Este estudio se llevó a cabo de acuerdo con las Directrices para la Revisión Ética del Bienestar de Animales de Laboratorio (GB/T 35892-2018) y las Opiniones Orientadoras sobre el Trato Humano de Animales de Laboratorio. Todos los procedimientos con animales fueron aprobados por el Comité de Ética Experimental Animal de la Universidad de Medicina Tradicional China de Chengdu (Número de Aprobación). TCM-09-315).
Animales experimentales y alojamiento
Se utilizaron ratones Kunming específicos libres de patógenos (SPF) (20~25 g, macho/hembra = 1:1) y ratas SPF Sprague-Dawley (SD) (180~200 g). Los animales se alojaban bajo condiciones controladas: un ciclo de 12 horas luz/oscuridad, una temperatura de 23 ± 2 °C y una humedad del 60% ± 5%, con acceso libre a comida y agua. Para evaluar de forma exhaustiva el perfil analgésico y antiinflamatorio de XJCA, se empleó una batería de modelos ratones in vivo. La prueba de placa caliente evaluó el umbral de dolor mediado centralmente; la prueba de formol distinguió entre dolor neurogénico (Fase I) e inflamatorio (Fase II); La prueba de edema del oído inducido por xileno evaluó la actividad antiinflamatoria aguda; y la prueba de retorcimiento inducida por ácido acético modeló el dolor inflamatorio visceral. Ten en cuenta que XJCA es un gel formador de película listo para usar. No se requiere preparación adicional antes de la solicitud.
Efecto del área de aplicación sobre la eficacia analgésica y antiinflamatoria
Los ratones de Kunming con SPF se dividieron aleatoriamente en 4 grupos (machos/hembras = 1:1): grupo control normal (NC), grupo de área pequeña XJCA (1×1 cm, 1cm 2) (XJCASAAG), grupo de área media XJCA (1×2 cm, 2cm 2) (XJCAMAAG) y grupo de área grande XJCA (1,5×2 cm, 3 cm2) (XJCALAAG). XJCA se aplicó a 0,015 g/cm 2 (0,15 mL por ratón) durante 7 días consecutivos. El grupo NC recibió solución salina normal de la misma manera. A los 120 minutos de la última administración, se evaluó la eficacia de los analgésicos mediante pruebas de placa caliente y formalina.
Para la prueba de placa caliente, los ratones fueron preseleccionados colocándolos sobre una placa caliente a temperatura constante mantenida a 55 ± 0,5 °C. Se registró latencia de retirada de las patas (PWL), y solo se seleccionaron ratones con PWL basal entre 5 y 30 s (n = 40, machos/hembra = 1:1). Tras 7 días de tratamiento, se midió la PWL en intervalos de 30 minutos 3 veces y se registró el valor medio. Se aplicó un tiempo límite de 60 s para evitar daños en los tejidos.
En la prueba de formol (n = 40, hombre/hembra = 1:1), tras 7 días de tratamiento, se inyectó subcutáneamente un 1% de formalina (1 mL/kg) en la pata trasera derecha. Inmediatamente después de la inyección, los ratones se colocaban en cámaras de observación individuales. Los comportamientos relacionados con el dolor (lamer, levantar y escapar) se registraron durante la Fase I (0–10 min, dolor neurogénico) y la Fase II (15–30 min, dolor inflamatorio). La inyección exitosa se confirmó por una hinchazón visible de la pata.
Evaluación de la eficacia analgésica y antiinflamatoria dependiente del tiempo
Ciento veinte ratones de Kunming con SPF se dividieron aleatoriamente en tres grupos (n = 10 por momento, macho/hembra = 1:1): un grupo modelo de control (MC), un grupo XJCALAAG (1,5×2 cm, 3cm 2) y un grupo de control positivo con Diclofenaco Emulgel de Dietilamina (DDE). El XJCA (0,015 g/cm 2, 0,15 mL/ratón) y el DDE (0,016 g/cm 2, 0,15 mL/ratón) se aplicaron durante 7 días consecutivos, mientras que el grupo MC recibió solución fisiológica normal. A las 2, 4, 6 y 8 horas después de la última administración, se realizaron tanto la prueba de edema del oído inducido por xileno como la prueba de retorsión inducida por ácido acético.
