Adquisición y preprocesamiento de datos
Todos los datos analizados en este estudio se obtuvieron de la base de datos de acceso público de la TCGA que aparece en la Tabla de Materiales. Este estudio se adhiere estrictamente a la Política de Compartición de Datos Genómicos de los Institutos Nacionales de Salud (NIH) y a las directrices de publicación proporcionadas por TCGA. Dado que los conjuntos de datos consisten en datos clínicos y multiómicos desidentificados, disponibles públicamente, este estudio quedó exento de la aprobación posterior por parte del Comité de Revisión Institucional (IRB). Los datos transcriptomas y la información clínica correspondiente para LUSC se descargaron de la base de datos Cancer Genome Atlas (TCGA). Inicialmente, la cohorte estaba compuesta por 551 muestras (502 tumores y 49 normales). Para garantizar la robustez de este modelo pronóstico, se excluyeron de la analiza de supervivencia posterior a pacientes que carecieran de datos completos de supervivencia global (SO), estado de supervivencia o características clínicas esenciales. Tras este estricto proceso de filtrado, se estableció una cohorte analítica final de 470 pacientes con LUSC. Estos 470 pacientes fueron posteriormente divididos aleatoriamente en un conjunto de entrenamiento (n = 235) y otro conjunto de pruebas (n = 235) para la construcción y validación del modelo de riesgo. Un total de 792 genes relacionados con el estrés oxidativo se recopilaron a través de la base de datos GeneCards, listados en la Tabla de Materiales, utilizando un criterio de inclusión con una puntuación de relevancia ≥ 7. El paquete limma (versión 3.66.0) se utilizó para detectar genes de estrés oxidativo expresados diferencialmente. Los diagramas de volcán se producían usando el paquete ggplot2 (versión 4.0.2). Entre el grupo de entrenamiento y el grupo de pruebas, no hubo variación apreciable en las características clínicas (p > 0,05). El conjunto de entrenamiento se utilizaba para la construcción del modelo, y el conjunto de pruebas para la validación interna.
Construcción y verificación del modelo de riesgo
Para identificar los ARNCn asociados al estrés oxidativo, se realizó un análisis de coexpresiones de Pearson. Los autores evaluaron la correlación entre los perfiles de expresión de los genes relacionados con el estrés oxidativo diferencialmente expresados identificados y todos los ARNlcRNA anotados dentro del conjunto de datos TCGA-LUSC. Los criterios de correlación para seleccionar lncRNAs coexpresados se establecieron en un coeficiente de correlación |R| > 0,4 y un valor p < 0,001. A partir de estos umbrales, se derivaron y extrajeron un total de 6.088 candidatos a RNCn relacionados con el estrés oxidativo. Posteriormente, estos 6.088 candidatos a ARNnc fueron evaluados mediante regresión LASSO y enfoques analíticos complementarios para construir el modelo de riesgo pronóstico. Utilizando los datos procesados, los participantes de los pacientes se clasificaron en estratos de alto y bajo riesgo.
Factores independientes y curvas ROC
Se utilizaron modelos de regresión de Cox univariantes y multivariantes para identificar variables pronósticas independientes. Específicamente, para controlar la tasa de error familiar durante los análisis de regresión de Cox univariantes múltiples (n = 236 pruebas), se aplicó la corrección de Bonferroni, estableciendo el umbral de significancia ajustado estrictamente en p < 0,00021 (calculado como 0,05 / 236).
Análisis de supervivencia y análisis de componentes principales
El paquete de supervivencia (versiones 3.8-6) se utilizó para calcular las tasas de supervivencia global (OS), y el análisis de componentes principales (PCA) se empleó para evaluar la robustez del modelo de riesgo.
Nomograma
El índice de ajuste se evaluó utilizando el paquete rms en R para evaluar la fiabilidad del nomograma. La carga mutacional tumoral (TMB) fue evaluada y visualizada utilizando el paquete maftools (versión 2.22.0). Se utilizaron algoritmos, incluido ssGSEA, para detectar infiltraciones inmunitarias. Además, se utilizó el paquete ggpubr (versión 0.6.3) para comparar puntos de control inmunitarios entre grupos de riesgo. El algoritmo ESTIMATE se utilizó para caracterizar el microambiente tumoral (TME).
Análisis funcional
El paquete clusterProfiler (versión 4.14.6) en R se utilizó para el análisis de enriquecimiento. Para explorar más a fondo las vías funcionales, se realizó un análisis GSEA. Utilizando Cytoscape, se creó una red de coexpresiones para la observación.
Métodos experimentales
Condiciones y agrupación de cultivos celulares
La línea celular NCI-H520 de carcinoma escamoso de pulmón humano (RRID: CVCL_1566; incluida en la Tabla de Materiales) fue cultivada en medio RPMI-1640 suplementado con suero fetal bovino al 10% (v/v) y al 1% de penicilina-estreptomicina. Las células en fase logarítmica se sembraron en placas de cultivo de 6 pozos. Tras la adherencia exitosa, las células se asignaron aleatoriamente en tres grupos experimentales distintos: un grupo control en blanco mantenido bajo condiciones estándar de cultivo, un grupo control negativo (si-NC) transfectado con siRNA no dirigido, y un grupo experimental knockdown (si-LINC01615) transfectado con siRNA específico de LINC01615.
