Este protocolo preparó con éxito suficiente tejido neovascular de alta calidad a partir de muestras de glioma utilizando microdissección por captura láser para el análisis proteómico cuantitativo de la angiogénesis tumoral, superando las limitaciones de estudios que tradicionalmente se centran principalmente en factores angiogénicos y proporcionando un perfil proteómico a gran escala de la angiogénesis del glioma.
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Artículo de método
Preparación de tejidos neovasculares de tejidos de glioma humanos para el análisis proteómico cuantitativo de la angiogénesis tumoral
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Resumen
Resumen
El glioma representa tumores malignos primarios del sistema nervioso central con incidencia y mortalidad significativas. La angiogénesis tumoral es la característica distintiva de la fisiopatología del glioma y es un evento importante en el entorno tumoral. La estructura aberrante de la neovascularización tumoral cumple un doble papel: fuente de suministro de nutrientes y portal metastásico que permite la invasión celular tumoral en el torrente sanguíneo. La terapia antiangiogénesis es un tema candente en el campo del cáncer. La mayoría de los estudios previos se centran en los factores activadores e inhibidores de la angiogénesis tumoral; Sin embargo, esto solo aclara la angiogénesis tumoral en un rango muy limitado. La expresión proteica anormal o las modificaciones postraduccionales contribuyen a la morfología anormal de los vasos sanguíneos en el glioma. Este protocolo utilizó microdissección por captura láser (LCM) para aislar y purificar una cantidad adecuada de tejidos neovasculares de tejidos gliomacos, lo que se empleó para el análisis proteómico cuantitativo marcado con isótopos para identificar proteínas diferencialmente expresadas en tejidos neovasculares de glioma en comparación con los controles. Estos datos proporcionan una base científica crucial para esclarecer los mecanismos patológicos de la angiogénesis tumoral, descubrir dianas terapéuticas antiangiogénicas y construir biomarcadores basados en la angiogénesis tumoral.
Introducción
Los gliomas son tumores altamente heterogéneos del sistema nervioso central (SNC) que se originan en células gliales y que proporcionan soporte estructural y metabólico a lasneuronas 1, y se clasifican histológicamente en subtipos: astrocitomas, oligodendrogliomas y ependimomas2. Según el sistema de clasificación de la OMS, los gliomas de grado I y II son los gliomas de bajo grado (LGG), típicamente caracterizados por tasas de crecimiento lentas y estabilidad potencial a largo plazo, a menudo susceptibles de resección quirúrgica según la ubicación anatómica. En cambio, los grados III y IV son los gliomas de alto grado (HGG), predominantemente indiferenciados y malignos, con comportamiento altamente invasivo y un pronósticopobre 3. Los tratamientos actuales siguen siendo limitados y en gran medida ineficaces; Aunque la resección máxima y segura combinada con radioterapia/quimioterapia postoperatoria mejora moderadamente el pronóstico, persisten limitaciones y toxicidades significativas debido al crecimiento infiltrativo difuso de los tumores y a los límites indistintos que impiden la resección radical 4,5. Los gliomas humanos, especialmente los de alto grado de glioma, son tumores malignos altamente vasculares cuyo crecimiento, proliferación e invasión dependen en gran medida de su neovascularización anormal, que es una característica crítica de la malignidaddel glioma 6,7. El estudio de angiogénesis tumoral dirigida tiene méritos científicos significativos para avances terapéuticos.