En la prueba de edema del oído inducido por xileno, se aplicaron 30 μL de xileno a ambos lados del oído derecho (el grupo MC recibió solución fisiológica normal), y tras 60 minutos, los ratones fueron anestesiados con pentobarbital sódico (30 mg/kg, i.p.) y sacrificados; Luego se perforaban y pesaban discos auriculares (8 mm de diámetro). El grado de edema del oído se calculó como el peso del disco del oído derecho menos el peso del disco del oído izquierdo, y la tasa de inhibición del edema se determinó como [(grado de edema del grupo MC – grado de edema del grupo de tratamiento) / grado de edema del grupo MC] × 100%. Se tomó un punzón circular (8 mm de diámetro) desde la misma posición en ambas aurículas izquierda y derecha, y el tejido auditivo se pesó mediante una balanza electrónica.
En la prueba de retorsión inducida por ácido acético, se inyectó una solución de ácido acético al 0,6% (0,1 mL/10 g) intraperitonealmente, y se registraron tiempos de respuesta de la retorsión (extensión de la extremidad posterior, contracción abdominal y torsión del tronco) en un plazo de 20 minutos. Inmediatamente después de la inyección de ácido acético, los ratones fueron colocados en jaulas de observación individuales. La tasa de inhibición de la retorsión se calculó según la siguiente fórmula: [(tiempos de retorsión en el grupo MC – tiempos de retorcimiento en el grupo de tratamiento)/tiempos de retorsión en el grupo MC]×100%.
Comparación de la eficacia local frente a la sistémica de analgésicos
Para disociar analgesia localmente restringida de los efectos derivados de la absorción transdérmica y la distribución sistémica, conceptualizamos dos regímenes de administración con definiciones operativas claras. El efecto local se refiere a la acción del fármaco en un sitio localizado en tejidos inmediatamente debajo o adyacentes al sitio de aplicación, con poca contribución del fármaco circulante. El efecto sistémico, en cambio, se refiere a la analgesia mediada por un fármaco que ha entrado en la sangre y actúa en sitios centrales o periféricos alejados del lugar de aplicación. Probamos directamente la hipótesis de que aumentar el área de aplicación conduce a una mayor absorción sistémica del fármaco y, por tanto, produce efectos analgésicos mayores que los debidos únicamente a la acción local, manteniendo constante la dosis por unidad de área mientras se varía el área total tratada. Este diseño permite cuantificar cómo la escala espacial de la exposición determina la biodisponibilidad sistémica y la contribución resultante de efectos mediados sistémicamente.
Treinta ratones de Kunming con SPF (con PWL de 5~30 s en la prueba de placa caliente) se dividieron aleatoriamente en 3 grupos (n = 10 por grupo, machos/hembras = 1:1): grupo NC, grupo de medicación tópica (TMG) y grupo de medicación sistémica (SMG). XJCA se administró a una dosis fija de 0,015 g/cm 2, con un volumen de 0,15 mL, durante 7 días consecutivos.
Para el TMG, la formulación se aplicó en una zona localizada de la piel de la extremidad posterior. Para el SMG, para simular un aumento de la absorción sistémica, la formulación se aplicó a un área combinada que incluye ambas extremidades posteriores y la piel trasera, manteniendo la misma dosis por unidad de área (0,015 g/cm 2). Este diseño aseguró que la cantidad total de XJCA aplicada al grupo SMG fuera proporcionalmente mayor que la del grupo TMG, facilitando un mayor potencial de absorción transdérmica en la circulación sistémica. A los 120 minutos después de la última administración, la PWL se midió mediante la prueba de placa caliente (3 veces en intervalos de 30 minutos, valor medio registrado). Comparando TMG (efecto local predominante) y SMG (efecto local + sistémico), pudimos analizar la contribución de la distribución sistémica de fármacos a la analgesia global.
