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Artículo de método

Administración intranasal de poliplexos de ARNm mediante aerosoles de ruptura de Rayleigh: un método in vitro para deposición nasal y pruebas funcionales

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DOI:

10.3791/70000

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20 de enero de 2026

 ,  , 
1GKT School of Medical Education, Faculty of Life Sciences and Medicine, King's College London, 2Genetics, Faculty of Life Sciences and Medicine, King's College London, 3Institute of Pharmaceutical Science, King's College London

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Este protocolo presenta la ruptura de Rayleigh como un proceso leve para aerosolizar vectores de ARNm no virales. La deposición regional de vectores de ARNm aerosolizados se evalúa mediante el modelo de Entrada Nasal Idealizada de Alberta (AINI). La expresión de proteínas de fluorescencia verde (GFP) en células pulmonares humanas representa el mantenimiento de las funciones fisicoquímicas y biológicas de los vectores de ARNm postaerosolizados.

Resumen

La administración intranasal de terapias con ARNm es una estrategia prometedora para la vacunación y el tratamiento de enfermedades respiratorias, ofreciendo activación inmune directa en el lugar de entrada del patógeno. Sin embargo, los métodos convencionales de aerosolización (por ejemplo, nebulizadores ultrasónicos o de alta presión) deterioran los vectores de ARNm no virales mediante fuerzas de corte excesivas, lo que provoca que los ARNm pierdan su integridad estructural y actividades biológicas. Se utilizó un atomizador nasal de ruptura de Rayleigh para aerosolizar suavemente vectores de ARNm de polietilenemina (PEI) en gotas uniformes. El ARNm codificante de Proteína Fluorescente Verde (GFP) se formuló en poliplexos catiónicos y se caracterizó antes y después de la aerosolización. El proceso de ruptura de Rayleigh forma un microchorro continuo de gotas con un corte mínimo de corte, preservando así las propiedades fisicoquímicas de las nanopartículas. Se observó un tamaño de partícula consistente, un bajo índice de polidispersión y un potencial zeta estable antes y después de la aerosolización, lo que confirma que las propiedades fisicoquímicas de los poliplexos de ARNm se conservaron bien mediante la descomposición de Rayleigh para aerosolización. Utilizando un modelo de Entrada Nasal Idealizada de Alberta (AINI) de la vía aérea nasal, se administraron los aerosoles PEI-ARNm. Los ARNm aerosolizados se depositaron principalmente en las regiones de cornetes. Se encontraron fracciones insignificantes en la nasofaringe o en secciones equivalentes a los pulmones. Además, los poliplexos de ARNm postaerosolizados se administraron con éxito a células epiteliales pulmonares humanas A549 y produjeron una expresión detectable de GFP. Este protocolo demuestra un método no destructivo de administración intranasal de ARNm utilizando aerosolización de ruptura de Rayleigh. Mantiene eficazmente las propiedades fisicoquímicas y las funciones biológicas de los vectores de ARNm no virales, atomizando la fase acuosa en gotas de tamaños adecuados para la deposición nasal dirigida. Este protocolo revela un enfoque novedoso para aerosolizar eficazmente los ARNm y evaluar su deposición regional en la cavidad nasal.

Introducción

La administración de vacunas en la mucosa nasal (el portal de entrada de muchos patógenos respiratorios) puede provocar una fuerte inmunidad local y bloquear las infecciones en su origen. El éxito de las vacunas intranasales contra la gripe y la reciente aprobación de las vacunas intranasales contra la COVID-19 subrayan la eficacia de la vía nasal para inducir respuestas inmunitarias tanto mucosas comosistémicas. Por ello, la administración intranasal de vacunas de ARNm está atrayendo gran interés como estrategia para prevenir infecciones virales respiratorias. Sin embargo, un gran desafío técnico es convertir los frágiles poliplexos de ARNm en aerosol inhalable sin comprometer su estabilidad.