La angiogénesis implica fundamentalmente la proliferación, migración y diferenciación de células endoteliales bajo estímulos específicos, con investigaciones centrada en reguladores: (i) inductores, incluyendo factor de crecimiento endotelial vascular (VEGF)8, vasorina (VASN)9, factor inductor de hipoxia 1 (HIF1)10, factor de crecimiento transformante β (TGF-β)11, endocan12, factor de crecimiento derivado de plaquetas (PDGF)13 y factor de crecimiento epidérmico (EGF)14; y (ii) inhibidores, incluyendo angiostatina15,endostatina 16, receptor activador de plaquetas 1 (TSP-1)17 e inhibidores tisulares de metaloproteinasas (TIMPs). En los ensayos clínicos de fases I/II/III sobre tumores cerebrales, la mayoría de los fármacos antiangiogénicos se dirigen a la señalización de VEGF debido a su papel central en la angiogénesis, ejemplificado por bevacizumab, un anticuerpo monoclonal que inhibe la neovascularización mediante el bloqueoVEGF 19,20,21. Sin embargo, ensayos recientes de fase II/III no mostraron un beneficio global significativo en la supervivencia en pacientes con glioblastoma avanzado que recibieron bevacizumab más lomustina frente a lomustinasola 19,20,21,22. De manera crítica, la terapia anti-VEGF mejora las anomalías vasculares, pero solo suprime la angiogénesis sin citotoxicidad tumoral directa y puede inducir resistencia al tratamiento. Por lo tanto, atacar uno o varios reguladores angiogénicos no logra una cura radical; Las estrategias efectivas requieren la supresión simultánea de la angiogénesis y el bloqueo de la invasión y metástasis tumoral a través de vías vasculares. El valor diagnóstico y pronóstico de las proteínas en los gliomas está bien establecido, aunque el tratamiento del glioma maligno ha experimentado un progreso limitado a lo largo de las décadas.
La proteómica puede analizar globalmente todas las proteínas en muestras biológicas, incluidos perfiles de expresión, modificaciones postraduccionales (PTMs) e interacciones, mediante técnicas basadas en espectrometría de masas (EM), incluyendo enfoques de arriba hacia abajo (TDP) y de abajo hacia arriba (BUP). La EM de alto rendimiento permite identificar decenas de miles de proteínas por corrida, lo que la hace esencial para estudiar los mecanismos tumorales y la identificación de blancos terapéuticos. La abundancia de proteínas y sus PTMs pueden identificarse en tejidos de glioma y biopsias líquidas como la sangre y susderivados 23,24,25, el líquido cefalorraquídeo26 y laorina 27. En el caso de la vasculatura tumoral, las expresiones proteicas anormales y los PTM provocan cambios vasculares patológicos. Las alteraciones proteicas en la neovascularización del glioma pueden identificarse con la proteómica, que impulsa el desarrollo de protocolos para un perfilado proteómico fiable de la neovascularización del glioma.
Sin embargo, los tejidos neovasculares son solo uno de los componentes en todo el tejido del glioma. El aislamiento y purificación de los tejidos neovasculares de todo el glioma es el paso clave para un análisis proteómico cuantitativo preciso de la angiogénesis del glioma. La microdisección por captura láser (LCM)28,29,30,31 es un enfoque eficaz para aislar y purificar tejidos neovasculares de tejidos completos de glioma. Es muy difícil obtener una cantidad suficiente de proteínas del tejido neovascular para la proteómica cuantitativa. En 2007, un equipo de investigación intentó utilizar LCM para separar tejidos neovasculares del glioma de grado IV para análisis proteómico, identificando solo cuatro proteínas conEM 32. Posteriormente, en 2012, utilizaron continuamente LCM para enriquecer tejidos neovasculares de gliomas de grado IV para análisis proteómicos cuantitativos, que solo identificaron 29 proteínas conEM 33. Estos dos estudios de proteómica de angiogénesis en el glioma muestran un rendimiento proteómico muy bajo en la angiogénesis del glioma, lo que no puede representar el complejo paisaje proteómico de la angiogénesis del glioma.
Este protocolo desarrolló un procedimiento que permite la adquisición de cantidades suficientes de proteínas neovasculares para el análisis proteómico cuantitativo de la angiogénesis del glioma, construyendo así un paisaje proteómico a gran escala de la angiogénesis tumoral. Esto tiene un mérito científico significativo por el descubrimiento de biomarcadores eficaces basados en angiogénesis y de objetivos/fármacos terapéuticos anti-angiogénesis.