Estudio in vitro de absorción transdérmica
El estudio utilizó células de difusión de Franz con un área de difusión efectiva de 1,76625cm2. La célula de difusión de Franz es el estándar de oro para evaluar la absorción percutánea. El sistema consta de un compartimento donante (que contiene la formulación de prueba), un compartimento receptor (lleno de buffer fisiológico) y piel extirpada montada entre ellos. Las moléculas de fármacos se difunden a través de la piel hacia la solución receptora, y se recogen muestras con el tiempo para cuantificar la cinética de permeación. La piel abdominal extirpada de ratas SD anestesiadas con pentobarbital sódico (30 mg/kg, i.p.) fue cuidadosamente preparada eliminando la grasa subcutánea, enjuagada con solución salina normal y remojada en solución salina normal durante 24 horas. Es vital proteger la integridad del estrato córneo. No estires, pliegues ni toques la superficie de la epidermis. La permeabilidad de la piel se ve muy afectada por su estado de hidratación. El tiempo de hidratación da resultados reproducibles.
La piel preparada se montaba entre los compartimentos donante y receptor, con el estrato córneo orientado hacia el compartimento donante. El lado donante recibió 200 μL de XJCA (equivalente a 0,06 g de fármaco crudo), mientras que el compartimento receptor se llenó con 15 mL de solución receptora (30% etanol: 70% PBS, desgasificada por sonicación durante 15 minutos), mantenida a 32 ± 0,5 °C bajo agitación magnética continua a 350 r·min⁻1. La solución receptora debe desgasificarse mediante sonicación durante 15 minutos antes de su uso para evitar la formación de burbujas durante el experimento.
Se recogieron muestras de un mL del compartimento receptor a las 2, 4, 6, 8, 10, 12, 20 y 24 horas, reponiéndose cada vez con un volumen igual de solución receptora fresca precalentada (32 °C).
Nota: La solución de reemplazo debe estar a la misma temperatura para evitar fluctuaciones de temperatura que puedan afectar a la cinética de difusión. Las muestras recogidas fueron filtradas a través de membranas microporosas de 0,22 μm y posteriormente analizadas por UPLC-MS/MS en un plazo de 24 horas. Debido a la inestabilidad de la aconitina, las muestras deben analizarse en un plazo de 24 horas tras la recogida, o añadir estabilizadores. Si no es posible un análisis inmediato, se alicuotan las muestras y se almacenan a -80 °C, pero valida su estabilidad bajo estas condiciones antes de continuar.
Condiciones UPLC-MS/MS
El análisis cromatográfico se realizó utilizando una columna Agilent ZORBAX SB-C18 (2,1 × 100 mm, 1,8 μm) mantenida a 40 °C, con un caudal de 0,3 mL/min y un volumen de inyección de 2 μL. La fase móvil consistía en acetonitrilo (A) y 0,1 mol/L de solución de acetato de amonio que contenía 0,5 mL/L de ácido acético glacial (B), utilizando el siguiente programa de gradiente: 0–5 min (26%–45% A), 5–7 min (45%–74% A), 7–10,1 min (74%–90% A), 10,1–12 min (90% A), 12–12,1 min (90%–26% A), y 12,1–15 min (26% A).
La detección por espectrometría de masas se realizó con una fuente de ionización por electropulverización (ESI) en modo iónico positivo bajo los siguientes ajustes: temperatura de gas secado 500 °C, flujo de gas secado 5 L/min, presión del nebulizador 50 psi, temperatura del gas de vaina 500 °C, flujo de gas de vaina 11 L/min, voltaje capilar 5500 V y adquisición de datos en modo de monitorización de múltiples reacciones (MRM). Las transiciones y parámetros MRM se establecieron de la siguiente manera: aconitina (m/z 646,6→586,4, tiempo de permanencia 100 ms, DP 102,930 V, CE 49,810 V) y benzoiloconina (m/z 604,4→105,1, tiempo de permanencia 100 ms, DP 105,120 V, CE 74,270 V).
