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Artículo de método

Desarrollo y aplicación de modelos animales de lesiones cutáneas inducidas por radiación basados en rayos β de estroncio-90

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DOI:

10.3791/70010

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27 de enero de 2026

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1Laboratory of Radiation Medicine, West China School of Basic Medical Sciences & Forensic Medicine, Sichuan University, 2Precision Radiation in Oncology Key Laboratory of Sichuan Province, Radiotherapy Center, Sichuan Clinical Research Center for Cancer, Sichuan Cancer Hospital & Institute, Affiliated Cancer Hospital of University of Electronic Science and Technology of China, 3The Second Affiliated Hospital of Chengdu Medical College, China National Nuclear Corporation 416 Hospital, 4School of Medicine, Southwest University of Science and Technology, 5Transformation Foundation of Tianfu Jincheng Laboratory

En este artículo

Resumen

Aquí presentamos un protocolo para establecer modelos animales reproducibles de lesión cutánea inducida por radiación utilizando la radiación β-radiación de estroncio-90 (90Sr). Este protocolo permite investigar los efectos de la dosis y las respuestas inflamatorias en daños superficiales por radiación, proporcionando una base para futuros estudios mecanicistas.

Resumen

La lesión cutánea inducida por radiación es una complicación grave que se encuentra frecuentemente en emergencias de accidentes nucleares o en profesiones relacionadas con la radiación, lo que hace necesaria la creación de modelos estandarizados de lesiones centrados en la especificidad para la investigación mecanicista. Los rayos X gamma convencionales o de alta energía, con gran capacidad de penetración, inducen daño cutáneo pero inevitablemente desencadenan reacciones complejas de tejido profundo, interfiriendo con la investigación de los efectos superficiales de la piel. Dado el riesgo de daño superficial notable en los tejidos por radiación β en escenarios como la caída nuclear, desarrollamos un modelo animal basado en fuentes de estroncio-90 (90Sr) de β rayos para la lesión cutánea inducida por radiación para abordar este desafío. Este modelo aprovecha la propiedad física de los rayos β, que depositan energía predominantemente en tejidos superficiales, permitiendo simular con precisión efectos biológicos localizados causados por el contacto del material radiativo con la piel, evitando al mismo tiempo las posibles respuestas sistémicas desencadenadas por radiación de penetración profunda. Este estudio describe sistemáticamente todo el flujo de trabajo, incluyendo la parametrización de fuentes de radiación de 90Sr, protocolos de irradiación animal y métodos de recogida y evaluación de muestras patológicas. Este modelo proporciona una herramienta animal fiable para esclarecer los mecanismos fisiopatológicos de las lesiones cutáneas inducidas por radiación y estimular el desarrollo de investigaciones mecanicistas o estrategias terapéuticas.

Introducción

La radiación ionizante se utiliza ampliamente en múltiples campos, incluyendo energía, medicina, industria y agricultura. Aunque aporta beneficios significativos, también supone amenazas directas y potenciales para la salud humana, especialmente para los trabajadores laborales y los pacientes con cáncer 1,2. Dado que la piel es el órgano más grande del cuerpo y forma su recubrimiento externo, inevitablemente se convierte en el objetivo principal al exponerse a la radiación ionizante. Compuesta por la epidermis, la dermis y tejido subcutáneo, la piel realiza funciones fisiológicas indispensables. Sin embargo, los mecanismos subyacentes a las lesiones cutáneas inducidas por radiación y las estrategias eficaces para su prevención y tratamiento siguen sin estar suficientemente esclarecidos. Por lo tanto, existe una necesidad crítica de un modelo experimental estandarizado y reproducible que se dirija específicamente a la lesión cutánea inducida por radiación en la capa superficial y que sea adecuado para estudios mecanicistas e intervencionistas. En consecuencia, para avanzar en la investigación en este campo, hemos establecido con éxito un modelo animal novedoso de lesión cutánea por radiación.

