Method Article

Procesamiento mecánico de micrograsas enriquecidas con SVF para la reconstrucción de defectos traumáticos de tejidos blandos

DOI:

10.3791/69984

⸱

February 20th, 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Trauma and Microsurgery Orthopedics, Zhongnan Hospital of Wuhan University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este protocolo describe un método reproducible para preparar micrograsa enriquecida con SVF procesada mecánicamente a partir de tejido adiposo autólogo e inyectarla en defectos traumáticos de tejido blando tipo cavidad para su reconstrucción clínica.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los defectos traumáticos de tejidos blandos suponen desafíos significativos para la reconstrucción debido a la pérdida de tejido, la vascularización deteriorada y las dificultades para lograr una cobertura duradera. El tejido adiposo ofrece una fuente práctica de tejido autólogo, y la micrograsa enriquecida con fracción vascular estromalica (SVF) procesada mecánicamente puede prepararse intraoperatoriamente sin digestión enzimática.
Este estudio presenta un protocolo clínico estandarizado para extraer tejido adiposo autólogo y procesarlo en micrograsa enriquecida con SVF para su inyección en defectos traumáticos de tejido blando tipo caries. La grasa se extrae manualmente del muslo o abdomen bajo baja presión negativa, se fragmenta mecánicamente mediante corte y emulsificación de jeringuilla a jeringa, se filtra para lograr una consistencia uniforme de micrograsa y se centrifuga para aislar la fracción que contiene SVF. La micrograsa procesada se inyecta a lo largo de toda la cavidad de la herida en un patrón multicapa. La evaluación postoperatoria incluye evaluación clínica en serie, documentación fotográfica y medición de la reducción del área de la herida hasta la epitelialización.
En una cohorte pequeña, el método se asoció con contracción progresiva de la herida y epitelialización completa en aproximadamente 4-8 semanas, sin complicaciones mayores. Aunque la composición y viabilidad celular no se cuantificaron, la técnica proporcionó un enfoque intraoperatorio viable adecuado para entornos sin acceso a instalaciones de procesamiento enzimático o laboratorio. Este protocolo ofrece un método práctico y mínimamente manipulado para administrar micrograsas enriquecidas con SVF en el manejo de defectos traumáticos de cavidad y puede servir como base para estudios controlados posteriores.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los defectos traumáticos de tejidos blandos de tipo cavidad siguen siendo un gran desafío reconstructivo porque combinan pérdida de tejido, perfusión local deteriorada y un alto riesgo de infección y formación de espacios muertos. Las técnicas convencionales de cobertura, como los injertos de piel de grosor dividido o las transferencias de colgajo, proporcionan una cobertura duradera en muchos casos. Sin embargo, con frecuencia están limitadas por la morbilidad del sitio donante, la complejidad técnica y los resultados variables a largo plazo, especialmente en camas contaminadas o concicatrices 1,2,3.

El tejido adiposo es una fuente abundante y fácilmente accesible de una población celular heterogénea conocida como fracción vascular estromal (SVF). SVF incluye células estromales mesenquimales, progenitores endoteliales, perícitos y elementos estromales de soporte. Cuando se retiene dentro de partículas de tejido graso, el contexto extracelular nativo de la SVF se preserva durante el manejo y la administraciónclínica 4. Clínicamente, se ha informado que los injertos de grasa enriquecidos para SVF (micrograsa enriquecida con SVF) mejoran la retención de injertos y están asociados con una epitelización acelerada de la herida en una variedad deindicaciones 5,6,7.

Existen dos estrategias principales para obtener SVF a partir de lipoaspiradas. La digestión enzimática suele dar mayor recuento de células nucleadas por unidad de volumen, pero requiere reactivos dedicados, infraestructura de laboratorio, tiempos de procesamiento más largos y está sujeta a restricciones regulatorias en muchasjurisdicciones 4,8. En cambio, los métodos de procesamiento mecánico incluyen corte, emulsificación de jeringuilla a jeringuilla, filtración y el uso de dispositivos mecánicos de sistema cerrado. Estos enfoques permiten una preparación intraoperatoria rápida de micrograsas enriquecidas con SVF con una manipulación mínima y tiempos de respuesta máscortos 6,9,10,11. Los sistemas mecánicos recientes han reportado tiempos de procesamiento <15 minutos y rendimientos cercanos a los de los métodos enzimáticos en algunas series, aunque el recuento de células y la viabilidad medidos pueden variar según el dispositivo yel operador 9.