Validación de métodos y análisis de datos
La validación del método se realizó evaluando la especificidad, linealidad, precisión, estabilidad y repetibilidad. La especificidad se verificó analizando la solución receptora en blanco, la solución estándar y la solución de muestra para confirmar la ausencia de interferencias de sustancias endógenas. Para la linealidad, se construyeron curvas estándar graficando el área máxima en función de la concentración usando el método de regresión de mínimos cuadrados. La precisión se evaluó mediante ensayos tanto intradía (6 réplicas) como interdías (2 réplicas en 3 días) utilizando una solución estándar de 50 ng/mL, expresada como la desviación estándar relativa (RSD) de las áreas de pico. La estabilidad se evaluó determinando el área máxima de RSD de las soluciones muestrales en 0, 2, 4, 6, 8, 12, 16, 18 y 24 horas. La repetibilidad se confirmó midiendo el área máxima de RSD a partir de seis preparaciones de muestras paralelas. Las soluciones estándar se prepararon pesando con precisión 2,5 mg de benzoiloconina y aconitina, para luego disolverlas en una mezcla de isopropanol:diclorometano (1:1) para lograr una concentración final de 25 μg/mL. Para la solución de prueba, se transfirió una cantidad adecuada de la muestra a un tubo de centrifugadora y se sometió a centrifugación a alta velocidad a 12.000 x g durante 5 minutos, tras lo cual se recogió el sobrenadante para su análisis.
La cantidad acumulada de permeación (Qn, ng/cm 2) en cada punto temporal se calculó usando la siguiente fórmula:
Qn = [(Cn × V + ΣCi × Vi) / A]
Donde:
Qn: Cantidad acumulada de permeación en el enésimo tiempo de muestreo (ng/cm2).
Cn: Concentración del fármaco en la solución receptora en el enésimo tiempo de muestreo (ng/mL).
Ci: Concentración del fármaco en la solución receptora en el i-ésimo tiempo de muestreo (ng/mL).
V: Volumen de la solución receptora (15 mL).
Vi: Volumen de muestreo en cada punto temporal (1 mL).
R: Área efectiva de difusión de la celda de difusión de Franz (1,76625cm 2).
La curva acumulada de cantidad de permeación-tiempo (Q-t) se graficó con Qn como ordenada y tiempo (t, h) como la abscisa. La parte lineal de la curva Q-t fue sometida a regresión lineal, y la pendiente de la ecuación de regresión se tomó como el flujo transdérmico en estado estacionario (Js, ng/cm2/h).
La curva Q-t se ajustó al modelo de orden cero (Q = kt + b), al modelo de primer orden (ln(Qmax - Q) = -kt +lnQ max) y al modelo de Higuchi (Q =kt 1/2 + b), donde Qmax es la cantidad máxima acumulada de permeación, k es la constante de tasa y b es el interceso. El ajuste se evaluó usando el coeficiente de correlación (R2), con un R2 más alto indicando un mejor ajuste.
Análisis estadístico
Los datos brutos individuales de animales para todas las pruebas de comportamiento in vivo y los datos cromatográficos bruto de UPLC-MS/MS para el estudio de permeación in vitro se proporcionan como Archivos Suplementarios 1 y 2, respectivamente. Todos los datos experimentales se presentaron como media ± desviación estándar (x̄ ± SD). El análisis estadístico se realizó utilizando GraphPad Prism 9.0. Se utilizó un análisis unidireccional de la varianza (ANOVA) seguido de la prueba de comparación múltiple de Dunnett para comparar diferencias de grupo. P < 0,05 se consideró estadísticamente significativo.