La aerosolización de fragmentación de Rayleigh ofrece una alternativa suave al operar bajo un principio físico diferente. En un dispositivo de ruptura Rayleigh, un chorro líquido presurizado es forzado a través de un orificio a escala micro para formar un microchorro continuo. El chorro se divide naturalmente en gotas de tamaño uniforme debido a la inestabilidadPlateau-Rayleigh 2. La tensión superficial hace que la columna de líquido se fragmente a una longitud de onda característica aproximadamente el doble del diámetro de la tobera. A diferencia de la nebulización ultrasónica, este proceso introduce prácticamente ninguna cizalladura turbulenta; Las gotas se forman de forma natural a partir de la autoinestabilidad del chorro, no de fuerzas externas de fragmentación. Como resultado, las formulaciones de nanopartículas experimentan un esfuerzo mínimo. Se ha demostrado que el uso de la ruptura de Rayleigh puede aerosolizar ARNm de nanopartículas lipídicas (LNP) sin cambios significativos en su tamaño, carga superficial o eficiencia de encapsulación antes de lapulverización 3,4,5. En este método, el ARNm PEI permanece intacto y funcional tras la aerosolización, en contraste con el deterioro observado con técnicas de nebulización más agresivas.

Otra ventaja de la descomposición de Rayleigh es el control sobre el tamaño de las gotas. Las gotas generadas son relativamente grandes (del orden de 20-30 μm). Este tamaño de gota es ideal para la administración nasal: partículas de >10 μm de diámetro aerodinámico tienden a depositarse en la nariz y las vías respiratorias superiores en lugar de derivar hacia lospulmones 3. Al producir gotas mayormente por encima de este umbral, el atomizador de Rayleigh se dirige naturalmente a la deposición en la cavidad nasal. La segmentación se mejora aún más utilizando el modelo de Entrada Nasal Idealizada de Alberta (AINI) para optimizar las técnicas de administración. El AINI es una réplica de las vías respiratorias nasales impresa en 3D que predice con precisión los patrones de deposición de pulverización in vivo 6. Usando este modelo, se ha comprobado que rociar en ángulo de 45° en la fosa nasale aumenta considerablemente la deposición a loscornetes 7. El ángulo administrativo afecta significativamente al patrónde deposición 7. La deposición en zonas no objetivo como la nasofaringe o los pulmones es indeseable, ya que puede causar irritación de garganta, mal gusto o efectos secundariossistémicos. En este protocolo, estas condiciones se replicaron (un ángulo de pulverización de 45° y flujo de aire inhalado controlado) para maximizar la deposición de cornetes del aerosolde ARNm 3. Datos previos muestran que más de la mitad de la masa de ARNm entregada puede concentrarse en la región del cornete en condiciones óptimas, mientras que el <10% alcanza la nasofaringe o másallá del 3. Se espera que esta administración dirigida mejore la eficacia de la vacuna concentrando la dosis en los sitios inductivos de inmunidad (que están bien vascularizados y ricos en células inmunitarias) y al mismo tiempo minimiza la deposición fuera del objetivo que podría provocar desperdicios o efectos adversos.

En este artículo de métodos, se describe en detalle el procedimiento experimental para aerosolizar ARNm mediante la ruptura de Rayleigh, evaluando deposiciones regionales en el modelo AINI y evaluando la actividad biológica del ARNm depositado in vitro. Se utiliza un ARNm reportero que codifica GFP para visualizar los resultados de la transfección en células humanas. Se eligen HEK293T células para probar la funcionalidad de los complejos aerosolizados. Para potenciar la absorción celular del ARNm aerosolizado in vitro, este se ramifica con PEI para formar políplexos de ARNm PEI antes de añadirlos a las células. PEI es un agente transfector de polímeros catiónicos que puede mejorar la eficiencia de entrega de ARNm, y aquí se utilizó una relación molar N:P (nitrógeno: fosfato) de 24:1 basada en optimizaciones previas para la entrega de genes. La PEI se utiliza únicamente para la fase de validación de cultivos celulares en este estudio y no forma parte de la entrega de aerosoles a una nariz real (in vivo se confiaría únicamente en el ARNm LNP, pero en cultivo celular esto ayuda a maximizar la expresión génica para la detección).