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Protocolo
Este protocolo que involucra muestras de tejido humano fue aprobado por el Comité de Revisión de Ética Médica de la Primera Universidad Médica de Shandong (Aprobación nº R202211090133), y se obtuvo el consentimiento informado de los pacientes y de la familia del paciente. Las muestras de glioma utilizadas en este estudio se obtuvieron todas de muestras resecadas neuroquirúrgicas del departamento de neurocirugía del Hospital Xiangya de la Universidad Central del Sur, incluyendo 7 casos de tejidos de astrocitoma grado III. Los vasos control normales (n = 3) se tomaron de microvasos dentro del tejido cerebral dañado extraído debido a un traumatismo cerebral. Todos los pacientes eran asistentes primerizos sin radioterapia o quimioterapia previa a la cirugía, y todos fueron diagnosticados por el departamento de patología del Hospital Xiangya, Universidad Central Sur. Tres tejidos vasculares de control normales se obtienen a partir de la resección neuroquirúrgica de vasos sanguíneos muy diminutos de daños cerebrales normales por fuerza externa (sin glioma) en el Hospital Xiangya. Los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Uso de LCM para aislar tejidos neovasculares de tejidos gliomas humanos
- Preparar la lámina LCM: Recubre manualmente la membrana de naftalato de polietileno (PEN) en portaobjetos metálicos reutilizables y almacena los portaobjetos recubiertos a -80 °C.
NOTA: Se utilizarán láminas metálicas pre-recubiertas para adherir directamente las secciones de tejido congelado. - Prepara la solución de tinción de azul de toluidina (0,5%): Disuelve 0,25 g de azul de toluidina en 40 mL ddH₂O. Añade una tableta inhibidora de proteasa y mezcla hasta que se disuelva completamente. Ajusta el volumen a 50 mL con ddH₂O, filtra y guarda en hielo.
- Tejido de proceso: Mantener el criostato a temperatura de funcionamiento (cámara de -25 °C/cabeza de muestra). Extrae tejido glioma del almacenamiento a -80 °C, transfiere sobre hielo, retira la sangre con papel filtro y selecciona los bloques de tejido apropiados para incrustar.
- Protocolo de inserción de tejido: Disco de muestra pre-enfriado. Aplica el medio de incrustación y empieza rápidamente el bloque de tejido. Congela todo el bloque a -25 °C durante 10 minutos para endurecer.
- Tejido seccional y vasos de criba: tejidos de sección de 8 μm de espesor. Montar secciones de tejido sobre portaobjetos estándar, teñir el tejido con solución de tinción de azul toluidina y examinar vasos neovasculares bajo microscopía óptica.
NOTA: Si no se detectan vasos, descarta de 3 a 5 secciones de tejido y repite el ciclo de tinción hasta que aparezcan regiones vasculares neovasculares. - Montar la sección de tejido positivo para vaso en la lámina LCM preparada: Transfiere las secciones positivas en recipiente sobre las láminas LCM recubiertas con PEN, sellar, etiquetar y almacenar a -80 °C.
- Fijar secciones de tejido montadas en portaobjetos LCM en etanol al 70% preenfriado (4 °C, 1–2 min); drenar y teñir en 0,5% de azul de toluidina (4 °C, 30 s); Tinte el drenaje, enjuaga dos veces en ddH₂O (4 °C; dos baños de lavado separados), drena, incuba en solución inhibidora de proteasas (30 s) y guarda a -80 °C.
- Arranca el instrumento LCM con antelación, precalienta durante 30 minutos, utiliza un láser infrarrojo de estado sólido para precalentar otros 30 minutos y luego instala un dispositivo de recogida de tubos microcentrífugas de 500 μL.
- Carga las cortes de LCM montadas en la muestra de tejido (almacenadas a -80 °C) en el instrumento LCM preparado, y ajusta el enfoque en los vasos neovasculares en los tejidos gliomas con la ayuda del software compatible.
- Contornea con precisión la línea de marcado láser a lo largo del borde exterior del vaso neovascular (evita la pared vascular), utiliza el láser para quemar y separar los vasos neovasculares, y luego recóllalos en la tapa del tubo EP.
NOTA: Utiliza la segunda quemadura láser para asegurarte de que los vasos neovasculares se hayan desprendido completamente. - Invierte y sella el tubo de muestra de vaso neovascular recogido y guárdalo en un congelador a -80 °C.