En estudios convencionales, la radiación de alta energía, como rayos X o rayos γ, se utiliza comúnmente para inducir lesiones cutáneas en modelos 3,4. Estos tipos de radiación poseen una alta capacidad de penetración, lo que les permite interactuar fácilmente con tejidos y órganos subcutáneos y profundos. En consecuencia, al inducir daño cutáneo, también desencadenan respuestas extensas en tejidos más profundos, lo que compromete la especificidad del modelo para la investigación centrada en la piel y complica significativamente la interpretación de losresultados 5. Esta falta de especificidad tisular representa una limitación importante cuando el objetivo principal de la investigación es investigar lesiones por radiación restringidas en la piel más que los efectos sistémicos de la radiación.

En contraste, hemos desarrollado un modelo de lesión cutánea más específico y refinado, aprovechando las características de la radiación β estroncio-90 (90Sr), es decir, su baja energía y su penetración tisular limitada. Las investigaciones han demostrado que el daño causado por los rayos β se limita principalmente a las capas epidérmica y dérmica de la piel, minimizando así la interferencia de la respuesta de los tejidos profundos. En comparación con los modelos de radiación de alta penetración, este enfoque permite localizar con precisión la lesión, reducir la implicación de órganos viscerales y mejorar la interpretabilidad de los cambios patológicos e inflamatorios específicos de la piel. Además, la utilización de rayos β para establecer un modelo de radiodermatitis también está justificada por consideraciones críticas sobre posibles amenazas reales. Las lecciones del accidente nuclear de Chernóbil demuestran que la exposición externa en dosis elevadas a partículas de β puede provocar quemaduras graves de β e incluso lesionesmortales 7. Además, existen posibles riesgos para la salud a largo plazo derivados de la radiación β derivada de contaminantesradiativos 8,9.

Para explorar estos mecanismos, también es crucial seleccionar un animal adecuado para someter a la irradiación de rayos β. Aunque los minipigs se han utilizado con éxito para establecer modelos de lesiones cutáneas inducidas por rayosde β 10,11, su aplicabilidad general en la investigación es más limitada en comparación con los ratones. Además, una característica clave de la piel de ratón es su alta densidad de folículos pilosos, lo que la convierte en un modelo adecuado para explorar los efectos de la radiación en los apéndices cutáneos en el estudio de las lesiones cutáneas por radiación. Por tanto, usar un modelo de ratón tiene ventajas notables. Además, los modelos murinos ofrecen ventajas prácticas, incluyendo menor coste, mayor rendimiento, manipulabilidad genética y mayor compatibilidad con análisis moleculares e inmunológicos, lo que los hace especialmente adecuados para estudios mecanicistas y cribado por intervenciones.

Las citocinas inflamatorias son moléculas o proteínas pequeñas biológicamente activas secretadas tanto por células inmunitarias como no inmunes, clasificadas ampliamente como proinflamatorias o antiinflamatorias. En el daño cutáneo inducido por radiación ionizante, estas citocinas son factores clave. De hecho, dicho daño es fundamentalmente una enfermedad inflamatoria incontrolada, orquestada principalmente por una red de citocinas yquimiocinas. La IL-6 es un mediador proinflamatorio clave y una de las citocinas críticas implicadas en las respuestas inflamatorias agudas a la radiación einfección 13,14,15. Estudios recientes han demostrado que la radiación activa la vía de señalización IL-6/STAT3 y la senescencia celular, promoviendo así la infiltración de células inmunitarias y contribuyendo a la dermatitis por radiación, inflamación cutánea y caída delcabello 16. Curiosamente, también exhibe efectos de radioprotección en contextos específicos17,18. En cambio, la IL-10 es un importante regulador antiinflamatorio. Sus funciones incluyen limitar respuestas inflamatorias excesivas, mejorar la inmunidad innata, promover los mecanismos de reparación tisular y mantener la homeostasis tisular durante la infección einflamación 19,20. La IL-10 suele actuar en conjunto con la IL-6, demostrando efectos beneficiosos en la promoción de la cicatrización dérmica, la reducción de la formación de cicatrices y la mejora de ciertas afecciones dermatológicas 21,22,23. Aunque investigaciones existentes han demostrado que IL-6 e IL-10 responden a la radiación y a la exposición ultravioleta, respectivamente16, 24 y 25, sus respuestas a la radiación β siguen siendo poco claras.

