisis cuantitativo de PCR en tiempo real (qRT-PCR)

NOTA: Todos los experimentos relacionados con el ARN se realizaron utilizando consumibles tratados con DEPC. Brevemente, los tubos y las puntas se empaparon en DEPC al 0,1% durante 12 h, se esterilizaron en autoclave (121 °C, 20 min) para inactivar tanto las ARNasas como el DEPC residual, y se secaron al horno antes de su uso.

  1. Agregue 1 ml de Trizol al gránulo celular y homogeneice con un homogeneizador. Incubar a temperatura ambiente durante 5 min.
  2. Agregue 0,2 ml de cloroformo y agite vigorosamente durante 30 s. Incubar a temperatura ambiente durante 3 min.
  3. Centrifugar a 4 °C, 12.000 × g durante 15 min. Transfiera la fase acuosa incolora a un nuevo tubo de microcentrífuga y agregue un volumen igual de isopropanol.
  4. Mezclar bien e incubar a temperatura ambiente durante 10 min. Centrifugar a 4 °C, 12.000 × g durante 10 min. Deseche el sobrenadante y retenga el gránulo de ARN.
  5. Agregue 1 ml de etanol al 75% preenfriado al gránulo de ARN. Agitar a fondo y centrifugar a 4 °C, 12.000 × g durante 5 min. Deseche el sobrenadante y retenga el gránulo de ARN.
  6. Seque al aire el gránulo de ARN en un gabinete de bioseguridad. Disuelva el ARN en 20 μL de agua libre de ARNasa.
  7. Mida la concentración y la calidad del ARN con un espectrofotómetro Nanodrop.
  8. Transcriba inversamente el ARN total en ADNc utilizando un kit de transcripción inversa.
  9. Prepare la mezcla de reacción que contiene 1 μg de ARN total, 4 μl de solución de cloruro de magnesio, 2 μl de mezcla de dNTP, 0,5 μl de inhibidor de ARNasa, 0,6 μl de transcriptasa inversa AMV, 1 μl de cebadores aleatorios y agua libre de ARNasa para ajustar el volumen final a 20 μl.
  10. Incubar la reacción a 42 °C durante 15 min, seguido de 95 °C durante 5 min. Enfriar a 4 °C durante 5 min, luego diluir el ADNc con agua libre de ARNasa.
  11. Prepare la mezcla de reacción de PCR que contiene 2 μL de ADNc, 10 μL de mezcla maestra de PCR en tiempo real SYBR Green, cebadores directos e inversos (Tabla 1) a una concentración final de 0,2 μmol/L cada uno, y agua libre de ARNasa a un volumen final de 20 μL.
  12. Establezca las condiciones de PCR de la siguiente manera: predesnaturalización a 95 °C durante 1 min, seguida de 40 ciclos de 95 °C durante 15 s, 60 °C durante 15 s y 72 °C durante 45 s. Recopile datos de fluorescencia durante el paso de extensión de 72 °C.
  13. Después de la reacción, registre los valores de TC para cada muestra y la referencia interna. Calcule los niveles de expresión relativa de los genes diana utilizando el método 2-ΔΔCT.

9. Ensayo ELISA

NOTA: Prepare la solución de trabajo de anticuerpos biotinilados y la solución de trabajo de conjugado enzimático antes de su uso.

  1. Retire el kit ELISA del refrigerador con 30 minutos de anticipación y deje que se equilibre a temperatura ambiente.
  2. Prepare todas las soluciones necesarias de acuerdo con las instrucciones del kit.
  3. Agregue 100 μL de muestras o soluciones estándar (con concentraciones variables) en los pocillos designados (cero pocillos contienen solo tampón de dilución estándar/muestra). Selle la placa con una película adhesiva e incube a 37 °C durante 90 min (excluyendo los pocillos de control en blanco).
  4. Deseche el líquido y lave cada pocillo con un tampón de lavado de 350 μL. Incube durante 30 s, deseche el líquido y seque sobre papel absorbente grueso. Repita el lavado 4 veces.
  5. Agregue 100 μL de solución de trabajo de anticuerpos biotinilados a cada pocillo. Selle la placa e incube a 37 °C durante 60 min (excluya los pocillos de control en blanco).
  6. Deseche el líquido y lave cada pocillo 4 veces como se describe en el paso 4.
  7. Agregue 100 μL de solución de trabajo conjugada de enzimas a cada pocillo. Selle la placa e incube a 37 °C durante 30 min (excluya los pocillos de control en blanco).
  8. Deseche el líquido y lave cada pocillo 4 veces como se describe en el paso 4.
  9. Agregue 100 μL de solución de sustrato a cada pocillo. Proteger de la luz e incubar a 37 °C durante 15 min.
  10. Agregue 100 μL de solución de parada a cada pocillo, mezcle bien y mida la densidad óptica (OD) a 450 nm inmediatamente.
  11. Genere una curva estándar utilizando el software CurveExpert y calcule las concentraciones de la muestra.

10. Análisis de Western blot

NOTA: Antes del experimento, prepare el tampón de electroforesis, el tampón de transferencia, el TBST, la leche descremada al 5% y corte la membrana de PVDF al tamaño apropiado con anticipación. Posteriormente, capture las señales quimioluminiscentes utilizando un sistema de imágenes de quimioluminiscencia. Configure el instrumento en modo automático o manual para la exposición de gradiente, que generalmente oscila entre 10 s y 5 min, para garantizar que las señales se capturen dentro del rango dinámico lineal y evitar la saturación de píxeles. Después de la captura de la señal, seleccione la imagen de exposición donde las bandas objetivo sean claras y el fondo sea bajo para un análisis cuantitativo posterior.