A pesar de la creciente literatura sobre SVF procesada mecánicamente y sobre el injerto de grasa para úlceras crónicas y enfermedad diabética del pie, los protocolos estandarizados y reproducibles específicamente dirigidos a defectos traumáticos de tejidos blandos de tipo caries sonescasos 7,12. Los informes clínicos publicados suelen tratar úlceras crónicas, heridas diabéticas o injertos estéticos de grasa. Sin embargo, solo unos pocos proporcionan un protocolo intraoperatorio paso a paso que especifique parámetros de cosecha, extremos de emulsificación, tamaños de los poros de filtración, fuerza de centrifugación (× g), dosificación por área de la herida y criterios de preparación para la inyección en entornos de trauma 7,13.

Por ello, la orientación práctica sobre la aplicabilidad es importante para los equipos quirúrgicos que consideran este enfoque. Según la literatura disponible y nuestra experiencia quirúrgica, los volúmenes típicos de aspirado intraoperatorio para una sola cavidad son de ~20-40 mL. Este volumen generalmente produce suficiente micrograsa procesada para rellenar caries pequeñas o moderadas. En cambio, las reconstrucciones de gran volumen probablemente estén fuera del alcance del procesamiento mecánico en el punto de atención y pueden requerir procedimientos escalonados o estrategias alternativas 9,12. Los enfoques mecánicos SVF también son menos adecuados para heridas gravemente contaminadas hasta que la infección esté controlada; En tales casos, el desbridamiento adjunto y el manejo de la infección (incluyendo antibióticos dirigidos y, cuando corresponda, terapia con heridas por presión negativa) deben preceder alinjerto 7.

El presente trabajo pretende proporcionar un protocolo intraoperatorio detallado y reproducible para preparar micrograsas enriquecidas con SVF mediante procesamiento mecánico e inyectar este producto en defectos traumáticos de tejidos blandos de tipo caries. El protocolo enfatiza parámetros operativos explícitos (cosecha, fragmentación mecánica y emulsificación, filtración, centrifugación expresadas como × g, técnica de inyección y medición objetiva del área de la herida) para que otros equipos quirúrgicos puedan adoptar y validar el método en sus propios contextos.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité de Ética Institucional (Aprobación nº KL-2025062) y se llevó a cabo conforme a la Declaración de Helsinki. Se obtuvo el consentimiento informado por escrito de todos los pacientes antes de la participación.

1. Selección de pacientes y evaluación preoperatoria

  1. Incluir a pacientes adultos que presentan defectos traumáticos de tejidos blandos de tipo caries que requieren intervención reconstructiva tras completar un desbridamiento quirúrgico adecuado.
    NOTA: Los defectos deben mostrar una cavidad bien definida con tejido viable circundante y sin necrosis en curso en el momento de la reconstrucción.
  2. Excluyan pacientes con infección sistémica activa o infección local de herida no controlada, diabetes mellitus mal controlada (definida como HbA1c persistente >8% a pesar del tratamiento), enfermedad vascular periférica significativa que afecte a la extremidad afectada, trastornos de coagulación conocidos o anticoagulación actual que no puedan interrumpirse de forma segura, malignidad que afecte al lugar del defecto, o contraindicaciones para liposucción o anestesia según determine la evaluación preoperatoria.
  3. Realizar la recogida de datos de referencia y la evaluación de heridas
    1. Registrar características basales del paciente, incluyendo edad, sexo, localización de la herida, mecanismo de la lesión y tiempo desde la lesión hasta la reconstrucción.
    2. Realizar la evaluación de la herida tras la preparación estándar. Mide la longitud y anchura de la herida usando una regla estéril en los puntos más anchos. Adquiere fotografías digitales estándar con distancia y orientación fijas. Calcular el área de la herida (cm²) mediante análisis planimétrico basado en fotografías calibradas (véase el Paso 6.6).
  4. Proporciona asesoramiento preoperatorio. Explica al paciente los pasos del procedimiento, los beneficios previstos, los riesgos potenciales (incluyendo infección, reabsorción de grasa y la necesidad de procedimientos adicionales), los requisitos de atención postoperatoria y el calendario de seguimiento.
  5. Confirma el entendimiento y obtén el consentimiento informado por escrito antes de la cirugía