2. Extracción de proteínas de tejidos neovasculares de glioma aislados en LCM y cuantificación del contenido proteico
- Preparar un tampón de extracción proteica que contiene 4% de dodecilo sulfato de sodio (SDS), 1 mM de ditiotreitol (DTT) y 150 mM de Tris-HCl (pH 8,0).
NOTA: El SDS es un polvo peligroso que irrita gravemente los ojos, la piel y las vías respiratorias, que deben pesar en una campana extractora; y la TDT es un irritante, que debe pesarse en una campana extractora. - Resuspender tejidos de glioma neovascular recogidos por LCM en un tampón de extracción. Sonicar en baño de agua con hielo durante 1 minuto para una lisis completa.
- Centrifugar a 16.000 x g durante 10 minutos y transferir el sobrenadante a nuevos tubos de microcentrífuga.
- Sobrenadante mínimo alicuota para la cuantificación de proteínas. Añadir DTT al sobrenadante restante (concentración final: 1 mM de DTT), mezclar suavemente pipeteando para evitar burbujas. Alicota y guarda a -80 °C.
- Realiza el ensayo de proteínas con ácido bicincónico (BCA) siguiendo los siguientes pasos:
- Preparar la solución de trabajo (Reactivo A:B = 50:1).
- Prepara albúmina sérica bovina (BSA) estándar (0,5 mg/mL).
- Suma las soluciones correspondientes según la Tabla 1.
- Mezcla muestras/estándares con la solución de trabajo y transfiere a una placa de 96 pozos.
- Incuba a 37 °C durante 30 minutos.
- Mide la absorbancia a 562 nm.
- Calcula las concentraciones según la curva estándar.
3. Uso de proteómica cuantitativa para analizar las proteínas neovasculares preparadas
- Preparar muestras de péptidos trípticos de las proteínas neovasculares extraídas.
- Añadir acetona bien fría a cada muestra de proteína extraída (tumor; control) (muestra: acetona = 1:5, v/v), mezclar bien y incubar a -20 °C durante 1 hora. Centrifugar a 12.000 x g (4 °C) durante 15 minutos. Descartar el sobrenadante para eliminar los reactivos de extracción proteica (SDS, DTT y Tris-HCL), y resuspender el pellet en un tampón de disolución de 20 μL con 1 μL de SDS al 1%.
NOTA: Utiliza acetona con ventilación adecuada mientras llevas gafas de seguridad, mantente alejado de las fuentes de ignición y desecha los residuos en un recipiente dedicado a prueba de chispas. - Añade 2 μL de reactivo reductor (DTT) a cada muestra, mezcle bien e incube a 60 °C durante 1 hora. Añade 1 μL de reactivo bloqueador de cisteína (iodoacetamida), luego incuba a temperatura ambiente durante 10 minutos.
- Añade tripsina (proteína: tripsina = 20:1, v/v) a cada muestra. Mezcla en vórtices e incuba a 37 °C durante la noche.
- Añadir acetona bien fría a cada muestra de proteína extraída (tumor; control) (muestra: acetona = 1:5, v/v), mezclar bien y incubar a -20 °C durante 1 hora. Centrifugar a 12.000 x g (4 °C) durante 15 minutos. Descartar el sobrenadante para eliminar los reactivos de extracción proteica (SDS, DTT y Tris-HCL), y resuspender el pellet en un tampón de disolución de 20 μL con 1 μL de SDS al 1%.
- Utiliza targs isóbaros para reactivos de cuantificación relativa y absoluta (iTRAQ) para marcar los péptidos trípticos preparados.
NOTA: En este protocolo, se utilizan reactivos iTRAQ de seis plex (etiquetas plex 113, 114, 115, 116, 117 y 118) para marcar muestras de péptidos trípticos (tumor; control), cada tipo de muestra se marca tres veces (Tabla 2).- Reconstituye cada tubo de reactivo iTRAQ con isopropanol de 50 μL.
- Añadir muestras de péptidos trippticos a los tubos de reactivo correspondientes, incubar a temperatura ambiente durante 1 hora.