  1. Preparar tampón de lisis RIPA (que contiene 1% de PMSF e inhibidor de fosfatasa al 1%) y agregar tampón de lisis RIPA en una proporción de 250 μL por pocillo de una placa de 6 pocillos.
  2. Lisar las células con un disruptor ultrasónico (3 ciclos, 7-10 s cada uno) e incubar en hielo durante 30 min.
  3. Centrifugar el lisado a 4 °C, 12.000 × g durante 10 min, luego recoger el sobrenadante para la cuantificación de proteínas.
  4. Determine la concentración de proteínas mediante el ensayo de ácido bicinconínico (BCA).
  5. Ajuste las concentraciones de proteínas al mismo nivel utilizando el tampón de lisis RIPA.
  6. Agregue un búfer de carga × 5 a las muestras en una proporción de 4:1 (muestra: búfer).
  7. Hervir las muestras durante 10 min, luego centrifugar a 4 °C, 12.000 × g durante 10 min y recoger el sobrenadante para la electroforesis.
  8. Ensamble el gel SDS-PAGE en la cámara de electroforesis y llénelo con tampón de electroforesis hasta que el peine esté sumergido.
  9. Retire el peine, cargue las muestras en los pocillos y agregue la escalera de proteínas a los carriles de referencia.
  10. Ejecute la electroforesis hasta que el tinte azul de bromofenol llegue al fondo del gel, luego desmonte el aparato y recupere el gel.
  11. Ensamble el "sándwich" de transferencia y realice la transferencia húmeda a voltaje constante.
  12. Bloquear la membrana de PVDF con leche desnatada al 5% en TBST durante 1 h a temperatura ambiente.
  13. Incubar con anticuerpo primario diluido durante la noche a 4 °C.
  14. Recuperar el anticuerpo primario y lavar la membrana con TBST (5 × 5 min).
  15. Incubar con anticuerpo secundario conjugado con HRP durante 90 min a temperatura ambiente.
  16. Recuperar el anticuerpo secundario y lavar la membrana con TBST (5 × 5 min).
  17. Prepare la solución de sustrato ECL y guárdela protegida de la luz.
  18. Aplique el sustrato ECL a la membrana y capture señales quimioluminiscentes utilizando un sistema de imágenes con exposición de gradiente.
  19. Analice las intensidades de banda con el software ImageJ y calcule los niveles relativos de expresión de proteínas para su posterior análisis.

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Resultados

La tinción de inmunofluorescencia para el colágeno tipo II demostró que los condrocitos aislados eran fuertemente positivos (Figura 1A). El análisis de citometría de flujo demostró además que más del 98% de las células eran positivas para el colágeno tipo II (Figura 1B), mientras que las células SW1353 de control negativo eran negativas (Figura 1C). Tras la estimulación con 10 ng/ml de IL-1β durante 24 h, el Western blot demostró un...

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Discusión

El protocolo descrito aquí ofrece varias ventajas clave para el aislamiento y cultivo de condrocitos articulares primarios de rata. El uso de ratas lactantes es fundamental para lograr un rendimiento celular y una viabilidad óptimos, ya que el cartílago de animales jóvenes contiene más condrocitos proliferativos y menos matriz mineralizada en comparación con el cartílago adulto. Esta selección de edad mejora significativamente la eficiencia de la digestión enzimática y la posterior recup...

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Divulgaciones

Los autores informan que no hay conflictos de intereses en este trabajo.

Agradecimientos

Este estudio fue apoyado por la Iniciativa Nacional de Financiación de Investigación Clínica Hospitalaria de Alto Nivel y Profesionales Médicos de Élite del Hospital de la Amistad China-Japón (NO. ZRJY2025-QM05).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
4% de paraformaldehídoSolarbioP1110
5 y veces; Búfer de cargaSolarbioP1040
Alexa Fluor 488-conjugado anti-rabbit IgGZhongshan Jingqiao BiotecnologíaZF-0511
Solución de bloqueo libre de animalesTecnología de señalización celular15019
Anticuerpo anticolágeno IIAbcamab34712
Kit de ensayo de proteínas de ácido bicinquinínico (BCA)SolarbioPC0020
Colagenasa IIYeasen Biotechnology40508ES60
Medio de montaje fluorescente que contiene DAPIZhongshan Jingqiao BiotecnologíaZLI-9556
Eagle Medium Modificado de DulbeccoSolarbio11995
Suero fetal bovino (FBS)SolarbioS9010
Peroxidasa de rábano picante (HRP) - Anti-Conejo IgG conjugado de cabraZhongshan Jingqiao BiotecnologíaZB-2301
IL-1 y beta;Peprotech400-01B
MMP13 Rabbit mAbABclonalA11148
MMP3 Rabbit mAbABclonalA11418
Leche seca desnatadaSolarbioD3840
Solución salina tamponada con fosfato (PBS)SolarbioP1020
Membrana PVDFThermo Fisher Scientific88518
Rat MMP-13 ELISA KitNouvsNBP3-06931
Rat MMP-3 ELISA KitNouvsNBP3-06894
Kit de transcripción inversaPromegaA3500
Búfer de Lisis RIPASolarbioR0010
Agua libre de RNasaSolarbioR1600
SDS-PAGE GelEpizimaPG112
SYBR Mezcla Master en tiempo real para PCRToyoboQPK-201
Triton X-100SolarbioT8200
TRIzolSolarbio15596026
TripsinaSolarbioT1320
Kit de sustrato quimioluminiscencia ECL ultrasensibleNCM BiotecnologíaP10300
β-Conejo actina mAbABclonalAC026

Referencias

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