2. Preparación preoperatoria

  1. Preparación de equipos estériles
    1. Prepara el equipo estéril requerido, incluyendo: cánulas de liposucción (2-3 mm de diámetro, punta roma), jeringuillas Luer-lock (capacidad de 10-20 mL), conectores Luer-lock estériles para transferencia de jeringuilla a jeringuilla, tijeras quirúrgicas, cánulas de inyección con punta roma (22G × 50 mm).
    2. Confirma la integridad y esterilidad de todos los dispositivos antes de usarlos.
  2. Preparación e infiltración de solución tumescente
    1. Extrae 1.000 mL de solución fisiológica normal al 0,9% en un recipiente estéril
    2. Añade 2 mL de epinefrina 1:1.000 para alcanzar la concentración final de 1:500.000. Mezcla bien en condiciones estériles.
    3. Conecta la solución a una jeringuilla Luer-lock con una cánula de infiltración roma de 2-3 m
      NOTA: La lidocaína se omite intencionadamente para permitir la administración de anestesia separada y controlada por dosis.
    4. Introduce la solución en el sitio donante subcutáneo (por ejemplo, abdomen o muslo) mediante pases lentos en forma de abanico, desde los planos profundos hasta superficiales.
    5. Ajusta el volumen total según la superficie del sitio donante y el volumen anticipado de lipoaspirato.
    6. Infiltra hasta que el tejido muestre tumescencia uniforme y vasoconstricción.
    7. Espera 10-15 minutos después de la infiltración para permitir la máxima vasoconstricción antes de la extracción. NOTA: La epinefrina reduce el sangrado intraoperatorio y facilita la extracción de adiposo. Omitir la lidocaína evita que excedan las dosis seguras de anestesia y permite anestesia local o regional por separado.
  3. Administración de anestesia
    NOTA: La anestesia se administra por separado de la solución tumescente, seleccionada en función del tamaño del defecto, el sitio donante y la tolerancia del paciente. Uno de los siguientes enfoques anestésicos se selecciona en función del tamaño del defecto, el sitio donante y la tolerancia del paciente.
    1. Infiltración local (bloque de campo): Infiltrar 0,5-1% de lidocaína con epinefrina 1:200.000 usando una cánula de punta roma (22G × 50 mm). Se extienden radialmente alrededor de los nervios sensoriales que suministran el sitio donante. Deja 5-10 minutos para el efecto de anestesia total antes de manipular el sitio donante o infiltrar la tumescencia.
      NOTA: Dosis máxima: 7 mg/kg de lidocaína con epinefrina, ajustada según el peso y las comorbilidades del paciente.
    2. Anestesia regional (opcional): Utiliza bloqueos de nervios periféricos guiados por ultrasonidos según el sitio donante. Utiliza bupivacaína (0,25-0,5%) o ropivacaína (0,5%), dosificada según las pautas estándar. Confirma el inicio del bloqueo (10-20 minutos) antes de la cosecha.
    3. Anestesia general: Reservada para defectos grandes o procedimientos combinados. Administrar según protocolos institucionales con supervisión estándar.
      PRECAUCIÓN: Asegúrese de que la dosis total sistémica de epinefrina de todas las soluciones infiltradas se mantenga dentro de los límites de seguridad clínica aceptados.