- Termina las reacciones añadiendo 3× volumen de agua ultrapura y luego incuba durante 30 minutos a temperatura ambiente.
- Igualmente agrupa las seis muestras etiquetadas, mezcla a fondo y liofiliza.
- Utiliza un intercambio catiónico fuerte (SCX) para fraccionar la muestra de péptido triptático marcada con iTRAQ.
- Reconstituir los péptidos liofilizados en 2 mL de la Solución A (10 mM KH₂PO₄, 25% ACN, pH 2,7). Carga sobre una columna de intercambio catiónico funcionalizado por sulfoetil (4,6 × 100 mm, 5 μm, 200 Å).
- Eluto con un caudal constante de 1 mL/min usando la solución B (500 mM KCl, 10 mM KH₂PO₄, 25 % ACN, pH 2,7): 0 %→10 % (2 min) → 10 %→20 % (25 min) → 20 %→45 % (5 min) → 50 %→100 % (5 min). Monitoriza a 214 nm durante todo el proceso, recoge cada minuto por tubo, para un total de 30 fracciones.
- Concentrar cada fracción mediante centrifugación al vacío y luego reconstituir con 40 μL de ácido trifluoroacético (TFA) al 0,1% (v/v). Las 30 fracciones se almacenan en un congelador a -80 °C.
NOTA: La TFA es altamente corrosiva y tóxica, causa graves daños en la piel y los ojos, e irrita el sistema respiratorio; debe manipularse en una campana extractora con el EPI adecuado que incluya guantes resistentes al ácido, gafas y bata de laboratorio, y los residuos deben recogerse como residuos ácidos.
- Utiliza LC-MS/MS para analizar cada muestra fraccionada de péptidos.
- Utiliza un cartucho de extracción de fase sólida C18 en fase inversa (densidad estándar, diámetro de cama 7 mm, volumen 3 mL) para dessalar.
- Utiliza una columna de cromatografía líquida (LC) de fase inversa C18 (10 cm de longitud, 75 μm de diámetro interior, 3 μm de resina) para eluir 10 μL de cada fracción con la solución C (0,1 % ácido fórmico) y un gradiente de la solución D (80 % acetonitrilo y 0,1 % ácido fórmico) a una tasa de 250 nL/min durante 140 minutos.
- Introduje en línea los péptidos separados por LC en un espectrómetro de masas de alta resolución para el análisis MS/MS.
- Convierte los archivos de espectro en bruto (.raw) generados por Q Exactive al formato .mgf con Proteome Discoverer 1.4, y luego envía estos archivos .mgf al servidor MASCOT 2.2, el módulo integrado del software para la búsqueda en bases de datos.
NOTA: La base de datos humana Uniprot (146.704 secuencias totales; descargadas el 20 de julio de 2025, de http://www.uniprot.org) se utiliza con parámetros de búsqueda detallados (Tabla 3). - Recupera los archivos de búsqueda resultantes (.dat) del servidor MASCOT de nuevo en Proteome Discoverer 1.4. Datos para filtración a un umbral de tasa de descubrimiento falso (FDR) de <0,01 para obtener identificaciones de alta confianza.
- Identificar la secuencia de aminoácidos de la proteína con datos de MS/MS, cuantificar la abundancia de proteínas con las intensidades de iones reporteros iTRAQ.
- Calcular la reproducibilidad experimental para determinar el valor de corte de proteínas diferencialmente expresadas (DEPs) más una significación p<0,05.
NOTA: En este estudio, el valor de corte se determina como el cambio de plegamiento (FC) > 1,4, lo que puede eliminar eficazmente los errores sistemáticos.
- Analizar las características funcionales de los DEPs neovasculares de glioma.
- Accede a la página principal de DAVID (Database for Annotation, Visualization and Integrated Discovery, versión 6.7; https://david.ncifcrf.gov/) y selecciona Iniciar Análisis en la barra de menú para iniciar el análisis.
- Selecciona, el panel izquierdo sirve como interfaz de subida; introduce los identificadores de proteínas o genes en la caja de entrada del Paso 1 como se indica (utilizando la funcionalidad de copiar y pegar).