Este protocolo destaca un nuevo enfoque para la administración intranasal de la vacuna de ARNm que aborda el problema de estabilidad de la aerosolización del ARNm. La ruptura de Rayleigh solo se ha aplicado recientemente a la entrega de ácidos nucleicos enalgunos estudios 3,4,5,9, y este trabajo proporciona una guía metodológica detallada para implementar esta técnica. Siguiendo este procedimiento paso a paso, los investigadores pueden reproducir la aerosolización suave de nanoportadores de ARNm y evaluar sus características de deposición y transfección. La sección de Protocolo a continuación está organizada en partes secuenciales: (1) formulación de ARNm PEI; (2) Caracterización de nanopartículas (tamaño y potencial zeta) antes y después de la aerosolización; (3) Operación del atomizador de ruptura de Rayleigh y procedimiento de deposición nasal AINI. Se señalan consideraciones clave para el éxito, como mantener condiciones libres de RNasa y una correcta alineación del dispositivo. Los resultados y la discusión incluyen resultados representativos, ventajas del método frente a los enfoques convencionales, posibles aplicaciones (por ejemplo, vacunas nasales para la gripe oCOVID-19 10,11,12), así como limitaciones y consejos para la solución de problemas. Esta metodología integral tiene como objetivo permitir experimentos reproducibles de administración intranasal de ARNm y acelerar el desarrollo de vacunas de ARN mucoso sin aguja.

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Protocolo

NOTA: Cultivar líneas celulares HEK293T y A549 en un medio completo que consiste en el Medio Eagle Modificado (DMEM) de Dulbecco, suplementado con un 10% de suero bovino fetal (FBS) y un 2% de penicilina-estreptomicina antes de la transfección de ARNm PEI. Pasar ambas líneas celulares aproximadamente cada 48 horas al alcanzar la confluencia. Células semilla con una densidad de 40.000 células por cm² y cultivadas durante ~48 horas. Retirar el medio de cultivo y lavar las células con solución fisiológica tamponada con fosfato (PBS) inmediatamente antes de la transfección para eliminar el suero residual y estandarizar las condiciones de transfección. Autoclave de todos los frascos de cultivo celular, placas de 24 pozos, PBS, pipetas y puntas de pipeta antes de su uso.

1. Formulación PEI-ARNm

  1. Formación de complejos PEI-ARNm (para transfección in vitro )
    NOTA: Este paso solo es necesario si el PEI se utiliza para potenciar la transfección en cultivo celular.
    1. Calcula la cantidad requerida de PEI para la proporción molar N:P deseada.
      NOTA: Se utiliza N:P = 24 (es decir, 24 moles de aminas cargadas positivamente por mol de fosfatos cargados negativamente en ARNm); y una cantidad de 10 μg ARNm requeriría ~31 μg PEI para formar ARNm PEI en esta relación N/P.
    2. Prepara una solución de PEI diluida (por ejemplo, 1 mg/mL de fondo en agua) y autoclave.
    3. Diluir el ARNm a una concentración adecuada (por ejemplo, 0,2 μg/μL).
    4. Añade la solución PEI a la solución de ARNm mientras mezclas suavemente (no hacer vórtice).
      NOTA: La mezcla puede estar en un tubo pequeño; Pipetea arriba y abajo con cuidado o haz un movimiento en el tubo para mezclar.
    5. Incubar a temperatura ambiente durante ~20 minutos para permitir la unión electrostática del PEI al ARNm.
      NOTA: Si no se utiliza PEI, el ARNm desnudo puede aerosolizarse directamente. El PEI adicional mejoró considerablemente la expresión génica en las células A549, pero es opcional y puede que no se utilice para la entrega in vivo real debido a consideraciones de toxicidad.