En resumen, este estudio tiene como objetivo establecer un modelo murino estable y reproducible de la lesión cutánea inducida por radiación mediante radiación β 90Sr. Este modelo es especialmente adecuado para estudios centrados en lesiones cutáneas por radiación, escenarios de exposición a β radiación, regulación inflamatoria, daño al apéndice cutáneo y remodelación a largo plazo de tejidos. Sin embargo, no está destinada a replicar la radioterapia tumoral de tejido profundo o sólido, que normalmente requiere radiación altamente penetrante como rayos X o γ rayos. Presentamos los procedimientos para el establecimiento del modelo y para validar sistemáticamente su viabilidad mediante evaluaciones multinivel, incluyendo la puntuación de lesión por radiación, el examen histológico y la expresión molecular de citocinas clave (IL-6 e IL-10). El análisis dinámico de estos parámetros ayudará a clarificar los roles regulatorios de IL-6 e IL-10 en el proceso de lesión, proporcionando así una base experimental sólida y una referencia teórica para el desarrollo de estrategias de intervención dirigidas en el futuro.

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Protocolo

Todos los procedimientos experimentales con animales fueron revisados y aprobados por el Comité de Ética en Experimentación Animal de la Escuela de Ciencias Médicas Básicas y Medicina Forense de China Occidental (Chengdu, China).

1. Preparación animal

  1. Alojamiento y agrupación de animales
    1. Asignar doce hembras de ratón C57BL/6J grado SPF (rango de peso: 18–25 g, edad: 3 meses) a cuatro jaulas ventiladas estándar y asignarlas aleatoriamente en cuatro grupos (n=3) para exposición a dosis variables de irradiación externa (un grupo de control no irradiado y 3 grupos experimentales de irradiación).
    2. Mantén a todos los animales en un ciclo de 12 horas de luz/oscuridad con acceso improvisado a comida y agua estándar para roedores.
    3. Utiliza etiquetas auriculares numeradas para identificar de forma única a cada ratón y distinguir entre grupos experimentales.
    4. Permite que los animales experimentales se aclimaten al nuevo entorno durante 3 días antes de los procedimientos posteriores.
    5. Colocar una rata Sprague Dawley (SD) (edad: 2 meses; peso: alrededor de 160 g) bajo condiciones idénticas.
  2. Anestesia
    1. Anestesiar a los ratones mediante inyección intraperitoneal de solución de tribromoetanol al 1,25%. Para garantizar una anestesia segura, calcular el volumen de inyección en función del peso corporal, administrando entre 15 y 20 mL/kg de peso corporal, de acuerdo con los estándares de referencia establecidos.
  3. Preparación del sitio de irradiación
    1. Tras la anestesia, retira el pelo del lugar dorsal de irradiación con una máquina de cortar eléctrica.
    2. Utilizando un rotulador rojo y una plantilla rígida pre-preparada de aproximadamente 3 cm de diámetro, marca una zona circular para la irradiación en la piel dorsal afeitada.
      NOTA: No se utilizan cremas depilatorias, ya que pueden causar irritación cutánea y alterar potencialmente la arquitectura histológica, confundiendo así los resultados experimentales.

2. Cálculo de la dosis para irradiación

NOTA: 90Sr emite rayos β de alta energía a través de su decaimiento a 90Y (Figura 1A). Los β-rayos tienen un bajo rendimiento de penetración, afectando típicamente solo a la epidermis. La determinación precisa del tiempo de irradiación en ratones requiere calcular la tasa de dosis absorbida (D, cGy/s).