- Para el Paso 2, seleccione el tipo de identificador que coincida con las proteínas subidas; este estudio utilizó UniProt Accession.
- Para el Paso 3, selecciona la lista de genes o configuraciones de fondo: El análisis de enriquecimiento génico requiere elegir un conjunto de genes de fondo. El sistema utiliza por defecto el genoma completo de la especie, o los usuarios pueden subir una lista personalizada de proteínas/genes como contexto.
- Haz clic en Enviar lista para enviar las propuestas e iniciar el análisis.
NOTA: Los resultados del análisis se muestran en el lado derecho del panel "Resultados del Resumen de Anotaciones". Los usuarios pueden seleccionar resultados según las necesidades analíticas; este estudio utilizó específicamente la lista de GOTERM_BP_FAT para analizar procesos biológicos que involucran a los DEPs. - Obtener procesos biológicos (BPs), componentes celulares (CCs), funciones moleculares (MFs) y vías KEGG para los DEPs neovasculares del glioma.
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Resultados
Se obtuvo una cantidad suficiente de muestras de proteínas aisladas en LCM para proteómica cuantitativa
Para obtener perfiles proteómicos fiables de proteínas expresadas diferencialmente en tejidos neovasculares de glioma, este estudio seleccionó el subtipo de glioma más prevalente, astrocitoma grado III, y tejidos neovasculares aislados usando MCL debido a la disponibilidad de vasos neovasculares enriquecidos. Además, la proteómica cuantitati...
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Discusión
La LCM combinada con la proteómica cuantitativa con marcaje isotópico identificó el primer perfil proteómico a gran escala de la angiogénesis del glioma
La angiogénesis tumoral es una característica patológica crítica de los gliomas, estrechamente asociada a su alta invasividad y resistenciaterapéutica 6,7. Las terapias antiangiogénicas tradicionales (como los inhibidores de VEGF) mues...
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Divulgaciones
Los autores no declaran intereses en competencia.
Agradecimientos
Este trabajo fue apoyado por los Fondos Científicos Nacionales de la Naturaleza de China (81272798 a X.Z. y 82203592 a N.L.), la Fundación Provincial de Ciencias Naturales de Shandong (ZR2022QH112 a N.L.), los Fondos Especiales del Proyecto de Ingeniería para Becarios Provinciales de Taishan de Shandong (NO.tstp20221143 a X.Z.), el Programa Nacional de Talento Extranjero de Alto Nivel de China (H20240743; Experto extranjero: X.Z.), y el Proyecto de Cultivo de Investigación Científica de la Primera Universidad Médica de Shandong en Campos Estratégicos Emergentes (202403).
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Materiales
| Nombre | Empresa | Número de catálogo | Comentarios |
|---|---|---|---|
| Placa de 96 pozos | Thermo Fisher Scientific (EE. UU.) | 468667 | Consumibles |
| Acetona | NanJing Reactor (China) | C0720114023 | Reactivo |
| Acetonitrilo | Merck (China) | CN34892 | Reactivo |
| Kit de ensayo de proteínas BCA | Abcam (Reino Unido) | AB102536 | Reactivo |
| Albúmina sérica bovina (BSA) estándar | Solarbio (China) | PC0001-1 | Reactivo |
| tubo de centrífuga (50ML) | Kirgen (China) | KG2811 | Consumibles |
| Microtomo de criostato | Leica (Alemania) | C1900 | Equipamiento |
| Cisteína | Aladdín (China) | C108238 | Reactivo |
| DL-Ditiotreitol (DTT) | Amresco (EE. UU.) | D8220 | Reactivo |