2. Caracterización de nanopartículas (tamaño y potencial zeta)

NOTA: Configura los parámetros de medición en el software y guarda como método antes de usar el analizador para medir el tamaño o potencial zeta. La configuración del método es necesaria para ejecutar el instrumento, y los parámetros dependen del entorno de medición, la cubetas utilizada y las propiedades de la muestra.

  1. Dispersión dinámica de la luz (DLS) antes de la aerosolización
    1. Utilizando un analizador de tamaño de partícula, carga una muestra diluida de la formulación en una cubetas desechable (por ejemplo, 500 μL a 0,2 μg/μL).
    2. Enciende el analizador y abre el software13 en el ordenador conectado.
    3. Haz clic en el botón Medir en la parte superior de la ventana.
    4. Haz clic en el icono azul de archivo en la parte superior de la ventana para seleccionar el método de tamaño preestablecido.
    5. Renombra el protocolo para que coincida con el nombre de la muestra.
    6. Pulsa el botón de la tapa del analizador para abrir la recámara.
    7. Inserta la cubetas en la cámara.
    8. Haz clic en el botón verde Ejecutar en la parte superior de la ventana del software. Espera a que la medición complete13.
    9. Haz clic en el botón Analizar en la parte superior de la ventana del software y luego haz clic en el botón Tamaño en la página13 de resultados.
    10. Obtén el diámetro hidrodinámico medio (promedio Z) y el índice de polidispersión (PDI) a partir de la Tabla de Estadísticas.
    11. Pulsa el botón de la tapa del analizador para abrir la recámara, sacar la cubetas y cerrar la tapa.
    12. Desecha la cubeta, enjuaga el atomizador con agua libre de RNAasa y con etanol al 70% v/v para desinfectar y facilitar el secado entre mediciones de tamaño.
      NOTA: Para el atomizador Rayleigh, asegúrese de que no queden depósitos de sal ni residuos en la tobera, ya que pueden alterar el rendimiento de la pulverización.
  2. Pre-aerosolización del potencial zeta
    1. Utiliza el mismo instrumento (o un analizador de potencial Zeta), carga una muestra diluida de la formulación en una celda capilar plegada (por ejemplo, 700 μL a 0,2 μg/μL).
    2. Enciende el analizador y abre el software13 en el ordenador conectado.
    3. Haz clic en el botón Medir en la parte superior de la ventana.
    4. Haz clic en el icono azul de archivo en la parte superior de la ventana para seleccionar el método zeta preestablecido.
    5. Renombra el protocolo para que coincida con el nombre de la muestra.
    6. Pulsa el botón de la tapa del analizador para abrir la recámara.
    7. Inserta la cubetas en la cámara.
    8. Haz clic en el botón verde Ejecutar en la parte superior de la ventana del software. Espera a que la máquina funcioneen 13.
    9. Haz clic en el botón Analizar en la parte superior de la ventana del software y luego haz clic en el botón Zeta en la página13 de resultados.
    10. Obtén el potencial zeta (carga superficial) mirando la Tabla de Estadísticas.
    11. Pulsa el botón de la tapa del analizador para abrir la cámara, sacar la muestra y cerrar la tapa.
    12. Enjuaga la cubetas y el atomizador con agua libre de RNAasa y con etanol al 70% v/v para desinfectar y facilitar el secado entre mediciones del potencial Zeta.
      NOTA: Para el atomizador Rayleigh, asegúrese de que no queden depósitos de sal ni residuos en la tobera, ya que pueden alterar el rendimiento de la pulverización.