  1. Calcular la constante de decaimiento (λ) a partir de la vida media física (T1/2) usando la fórmula:
    T1/2 ≈ 0,693/λ
    Dado que la vida media de 90Sr es aproximadamente 28,6 años, λ ≈ 0,02423 año-1.
  2. Calcular el número de radionúclidos (N) usando la siguiente fórmula:
    A = λ N
    Dónde:
    R: Radiactividad (mCi)
    N: Número de radionúclidos tras el tiempo t (años)
    Con una radiactividad inicialA 0 = 30 mCi (1 Ci = 3,7x1010 Bq) y λ ≈ 0,02423,
    N0 = A0/λ = 1238.13454
    Luego, aplica la ley general de desintegración de radiación, es decir, el número de radionúclidos disminuye exponencialmente con el tiempo:
    dN/dt = -λ N
    Integrando se produce:
    N = N 0 е-λt
    Dónde:
    N0: Número inicial de radionúclidos en t = 0
    N: Número de radionúclidos restantes tras el tiempo t
  3. Finalmente, calcular la tasa de dosis absorbida, D, en cGy/s usando la siguiente fórmula:
    Fórmula de conversión para la dosis absorbida de un aplicador 90 Sr-90Y:
    D = [(A×1770/S) ×(E90Y/E32P) ×Fm] /3600 = (A/S) ×0,6347
    Dónde
    D: Tasa de dosis absorbida (cGy/s)
    R: Millicurie (mCi)
    S: Área (cm 2)
    1770: Constante de ionización para 32P
    E90Y: Energía media = 0,93 MeV
    E32P: Energía media = 0,693 MeV
    FM: factor de conversión exposición-dosis (0,962)
    3600: Factor de conversión hora a segundo
    NOTA: Los cálculos de los 90parámetros Sr se resumen en la Tabla 1. A continuación se muestra un cálculo de ejemplo:
    El 3 de marzo de 2023:
    Diámetro exterior del aplicador = 3 cm, diámetro interior = 2,47 cm, radio = 1,235 cm, Radiactividad A = 30 mCi
    S = π ×1,2352
    D=(A/S) ×0,6347 ≈ 3,9738 cGy/s
    El 3 de noviembre de 2023 (t = 0,583 años después):
    N(t) = N0 е-λt = 1238.13454×e-0.02423×0.583 ≈ 1220.7675
    A(t) = λN(t) = 0,02423×1220,7675 ≈ 29,579 mCi
    D = (A/S) ×0,6347 ≈ 3,918 cGy/s
    Después de t = 2,25 años:
    N = N 0 е-λt ≈ 1238.13454×e-0.02423×2.25 ≈ 1172.4391
    A = λN ≈ 0,02423×1172,4391 ≈ 28,408 mCi
    D = (A/S) ×0,6347 ≈ 3,7629 cGy/s
  4. Calcular el tiempo de irradiación de cada grupo de dosis basándose en los datos obtenidos (véase la Tabla 2).

3. Irradiación

NOTA: Aunque los β rayos emitidos por 90Sr tienen una penetración limitada, afectando típicamente solo a la capa epidérmica (Figura 1D), siguen suponiendo riesgos potenciales para la salud humana. Asegúrese de que todos los procedimientos que involucren fuentes de 90Sr sigan las medidas de protección adecuadas para minimizar la exposición a la radiación de los operadores y del medio ambiente. Los operadores deben completar formación especializada en manejo de fuentes de radiación. Los procedimientos para el manejo y uso de fuentes de radiación se ajustaron estrictamente a las normas internacionales establecidas en las Recomendaciones de 2007 de la Comisión Internacional de Protección Radiológica (Publicación 103 del CIRP).

  1. Preparación previa al uso: Presenta una solicitud para uso de fuentes 90Sr. Tras la aprobación del supervisor, recoge la llave del laboratorio y el código de desactivación del sistema de alarma.
  2. Prepara todos los materiales necesarios, incluyendo ratones con zonas dorsales afeitadas y marcadas, jeringuillas de 1 mL, solución de tribromoetanol, film plástico de grado alimentario, temporizadores, cinta y placas de espuma.
  3. Pretratamiento del ratón
    1. Anestesiar ratones mediante inyección intraperitoneal de solución de tribromoetanol (véase el paso 1.2).
    2. Una vez completamente sedado, coloca el ratón con el dorso hacia arriba sobre una tabla rígida, cubre su superficie dorsal con film transparente y asegura el envoltorio con cinta adhesiva.
  4. Procedimiento de irradiación
    1. Entra en la sala de la fuente de radiación, desactiva el sistema de alarma, ponte el equipo de protección (traje protector, gorra, gafas y dosímetro personal) y luego recupera la fuente de 90Sr del escudo de plomo.
    2. Coloca una varilla metálica en el pomo superior de la fuente para levantar y mover el aplicador.
    3. Para simular lesiones cutáneas inducidas por radiación β relevantes para accidentes nucleares o exposición laboral, posicionar la superficie emisora (Figura 1B) del aplicador de 90Sr sobre la zona dorsal marcada y afeitada del ratón anestesiado (Figura 1C). Empieza el temporizador inmediatamente después de colocarlo. Justo después de la duración preestablecida, retrae el aplicador y guárdalo temporalmente en su recipiente original.
      PRECAUCIÓN: Nunca mires hacia el personal hacia el pasivo del aplicador.
    4. Devuelve la fuente de 90Sr al escudo de plomo después de usarla.
      NOTA: Para el grupo de 10 Gy×5, irradia una vez al día durante 5 días consecutivos para alcanzar una dosis total de 50 Gy.
  5. Pasos posteriores a la irradiación
    1. Completar el registro de inspección de fuentes de radiación y el registro de uso de fuentes de radiación, reactivar el sistema de alarma, cerrar la puerta, devolver la llave e informar del estado de la fuente.
    2. Recoger todos los residuos radiactivos generados durante el procedimiento y eliminarlos según las directrices institucionales.