| Columna HPLC de fase inversa EASY-Spray C18 | Thermo Scientific (EE. UU.) | ES800A | Consumibles |
| Balance electrónico | Sartorius (EE. UU.) | BSA224S | Equipamiento |
| Medio de incrustación | Leica (Alemania) | 39475237 | Consumibles |
| Cartuchos Empore SPE C18 | Sigma-Aldrich (EE. UU.) | 66872-U | Consumibles |
| Tubo de Eppendorf | Kirgen (China) | KG2211 | Consumibles |
| Papel de filtro | Cytiva (EE. UU.) | Curso42 | Consumibles |
| Ácido fórmico | Aladdín (China) | F112032 | Reactivo |
| Vaso de cristal | SHUBO (China) | 1015479 | Consumibles |
| Cilindro graduado de vidrio | SHUBO (China) | 1601 | Consumibles |
| Cromatografía líquida-espectrometría de masas de alta resolución | Thermo Scientific (EE. UU.) | Q-Exactivo | Equipamiento |
| Contenedor aislado | Fhefon (China) | LCZYX-12 | Consumibles |
| Microscopio invertido | Leica (Alemania) | XDS-1 | Equipamiento |
| Iodoacetamida | Solarbio (China) | I8010 | Reactivo |
| Isopropanol | Aladdín (China) | I112018 | Reactivo |
| Reactivos iTRAQ | Sigma-Aldrich (EE. UU.) | 4381663 | Reactivo |
| KCl | Beyotime (China) | ST1596 | Reactivo |
| KH2PO4 | ShangHai YuanYe (China) | S24278 | Reactivo |
| Microdisección por captura láser | Leica (Alemania) | LMD 6000 | Equipamiento |
| Portaobjetos de microdisección por captura láser | Leica (Alemania) | 3800040 | Consumibles |
| Cuchillas desechables de alto perfil Leica | Leica (Alemania) | 14035838926 | Consumibles |
| Contenedor de nitrógeno líquido | KEYICRYO (China) | YDS-3 | Equipamiento |
| Agitador de placa eléctrica magnética | ShanghaiSILE (China) | LAB-0002-0068-SHSL | Equipamiento |
| Lector de microplacas | TECAN (Suiza) | INFNITE F200 | Equipamiento |
| PEN Membrana | Leica (Alemania) | 11505189 | Consumibles |
| Medidor de pH | Sartorius (EE. UU.) | PB-10 | Equipamiento |
| Pipeta | Eppendorf (Alemania) | 3123000268 | Equipamiento |
| Pipeta | Eppendorf (Alemania) | 3123000241 | Equipamiento |
| Pipeta | Eppendorf (Alemania) | 3123000225 | Equipamiento |
| PolySULFOETHYL A | PolyLC Inc (EE. UU.) | 104SE0303 | Consumibles |
| Inhibidor de proteasa | Roche (Suiza) | 05892791001 | Reactivo |
| Centrífuga refrigerada | Beckman (EE. UU.) | AllegraTM X-22R | Equipamiento |
| Frigorífico | MEILING (China) | BCD-180KCT | Equipamiento |
| Dodecilo sulfato de sodio (SDS) | Amresco (EE. UU.) | 1027P033 | Reactivo |
| Tarro de tinción | Beyotime (China) | FG005 | Consumibles |
| Cuchara de acero inoxidable | Muzixing (China) | XYS-101 | Consumibles |
| Consejos | Kirgen (China) | KG1313 | Consumibles |
| Solución de tinción de toluidina azul | Sigma-Aldrich (EE. UU.) | 198161-5G/198161-25G | Reactivo |
| Ácido trifluoroacético | Aladdín (China) | T103293 | Reactivo |
| Tris-HCl | Amresco (EE. UU.) | T8230 | Reactivo |
| Solución de tripsina-EDTA | Solarbio (China) | T1300 | Reactivo |
| Congelador de ultra baja temperatura | Sanyo (Japón) | MDF-382E | Equipamiento |
| Purificador de agua ultrapura | ELGA (Reino Unido) | PureLAB flex | Equipamiento |
| Disruptor de celdas ultrasónicas | QSONICA (EE. UU.) | Q500 | Equipamiento |
| Liofilizador al vacío | Thermo (EE. UU.) | SNL 315SV | Equipamiento |
| Mezclador de vórtice | Tecnología de cristales y Industrias (EE. UU.) | HYQ-3110 | Equipamiento |
| Incubadora de baño maria | Instrumento Tecnológico Yiheng de Shanghái (China) | HWS-26 | Equipamiento |
| Papel de pesaje | Cole-parmer (EE. UU.) | 133802 | Consumibles |
Referencias
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