3. Aerosolización de la ruptura de Rayleigh y deposición nasal

  1. Atomizador y configuración AINI
    1. Montar el dispositivo atomizador nasal de ruptura Rayleigh y el modelo de Entrada Nasal Idealizada de Alberta (AINI).
      NOTA: El modelo AINI consiste en secciones huecas anatómicamente representativas correspondientes a diferentes regiones de la cavidad nasal humana (por ejemplo, vestíbulo nasal, región de cornetes, región olfativa, nasofaringe).
    2. Asegúrate de que todos los componentes de AINI estén limpios y secos antes de usarlos (los residuos pueden alterar los resultados de la deposición). Limpia lavándolo con agua desionizada9 y luego con etanol o un disolvente orgánico.
    3. Conecta el AINI a un Impactor de Nueva Generación (NGI) que está conectado a una bomba de vacío en su salida para aspirar el flujo de aire a través de las fosas nasales.
    4. Ajusta el caudal a 7,5 L/min, un flujo que representa una inhalación nasal lenta y profunda en unadulto 6. Utiliza un caudalímetro calibrado (o un rotómetro) conectado al puerto de inducción del NGI. Ajusta la bomba hasta que el caudalímetro marque 7,5 L/min.
      NOTA: Utilice un caudalímetro para medir el caudal de aire al caudal requerido para la prueba.
    5. Mantén este flujo de aire durante toda la duración del spray. Usa Parafilm para sellar el dispositivo correctamente al AINI.
  2. Posicionamiento del atomizador
    1. Inserta la boquilla del atomizador de ruptura Rayleigh en la entrada de la fosa nasal AINI (sección vestíbulo) en un ángulo de 45°.
    2. Asegura el atomizador para que no se desplace durante la operación (todas las conexiones, secciones del modelo, tubería a bomba) sean herméticas.
  3. Cargando la muestra
    1. Mezcla suavemente la suspensión preparada de PEI-ARNm para asegurar la homogeneidad (evitar crear burbujas).
    2. Extrae la muestra en el depósito del atomizador.
      NOTA: Dependiendo del diseño del dispositivo, esto puede implicar rellenar una jeringuilla o punta de pipeta que se conecta al atomizador.
    3. Carga la muestra en el dispositivo.
      NOTA: Por ejemplo, retirar una tapa o cámara central del atomizador, pipetear la muestra y luego volver a montar el dispositivo de forma segura. Asegúrate de que no haya fugas y que el dispositivo esté correctamente cebado si es necesario.
  4. Generación del aerosol
    1. Activa el flujo de aire (7,5 L/min a través del AINI) de la bomba de aire antes o al mismo tiempo que inicias el spray, según las instrucciones del dispositivo.
    2. Activa el atomizador de ruptura Rayleigh para comenzar la aerosolización.
      NOTA: Para un atomizador manual accionado por jeringuilla, presiona de forma constante el émbolo de la jeringuilla para forzar el líquido a través del orificio. Rocía todo el volumen de la muestra de una vez seguida si es posible. El émbolo debe presionarse suavemente para generar una presión de funcionamiento estable, ya que la formulación se aerosoliza solo después de ser presurizada a una presión elevada y expuesta a una velocidad de corte de pared dentro delmicroorificio 14. Los movimientos rápidos del émbolo alteran la presión y, por tanto, modifican tanto la velocidad de corte como el tiempo de exposiciónal corte 14.
    3. Asegúrate de que el caudal se mantenga en 7,5 L/min durante todo el tiempo. Las gotas de aerosol deben viajar a través del modelo del conducto nasal y depositarse en diferentes regiones según su tamaño aerodinámico.
    4. Apaga la bomba de aire rápidamente para evitar que las gotas ya depositadas se absorban más abajo o se sequen de forma desigual.
  5. Recogida de muestras de AINI
    1. Desensambla cuidadosamente el modelo AINI en sus segmentos anatómicos individuales para recoger nanopartículas depositadas de cada región.
      NOTA: Antes de desmontar, anota o marca la orientación para llevar el control de las secciones.
    2. Recoger depósitos de seis compartimentos: (i) el dispositivo atomizador, (ii) la sección del vestíbulo nasal, (iii) la sección de cornetes, (iv) la región olfativa, (v) la sección nasofaringe y (vi) cualquier captura aguas abajo (por ejemplo, etapas de un NGI acoplado o un filtro final que represente la fracción que penetra los pulmones)
    3. Para cada compartimento, utiliza un volumen medido de medio de cultivo celular para lavar el material depositado.
      NOTA: Por ejemplo, para recoger la deposición de cornetes, desacople la sección del cornete y enjuage bien sus superficies internas con 5 mL del Medio Águila Modificado (DMEM) de Dulbecco, utilizando una pipeta desechable. Lava suavemente todas las superficies y luego vierte el enjuague en un tubo centrífugo de 15 mL etiquetado (usa un embudo para facilitar la transferencia). Durante el enjuague, el segmento se mantenía horizontalmente o ligeramente inclinado para asegurar un contacto interno completo de la superficie y evitar la fuga de líquido. Repite de forma similar para el vestíbulo, olfato, nasofaringe y cualquier otra zona, usando 5 mL de DMEM fresco para cada una y recogiendo en tubos etiquetados separados.
    4. Recuperar cualquier muestra residual del dispositivo atomizador.
      NOTA: Para un tipo jeringuilla, enjuaga la jeringuilla y la boquilla en un tubo.
    5. Recuperar el líquido de las etapas de impacto en cascada (NGI) si el AINI estaba conectado a un NGI para atrapar partículas finas (por ejemplo, enjuagando las etapas con DMEM).
    6. Tapa el tubo con el líquido recogido.
      NOTA: Evita perder gotas en superficies de banco o por evaporación.
  6. Manejo posterior a la colección
    1. Inmediatamente después de la recogida, las muestras de ARNm PEI se colocaban por separado sobre las células para su transfección.
      NOTA: Se pueden dejar las muestras de ARNm de PEI en la nevera durante ~1-2 horas (hasta 6 horas como máximo) antes de usarlas para la transfección. Se extrae un determinado volumen (máximo 1 mL) de cada muestra recogida de ARNm PEI para caracterizar los vectores postaerosolizados (es decir, mediciones DLS y zeta).
  7. Limpieza del aparato
    1. Limpia a fondo el atomizador y el modelo AINI tras cada prueba para evitar la contaminación cruzada de experimentos posteriores.
    2. Enjuaga todas las secciones AINI y las partes del atomizador con agua desionizada para eliminar el medio y nanopartículas, luego con etanol al 70% para desinfectar y facilitar el secado.
      NOTA: Si el dispositivo o modelo tiene pequeños orificios, injúralos con una jeringuilla.
    3. Seca todas las piezas para que se aire completamente (o colócalas en un armario de secado a baja temperatura) antes de volver a montar. Para el atomizador Rayleigh, asegúrate de que no queden depósitos de sal ni residuos en la boquilla, ya que estos pueden alterar el rendimiento de la pulverización.