4. Puntuaciones de lesiones por radiación

  1. Evalúa la progresión del daño cutáneo en ratones examinando el lugar de irradiación cada 2–3 días durante la fase inicial. Al observar cualquier aspecto anormal de la piel, aumenta la frecuencia de la evaluación a diaria. Una vez que la progresión de la lesión se haya estabilizado, se debe volver a medir el intervalo de evaluación cada 2–3 días.
    NOTA: Durante todo el proceso, el grupo de control irradiado se sometió a procedimientos idénticos a los grupos irradiados, incluyendo la posterior puntuación y recogida de tejido. Los tiempos de muestreo para los grupos de control están programados para coincidir con la fase de progresión de la lesión cutánea en los grupos irradiados.
  2. Fotografía periódicamente las zonas cutáneas irradiadas y evalúa el estado de la dermatitis inducida por radiación en el dorso del ratón.
  3. Puntuar las reacciones cutáneas dentro del campo irradiado utilizando una escala validada (véase la Tabla 3).
    NOTA: Al puntuar las lesiones, que tres investigadores realicen evaluaciones a ciegas de forma independiente sin conocer la dosis de irradiación. Basar la puntuación en las características predominantes de la herida según los criterios establecidos. Asignar una puntuación final por consenso, reconociendo que algunas heridas pueden no coincidir perfectamente con todos los descriptores del sistema de puntuación pero que aún reflejen la patología esencial.