3. Extracción de grasa

  1. Seleccione el sitio donante (abdomen y/o muslo lateral) en función de los siguientes criterios
    1. Disponibilidad de suficiente tejido adiposo subcutáneo para permitir una extracción adecuada sin deformidades de contorno
    2. Ausencia de cicatrices locales, infección o cirugía previa que pueda comprometer la calidad del tejido.
    3. Accesibilidad y posición del paciente en la mesa de operaciones para permitir la infiltración y aspiración estéril.
      NOTA: Seleccionar un lugar con tejido adecuado y un trauma previo mínimo facilita la extracción constante de adiposo y reduce las complicaciones procedimentales.
  2. Realizar una incisión cutánea de 2-3 mm usando un bisturí nº 11, en condiciones estériles. Incisa a través de la epidermis y la dermis hasta la capa subcutánea sin penetrar en la fascia o el músculo más profundo.
  3. Mantén una incisión pequeña y controlada para minimizar las cicatrices.
  4. Coloca una cánula de liposucción de 2-3 mm a una jeringuilla Luer-lock de 10-20 mL.
  5. Inserta la cánula a través de la incisión cutánea en la capa adiposa subcutánea, permaneciendo superficial a la fascia subyacente.
  6. Utiliza movimientos suaves y multidireccionales para distribuir la cánula de manera uniforme por todo el plano subcutáneo objetivo.
  7. Aplica presión negativa baja manualmente retirando suavemente el émbolo de la jeringuilla para aspirar tejido adiposo.
  8. Evita la succión agresiva para minimizar el trauma mecánico en las células derivadas de la adiposa.
  9. Continúa la aspiración en pequeñas alicuotas controladas, reposicionando la cánula dentro de la capa subcutánea para maximizar la eficiencia de la cosecha.
    NOTA: Mantenga la jeringuilla a temperatura ambiente (20-25 °C) para preservar la viabilidad celular.
  10. Extrae aproximadamente 20-40 mL de lipoaspiración, ajustada al tamaño del defecto.
  11. Después de la aspiración, retira la cánula y cierra la incisión cutánea con una sola sutura de nailon 3-0 o 4-0, o utiliza tiras adhesivas estériles para incisiones pequeñas por puñaladas. Aplica un apósito estéril en la zona donante.
  12. El lipoaspirato aspirado se encuentra inicialmente en la jeringuilla Luer-lock utilizada para la extracción. Desconecta suavemente la cánula de extracción y transfiere el lipoaspirato a una nueva jeringuilla Luer-lock estéril de 10-20 mL para su posterior procesamiento.
  13. Evita la exposición al aire, altas temperaturas o una fuerza mecánica excesiva. Mantener el aspirado a temperatura ambiente (20-25 °C) hasta el procesamiento (por ejemplo, purificación, centrifugación o inyección).
    NOTA: El uso de una jeringuilla estéril nueva previene la contaminación y permite un procesamiento estandarizado. El manejo suave preserva la viabilidad de la fracción vascular de adipocitos y estromas

4. Procesamiento mecánico de micrograsas enriquecidas con SVF

  1. Deja que el lipoaspirato extraído permanezca erguido en jeringuillas Luer-lock estériles de 10-20 mL durante 5 minutos a temperatura ambiente (20-25 °C) para permitir la separación por gravedad.
  2. Tras estar de pie, se hacen visibles tres capas distintas (capa superior de aceite [fracción de lípidos libres], capa adiposa media, capa acuosa/sanguínea inferior).
  3. Utilizando técnica estéril, sujeta la jeringuilla verticalmente con la boquilla apuntando hacia arriba y avanza suavemente el émbolo para expulsar la capa superior de aceite hasta que solo quede la fracción adiposa. Invierte la jeringuilla y retira cuidadosamente la capa inferior acuosa/sanguínea mediante un avance lento del émbolo o aspiración usando una jeringuilla estéril. Conservar solo la fracción adiposa media para su procesamiento posterior.
    NOTA: La eliminación de aceite libre y componentes acuosos reduce los subproductos inflamatorios y mejora la consistencia del injerto y la viabilidad celular.
  4. Transfiere la fracción adiposa retenida a una placa estéril de acero inoxidable o vidrio. Con tijeras quirúrgicas estériles, tritura suavemente el tejido adiposo en fragmentos de aproximadamente 1-2 mm de tamaño, evitando fuerzas de compresión o corte excesivas.
  5. Carga el tejido adiposo picado en una jeringuilla Luer-lock de 10 mL. Conecta esta jeringuilla a una segunda jeringuilla Luer-lock de 10 mL usando un conector Luer-lock hembra a hembra estéril.
  6. Emulsiona mecánicamente el tejido adiposo transfiriéndolo de un lado a otro entre las dos jeringuillas durante 20-30 pasadas a un ritmo constante y moderado. Continúa hasta lograr una consistencia uniforme de micrograsa inyectable.
    NOTA: La grasa procesada debe parecer homogéneamente emulsionada con una separación mínima visible de aceite.
  7. Desconecta el conector Luer-lock y transfiere la micrograsa emulsionada de la jeringuilla a un tubo estéril de centrífuga compatible con el rotor de la centrífuga. Asegúrate de que los tubos estén equilibrados por volumen antes de centrifugar.
  8. Centrifuga la grasa emulsionada a aproximadamente 400 × g durante 3 minutos a temperatura ambiente.
  9. Tras la centrifugación, se pueden observar tres capas: capa superior de aceite, fracción de micrograsa enriquecida con SVF medio, capa acuosa/sanguínea inferior (Figura 1).
  10. Utilizando una jeringuilla estéril, aspira cuidadosamente solo la capa media de grasa enriquecida con SVF, evitando la contaminación de las capas adyacentes.
  11. Pasar la fracción recogida por un filtro de malla de acero inoxidable estéril de 500-1.000 μm para eliminar restos fibrosos y partículas grandes. Este paso facilita una inyección fluida y minimiza la obstrucción de la cánula durante la entrega del injerto.
  12. Carga la micrograsa enriquecida con SVF filtrada en jeringuillas estériles de 1-5 mL para inyección inmediata.