Transfección celular
Los reactivos si-LINC01615 y si-NC se descongelaron en hielo. Para la preparación del complejo de transfección, se pipetearon 95 μL de medio RPMI-1640 sin suero en tubos estériles de centrífuga, seguido de la adición secuencial de 3 μg del respectivo siRNA y 5 μL del reactivo de transfección Lipo3000. Se aplicó el mismo procedimiento tanto para elgrupo si LINC01615 como para el siNC. Las soluciones se mezclaron suavemente e incubaron a temperatura ambiente durante 5 minutos para facilitar la formación compleja, resultando en un volumen total de aproximadamente 200 μL por tubo. Posteriormente, esta mezcla se distribuyó uniformemente en los pozos de cultivo designados que contenían 800 μL de medio basal RPMI-1640. Tras un periodo de incubación de 6 horas a 37 °C, el medio de transfección se aspiraba cuidadosamente y se reemplazaba por medio fresco y completo de cultivo.
Ensayo de cicatrización de heridas (scratch)
Para el ensayo de cicatrización de heridas, las células NCI-H520 (RRID: CVCL_1566) que crecieron logarítmicamente se siembraron en placas de cultivo de 6 pozos con una densidad de 5,6 × 10 célulasde 5 por pozo. Al alcanzar una confluencia del 95–100%, se creó artificialmente una herida lineal rascando verticalmente la monocapa de la célula a través del centro del pozo usando una punta estéril de pipeta de 200 μL. Posteriormente, los pozos se lavaron tres veces con PBS para eliminar células desprendidas y restos celulares, y después se incubaron en un medio RPMI-1640 sin suero. Se capturaron imágenes de las áreas heridas idénticas a las 0, 24 y 48 horas utilizando un microscopio invertido. El área de cicatrización de la herida se cuantificó midiendo la distancia del espacio usando ImageJ (RRID: SCR_003070; incluida en la Tabla de Materiales), y la tasa de migración se calculó en relación con el área inicial de la herida a 0 h.
Migración transwell e ensayos de invasión
Las capacidades de migración e invasión celular se evaluaron utilizando cámaras Transwell de 24 pozos equipadas con insertos de membrana de policarbonato de 8,0 μm del tamaño de un poro que se enumeran en la Tabla de Materiales. Para el ensayo de invasión, las cámaras apicales se pre-recubrieron con 50 μL de Matrigel (diluido 1:8 en medio libre de suero; listado en la Tabla de Materiales) y incubadas a 37 °C durante 2 horas para polimerizarse, mientras que el ensayo migratorio utilizó insertos sin recubrir. Tras la transfección celular y un periodo de inanición sérica de 24 horas, se extrayeron células NCI-H520, se resuspendieron en un medio RPMI-1640 libre de suero y se siembraron en las cámaras apicales con una densidad de 1,8 ×10 5 células por pozo en 200 μL. Las cámaras basales se llenaron con 600 μL de medio RPMI-1640 suplementado con un 10% de FBS como quimioatrayente. Tras una incubación de 48 horas a 37 °C con un 5% de CO₂, los insertos se retiraron y lavaron tres veces con PBS. Las células que quedaban en la superficie apical de la membrana se retiraban suavemente con un hisopo de algodón húmedo. Las células que habían migrado o invadido la superficie basolateral se fijaron con paraformaldehído al 4% durante 20 minutos y se teñieron con solución de Giemsa listada en la Tabla de Materiales durante 30 minutos a temperatura ambiente. Las células migradas e invadidas fueron visualizadas y enumeradas en tres campos ópticos seleccionados aleatoriamente por inserto usando un microscopio invertido a 40x de aumento.
Análisis estadístico
Todos los análisis estadísticos y visualizaciones de datos se realizaron utilizando el software R (versión 4.1.2; RRID: SCR_001905; listados en la Tabla de Materiales). Los números de versión específicos de todos los paquetes R utilizados en este estudio han sido detallados explícitamente en sus respectivas subsecciones metodológicas. Un valor significativo se definía convencionalmente como p < 0,05 salvo que se indicara lo contrario. Cuando se realizaron comparaciones múltiples (por ejemplo, las regresiones múltiples univariantes de Cox), el método de Bonferroni se aplicó rigurosamente para mantener la tasa de error familiar (FWER), con el umbral exacto ajustado (p. ej., p < 0,00021) detallado en la subsección metodológica correspondiente. Los datos cuantitativos in vitro se expresaron como desviación media ± estándar y se analizaron utilizando la prueba t de Student o ANOVA unidireccional según correspondá.