5. Muestreo y tinción

  1. Obtención de tejido cutáneo: En los días 13, 19, 27 y 32 tras la irradiación, se recogen biopsias cutáneas de espesor completo en serie de ratones de cada grupo de tratamiento, dentro del campo circular de irradiación premarcado.
    1. Anestesiar a los ratones mediante inyección intraperitoneal de solución de tribromoetanol (15–20 mL/kg) como en el paso 1.2.
    2. Desinfecta la zona quirúrgica con alcohol al 75%. Luego, utiliza pinzas finas estériles para estabilizar la piel objetivo.
    3. Extrae una muestra de piel de grosor completo de aproximadamente 0,5 cm² verticalmente utilizando tijeras quirúrgicas a lo largo de la zona de transición entre tejido dañado, asegurando la inclusión de la zona central lesionada. Sujeta las tijeras perpendicularmente a la superficie de la piel y extiende el corte hasta la capa fascial subcutánea.
    4. Coloque el tejido extraído inmediatamente en paraformaldehído al 4% para fijar.
    5. Aplica una presión suave sobre la herida para la hemostasia. Para cada sesión de muestreo, sigue una estrategia de desplazarse desde una de cuatro direcciones hacia el centro del campo de irradiación.
  2. Tinción histológica e inmunofluorescencia
    NOTA: La tinción de H&E e inmunofluorescencia se realizó con la ayuda de un proveedor comercial de servicios (Servicebio Biotechnology, Wuhan, China) de acuerdo con sus protocolos optimizados estándar.
    1. Realizar tinciones de hematoxilina y eosina (H&E) en las muestras de piel recogidas en los cuatro momentos (días 13, 19, 27 y 32 tras la irradiación).
      1. Primero, incrustar las muestras de tejido fijas en parafina y crear secciones de tejido.
      2. Realiza el dewaxing e hidratación sumergiendo las secciones secuencialmente en Environmental Friendly Dewaxing Transparent Liquid I (20 min), Environmental Friendly Dewaxing Transparent Liquid II (20 min), etanol anhidro I (5 min), etanol anhidro II (5 min) y etanol al 75% (5 min), y luego enjuaga con agua del grifo.
      3. Trata todas las secciones con la solución de pretratamiento HD para tinciones constantes durante 1 minuto. Luego, teñe con la solución de hematoxilina durante 3–5 minutos, seguido de enjuagar con agua del grifo.
      4. A continuación, sumerge las secciones en una solución diferenciadora de hematoxilina y enjuaga de nuevo con agua del grifo. Luego, trátalos con una solución azulante de hematoxilina seguida de otro enjuague.
      5. Después, coloca secciones en etanol al 95% durante 1 minuto y contra-teñe con tinte de eosina durante 15 segundos.
      6. Después, deshidrata las secciones usando una serie de etanol absoluto (tres cambios, 2 minutos cada uno), butanol normal (dos cambios, 2 minutos cada uno) y xileno (dos cambios, 2 minutos cada uno), y finalmente sellalos con goma neutra.
    2. Realizar tinción por inmunofluorescencia para visualizar las citocinas inflamatorias IL-6 e IL-10.
      NOTA: Según la progresión general de la lesión, se obtuvieron tejidos seleccionados en el día 13, cuando comenzaron a aparecer lesiones visibles, y en el día 27, cuando la progresión de la lesión se estabiliza y muestra signos de recuperación, para la tinción por inmunofluorescencia y visualizar las citocinas inflamatorias IL-6 e IL-10.
      1. Deparafina y rehidrata las secciones usando xileno (tres cambios, 10 minutos cada uno) y etanol graduado (tres cambios de etanol puro, 5 minutos cada uno), y luego enjuágalos en agua destilada.
      2. Para la extracción de antígenos, calienta las láminas en una solución reparadora de antígenos de ácido cítrico 1× (pH 6,0) a 70°C durante 20 minutos. Deja que las láminas se enfríen de forma natural y luego lávalas en PBS (pH 7,4) sobre una agitadora decolorante (tres lavados, 5 minutos cada uno).
      3. Después, aplica 3% de BSA para bloquear la unión inespecífica a temperatura ambiente durante 30 minutos.
      4. Prepara y aplica una solución primaria mixta de anticuerpos que contiene anti-IL-6 (1:3000) y anti-IL-10 (1:2000), y luego incubar las secciones a 4°C durante la noche en una cámara humidificada.
      5. Al día siguiente, lava las láminas con PBS (tres veces, 5 minutos cada una) e incuba con anticuerpos secundarios apropiados a temperatura ambiente durante 50 minutos en la oscuridad.
      6. Después de lavar en PBS (tres veces, 5 minutos cada una), contrateñe los núcleos con DAPI durante 10 minutos en la oscuridad. Luego, lava de nuevo en PBS (tres veces, 5 minutos cada una), trata con el templador de autofluorescencia durante 5 minutos y enjuaga bajo agua corriente durante 10 minutos.
      7. Por último, monta los cubreabriabritas usando un medio de montaje anti-desvanecimiento.
  3. Análisis cuantitativo
    1. Utiliza el software Image J para cuantificar el grosor epidérmico a partir de secciones teñidas con H&E.
      1. Calibra la escala de la imagen en la Imagen J trazando la barra de escala con la herramienta de línea recta y ajustando la longitud conocida en Analizar > Establecer Escala.
      2. Luego, ve a Analizar > Herramientas > Gestor de ROI para seleccionar las regiones de interés y añadirlas al Gestor de ROI.
      3. Finalmente, haz clic en Medir en el Gestor de ROI para obtener las longitudes reales.
    2. Utiliza el software Image J para medir la intensidad media de inmunofluorescencia de IL-6 e IL-10.
      1. Importa la imagen y divide los canales mediante Imagen > Color > Canales Divididos. Luego selecciona el canal correspondiente a la fluorescencia objetivo (por ejemplo, rojo para IL-6, verde para IL-10).
      2. Aplica autoumbral en Imagen > Ajustar > Autoumbral > Probar todo. En la ventana de umbral, selecciona el algoritmo óptimo y ajusta manualmente el deslizador para que coincida con la fluorescencia real.
      3. Establece mediciones bajo Analizar > Establecer Mediciones comprobando el Valor Gris Medio y habilitando Límite al umbral.
      4. Finalmente, ejecuta Analizar > Medida para obtener datos de intensidad.