5. Inyección en el sitio del defecto

  1. Realizar el desbridamiento final de la herida seguido de un riego exhaustivo con solución salina estéril hasta que se elimine todo el tejido necrótico.
  2. Confirmar la preparación de la herida mediante la presencia de tejido de granulación sano y/o sangrado por puntos de la herida, lo que indica una perfusión y viabilidad tisular adecuadas.
  3. Utilizando la técnica estéril, introduce una cánula de punta roma (1,2-2,0 mm de diámetro) en el defecto a través del borde de la herida o piel intacta adyacente, evitando la entrada directa por la base central de la herida cuando sea posible.
    1. Profundidad y plano tisular: Avanzar la cánula hacia el plano del tejido subcutáneo inmediatamente superficial al lecho de la herida; Se evita la colocación intramuscular salvo que se indique específicamente la profundidad del defecto.
    2. Ángulo de inserción: Insertar la cánula en un ángulo oblicuo bajo (aproximadamente 10-30°) respecto a la superficie de la herida para facilitar una deposición controlada y estratificada.
    3. Posicionamiento de la cánula: Mantener la punta de la cánula dentro de planos tisulares bien vascularizados para optimizar la supervivencia del injerto y minimizar la extrusión.
  4. Inyecta la micrograsa enriquecida con SVF utilizando una técnica de abanico retrógrado multicapa, depositando pequeñas alicuotas durante la lenta retirada de la cánula.
  5. Distribuir el injerto de forma uniforme a lo largo de la base de la herida, los márgenes y el tejido subcutáneo circundante para lograr un empaste uniforme y maximizar el contacto con el tejido vascularizado del receptor.
  6. Ajusta el volumen de inyección según el tamaño y la profundidad de la cavidad, que normalmente oscila entre 5 y 12 mL.
  7. La inyección se suspende una vez que el defecto está adecuadamente rellenado y se restauran los contornos tisulares, asegurando que no haya sobrecorrección ni tensión excesiva del tejido.
    NOTA: Evita el exceso de llenado para reducir el riesgo de necrosis grasa, perfusión alterada o extrusión de injertos.
  8. Cubrir la herida con gasa de vaselina (petrolato), colocada en contacto no compresivo con la superficie de la herida.
  9. Aplica un apósito secundario para proteger el lugar permitiendo el drenaje pasivo y minimizando las fuerzas de corte sobre la micrograsa inyectada.

6. Cuidados postoperatorios y seguimiento

  1. Administrar antibióticos profilácticos según el protocolo institucional, teniendo en cuenta el tamaño de la herida, el estado de contaminación y los factores de riesgo específicos del paciente.
  2. Instruye a los pacientes a evitar presión, cizalladura o fricción tanto en el sitio donante como en el injerto durante 1-2 semanas postoperatorias para minimizar el desplazamiento del injerto y optimizar la integración.
  3. Inspecciona el vendaje de la herida en cada visita de seguimiento y reemplaza la gasa de vaselina (petrolato) según sea necesario. No retires a la fuerza la gasa adherida; Permiten el desprendimiento espontáneo durante la epitelialización para evitar la alteración del tejido en regeneración.
  4. Programa visitas de seguimiento a las 1, 2, 4 y 12 semanas después del procedimiento.
  5. Adquiere fotografías digitales estandarizadas en cada visita usando una cámara fija a la distancia de la herida, condiciones de iluminación consistentes y una referencia de escala (por ejemplo, regla estéril) colocada en el mismo plano que la herida. Esto garantiza la coherencia en la evaluación longitudinal.
  6. Mide el área de la herida usando el software ImageJ (National Institutes of Health (NIH), EE. UU.) mediante análisis planimétrico.
    1. Importar fotografías estandarizadas de heridas en ImageJ
    2. Calibrar la escala de imagen usando la regla de referencia
    3. Traza manualmente el margen de la herida usando la herramienta de selección de polígonos.
    4. Calcula automáticamente el área de la herida usando la función de medición del software.
  7. Para la evaluación de resultados, defina la epitelialización completa como la cobertura total de la superficie de la herida sin exudado, necesidad de vendaje ni intervención secundaria.
  8. Registrar todas las complicaciones postoperatorias, incluyendo infecciones, necrosis grasa, hematoma, seroma o retraso en la cicatrización de la herida.
    PRECAUCIÓN: Eliminar todos los residuos biológicos conforme a las normativas institucionales de bioseguridad.