4. Imagen celular

NOTA: Después de la transfección, retira el medio de transfección y reemplácelo por un medio completo y fresco para terminar la exposición. Cultivar células durante 48 horas para permitir la expresión del reportero y la recuperación celular. A ~80% de confluencia, fijar las células con un 4% de formaldehído durante 8 minutos, luego teñir los núcleos con 4',6-diamidino-2-fenilindol (DAPI; 300 nM) durante 5 minutos, seguido de un lavado de PBS dos veces antes de la imagen.

  1. Imagen por fluorescencia
    1. Usa un microscopio de fluorescencia con filtros para DAPI y GFP.
    2. Comienza con el canal azul (longitud de onda de excitación = 385 nm, longitud de onda de emisión = 477,5 nm) para visualizar los núcleos teñidos con DAPI.
    3. Cambia al canal Green (longitud de onda de excitación = 488 nm, longitud de onda de emisión = 525 nm) para visualizar las celdas positivas para GFP.

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Resultados

Como manuscrito centrado en métodos, los resultados detallados no son el objetivo principal; Sin embargo, se presentan hallazgos representativos para ilustrar los resultados esperados de cada parte del protocolo. Las figuras mencionadas a continuación muestran datos de ejemplo (por ejemplo, gráficos o imágenes) que respaldan la validez del método, pero no se incluyen nuevos análisis cuantitativos más allá de la demostración.

Tamaño de la gota y patrón ...