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Resultados

Hallazgos del examen físico
Los ratones fueron expuestos a la radiación β de una fuente de 90Sr en tres regímenes de dosificación diferentes: 0 Gy, 25 Gy, 10 Gy×5 fracciones y 50 Gy. Se realizaron evaluaciones simultáneas in situ para documentar la progresión del daño cutáneo hasta que la progresión de la lesión se estabilizó. Los resultados experimentales demostraron que 90Sr inducida por radiación β causaba daño cutáneo inducido por radiación en todos los grupos, y el grado de ...

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Discusión

Para establecer un modelo animal de lesión cutánea por radiación, utilizamos el radionúclido 90Sr de larga duración como fuente de β-radiación. El cálculo preciso de la tasa de dosis de radiación y el tiempo de irradiación constituyó un paso crítico para el desarrollo exitoso de este modelo. Se ha documentado la aplicación clínica de 90Sr en la terapia tumoral, recibiendo cierta validación parcialsu fiabilidad 27,28

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Divulgaciones

Los autores afirman que no tienen intereses financieros en competencia ni relaciones personales conocidas que pudieran haber influido en el trabajo reportado en este artículo.

Agradecimientos

Este trabajo cuenta con el apoyo de la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (U25A20151, 82473574 y 82203973), el Proyecto Clave de Innovación de la provincia de Xizang (XZ202501ZY0131) y la Fundación de Transformación del Laboratorio Tianfu Jincheng (2025ZH006).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
PAb anti-IL-6 RabbitServicebioGB11117Tinción por inmunofluorescencia
Anti-IL-10 Rabbit pAbServicebioGB11108Tinción por inmunofluorescencia
Solución de reparación de antígenos de ácido cítrico (PH6.0)ServicebioG1202Tinción por inmunofluorescencia
DeshidratadorDIAPATHDonatelloH& E e inmunofluorescencia   Tinción
Digital  cámaraCanonEOS 70DDocumenta la progresión de la lesión cutánea durante el experimento
Jeringuilla desechable esterilizadaFabricante profesional de dispositivos médicos estériles desechables.GB20163140107Para la inyección intraperitoneal
Guante de látex desechableMedicom1186Protección
Líquido transparente para decerar respetuoso con el medio ambienteServicebioG1128-1LH& E e inmunofluorescencia   Tinción
Plataforma congeladaWuhan Junjie Electronics Co., LtdJB-L5H& E  Tinción
Hematoxilina-eosina (H&; E) kit de tinte constante HDServicebioG1076H& E  Tinción
Imagen JInstitutos NacionalesProcesamiento de imágenesPermitir la cuantificación precisa de los datos de tinción histológica
Delantal de plomoShandong Oureixin Ingeniería de Protección Radiológica Co., Ltd.N/AProteger al personal de la exposición a la radiación
Bloqueador líquido PAP PenServicebioG6100Tinción por inmunofluorescencia
Película médica3M10163337409520Prevenir la contaminación de la fuente de radiación por superficies biológicas
Goma neutraSCRC10004160H& E  Tinción
Nuclear y nbsp; radiación   DetectorFNIRSI100128262296Monitorización en tiempo real de los niveles de radiación ambiental alrededor del operador para garantizar la seguridad del personal
Fijador de paraformaldehído (4%)BiosharpBL539AFijar muestras de tejido cutáneo
Segmentador de patologíaShanghai Leica Instrument Co., LtdRM2016H& E e inmunofluorescencia   Tinción
Máquina de incrustación de parafinaElectrónica Wuhan JunjieJB-P5H& E e inmunofluorescencia   Tinción
Estroncio-90Sociedad Anónima del Instituto de Radium Khlopin (Instituto de Radio S.A.S.A., Rusia)N/AProporcionar rayos β
TribromoetanolNanjing Aibei Biotechnology Co., LtdM2910Anestesiar ratones
Secadora de baño mare-tobogánEQUIPO INSTRUMENTAL ZHEJIANG JINHUA KEDIKD-PH& E e inmunofluorescencia   Tinción

Referencias

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