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Results

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Un total de ocho pacientes con defectos traumáticos de tejido blando de tipo caries fueron tratados utilizando el protocolo descrito.

Características de la cohorte

La cohorte incluía cinco hombres y tres mujeres, con una edad media de 51,5 ± 11,7 años (rango, 38-74 años). Los defectos se localizaron en la extremidad in...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este estudio describe un protocolo clínicamente aplicable y reproducible para el procesamiento mecánico y trasplante de micrograsa enriquecida con SVF en el manejo de defectos traumáticos de tejidos blandos de tipo cavidad. El protocolo está destinado a la implementación en el punto de atención en un entorno estándar de quirófano y prioriza la simplicidad del procedimiento, la seguridad y la viabilidad por encima de la caracterización biológica. En esta pequeña serie clínica, todos los d...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Los autores no tienen conflictos de interés que declarar.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Este estudio fue apoyado por el Programa Especial Regional de Innovación en Ciencia y Tecnología de la Provincia de Hubei para la Cooperación Internacional en Ciencia y Tecnología (Subvención nº 2023EHA043) y el Departamento de Trauma y Microortopedia del Hospital Zhongnan de la Universidad de Wuhan y el Proyecto Nacional Clave de Investigación Clínica 2025 (Proyecto Nº: 2025LCYJZX-ZD003). Los autores agradecen sinceramente al Dr. Qi Baiwen su trabajo previo que inspiró este estudio y por ofrecer una valiosa orientación sobre metodología clínica. También agradecemos a los equipos de enfermería y cirugía del Hospital Zhongnan por su ayuda en la atención y seguimiento de los pacientes.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0,9% Solución salina normalBaxter Healthcare (o equivalente)VariosUsado como solución base para la solución tumescente
Cánula de inyección con punta roma (22G y multiplicada por 50 mm)CONPUVON (figure-materials-1;), ChinaDZ 22 y veces; 50-C5Utilizado para la inyección multicapa de micrograsa enriquecida con SVF
Centrifugadora Biotecnología de larga trayectoria (figure-materials-2), ChinaLTA-1600Centrífuga clínica capaz de generar aproximadamente 400 y más veces; g
Cámara digital / SmartphoneCualquieraN/AFotografía estandarizada de heridas durante el seguimiento
EpinefrinaFarmacia hospitalaria localVariosSe añadió a la solución salina para alcanzar una concentración final de 1:500.000
Software ImageJ (Versión 1.53 o posterior)Institutos Nacionales de Salud (EE. UU.)Software libreUtilizado para la medición planimétrica del área de la herida
Cánula de liposucción (2– 3 mm)Proveedor médico estándarN/AUtilizado para extraer tejido adiposo del sitio donante
Conector Luer-lock (hembra a hembra)Becton Dickinson (o equivalente)VariosUtilizado para la emulsificación mecánica de jeringuilla a jeringuilla
Jeringuilla Luer-lock (1, 5, 10, 20 mL)Hongda Medical Devices (figure-materials-3), ChinaNo especificado (suministro institucional)Utilizado para aspiración, procesamiento mecánico e inyección
Vendaje estérilFarmacia del HospitalN/APara la cobertura de heridas postoperatorias
Tijeras quirúrgicas (estériles)Guangzhou Baitang Medical Devices Co., Ltd.BT00301 (o modelo representativo similar)Utilizado para la fragmentación mecánica del tejido adiposo
Gasa de vaselina (10 cm y multiplicada por 10 cm)Huaxi Medical Dressing Co., Ltd. (figure-materials-4), ChinaNo especificado (suministro institucional)Apósitos no adherentes usados para el cuidado postoperatorio de heridas

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