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Discusión

En este protocolo, antes de aerosolizar la formulación, el ARNm se ramifica con PEI para potenciar la absorción celular. Esto actúa como sustituto para la administración de LNP-ARNm durante la validación in vitro 10,15. PEI-ARNm conserva la mayoría de las funciones de las formulaciones LNP, incluyendo características biológicas y funcionales importantes10. Los grupos amina cargados positivamente e...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Los autores reconocieron el apoyo financiero de la Beca de Investigación de Pregrado King's (KURF) y el Fondo de Oportunidad para Estudiantes proporcionado por King's College London.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Tubos centrífugos de 50 mLSigma-Aldrich Company LimitedCLS430829-500EA
50– 1000 y mu; Puntas de la pipeta en LSigma-Aldrich Company LimitedZ740031-1000EA
Línea celular A549Colección de Cultura de Tipo AmericanoATCC CRM-CCL-185
Medidor de caudal de aireN/AN/ASe puede usar un caudalímetro de aire genérico.
Modelo de Entrada Nasal Idealizada de Alberta (AINI)TSI Incorporated (a través de Copley Scientific, Reino Unido)0001-01-8540
Cinta indicadora de autoclaveSigma-Aldrich Company LimitedZ744090
DAPISigma-Aldrich Company LimitedD1306
DMEM (Eagle Medium modificado de Dulbecco)Gibco, Thermo Fisher Scientific11966025
Alcohol etílico, puroSigma-Aldrich Company Limited32221-MComprado a través de Merck
Suero fetal bovino (FBS)Gibco, Thermo Fisher ScientificA5256701
FormaldehídoSigma-Aldrich Company LimitedF8775
HEK293T Línea CelularColección de Cultura de Tipo AmericanoATCC CRL-3216
Armario de Bioseguridad Heraeus HERAsafe HS 12HeraeusN/A
Impactor de nueva generaciónMSP, una división de TSI0170-01-1000Este producto también aparece en el catálogo Copley, con el número de parte 5201.
Cámara Nikon DS-Qi2 Monocroma MicroscopioNikonN/A
Multiplatos tratados con cultura celular NuncThermo Fisher Scientific142475
Frascos tratados con cultivo celular Nunc EasYFlaskThermo Fisher Scientific156340
ParafilmSigma-Aldrich Company LimitedP7793-1EA
Penicilina-estreptomicina (10.000 U/mL)Gibco, Thermo Fisher Scientific15140148
Tabletas de solución salina tamponada con fosfato (PBS)Thermo Fisher Scientific18912014
Cloruro de polietileniminaSigma-Aldrich Company Limited764965-1GComprado a través de SLS
Atomizador nasal Rayleigh JetResyca BV EnschedeAdaptador de spray nasal blando
Agua libre de ARNAsaThermo Fisher ScientificJ60610. EQC
Cuveta de tallasMalvern PanalyticalZEN0040
La célula capilar plegadaMalvern PanalyticalDTS1070
Zetasizer ProMalvern PanalyticalZetasizer Pro
Software Zetasizer Ultra-Pro ZS XplorerMalvern PanalyticalN/A

Referencias

  1. Akula, V. R., et al. Effect of heterologous intranasal incovacc(r) vaccination as a booster to two-dose intramuscular COVID-19 vaccination series: a randomized phase 3 clinical trial. Commun Med (Lond). 5 (1), 133(2025).
  2. Van Hoeve, W., et al. Breakup of diminutive Rayleigh jets. Phys Fluids. 22 (12), (2010).
  3. Li, H. Y., et al. Targeted nasal delivery of LNP-mRNAs aerosolised by Rayleigh breakup technology. Int J Pharm. 672, 125335(2025).
  4. He, P., et al. Rayleigh-based soft mist inhalers preserve mRNA-LNP integrity for pulmonary delivery. J Drug Deliv Sci Technol. 115, 107651(2026).
  5. Biesel, A., et al. Soft mist inhaler nebulization by Rayleigh-breakup largely preserves functional integrity of liposomal mRNA in respirable aerosols. Eur J Pharm Sci. 214, 107300(2025).
  6. Chen, J. Z., Finlay, W. H., Martin, A. In vitro regional deposition of nasal sprays in an idealized nasal inlet: comparison with in vivo gamma scintigraphy. Pharm Res. 39 (11), 3021-3028 (2022).
  7. Chen, J. Z., Kiaee, M., Martin, A. R., Finlay, W. H. In vitro assessment of an idealized nose for nasal spray testing: comparison with regional deposition in realistic nasal replicas. Int J Pharm. 582, 119341(2020).
  8. Hopke, P. K., Wang, Z. Fine Particles in Medicine and Pharmacy. Fine Particles in Medicine and Pharmacy. , Springer. US, Boston, MA. (2012).
  9. Wang, H., et al. Evaluation of Rayleigh jet atomizer for intranasal delivery of lipid nanoparticle-siRNA formulations: stability, deposition, and device performance. Int J Pharm. 683, 126084(2025).
  10. Moreno Herrero, J., et al. Compact polyethylenimine-complexed mRNA vaccines. Nat Nanotechnol. 20 (9), 1323-1331 (2025).
  11. Geall, A. J., et al. Non-viral delivery of self-amplifying RNA vaccines. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (36), 14604-14609 (2012).
  12. Xi, J., Lei, L. R., Zouzas, W., Si, X. A. Nasally inhaled therapeutics and vaccination for COVID-19: developments and challenges. MedComm. 2 (4), 569-586 (2021).
  13. Zetasizer Advance Series User Guide. , MAN0592-15-EN edn, Malvern Panalytical. (2023).
  14. Method of aerosolizing nanoparticle formulations. China patent. , CN116723892A (2023).
  15. Casper, J., et al. Polyethylenimine (PEI) in gene therapy: current status and clinical applications. J Control Release. 362, 667-691 (2023).
  16. Jin, Y., et al. A novel experimental approach to measure nebulized droplet deposition pattern and deposition fraction in an idealized mouth-to-throat model. Phys Fluids. 35 (8), (2023).
  17. Darquenne, C. Aerosol deposition in health and disease. J Aerosol Med Pulm Drug Deliv. 25 (3), 140-147 (2012).
  18. Liu, J., et al. Turbinate-homing IgA-secreting cells originate in the nasal lymphoid tissues. Nature. 632 (8025), 637-646 (2024).
  19. Debus, H., Baumhof, P., Probst, J., Kissel, T. Delivery of messenger RNA using poly(ethylene imine)-poly(ethylene glycol)-copolymer blends for polyplex formation: biophysical characterization and in vitro transfection properties. J Control Release. 148 (3), 334-343 (2010).
  20. Brandtzaeg, P. Potential of nasopharynx-associated lymphoid tissue for vaccine responses in the airways. Am J Respir Crit Care Med. 183 (12), 1595-1604 (2011).
  21. Foley, R. A., et al. Lipid nanoparticles for the delivery of CRISPR/Cas9 machinery to enable site-specific integration of CFTR and mutation-agnostic disease rescue. bioRxiv. , (2025).
  22. Hou, X., Zaks, T., Langer, R., Dong, Y. Lipid nanoparticles for mRNA delivery. Nat Rev Mater. 6 (12), 1078-1094 (2021).
  23. D'Angelo, I., et al. Hybrid lipid/polymer nanoparticles for pulmonary delivery of siRNA: development and fate upon in vitro deposition on the human epithelial airway barrier. J Aerosol Med Pulm Drug Deliv. 31 (3), 170-181 (2018).
  24. Movia, D., Bazou, D., Volkov, Y., Prina-Mello, A. Multilayered cultures of NSCLC cells grown at the air-liquid interface allow the efficacy testing of inhaled anti-cancer drugs. Sci Rep. 8 (1), 12920(2018).
  25. Waltl, E., Eckl-Dorna, J., Selb, R., Valenta, R., Niederberger, V. Characterisation and culture of primary human nasal epithelial cells and the influence of interferon-gamma. Clin Transl Allergy. 4 (2), P21(2014).

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