Este estudio fue revisado y aprobado por el Comité de Ética Animal del Hospital de la Amistad China-Japón (Aprobación: zryhyy21-22-08-10) y se llevó a cabo siguiendo las directrices institucionales para el cuidado ético y el uso de animales de laboratorio.
Predicción y cribado de objetivos relacionados con TFRD y asociados a GA
Los componentes químicos de Rhizoma Drynariae fueron obtenidos de la Plataforma de Datos y Análisis de Sistemas de Farmacología de Medicina Tradicional China (TCMSP) utilizando "Rhizoma Drynariae" como términode búsqueda 29. El cribado para posibles componentes bioactivos se realizó en función de los criterios de biodisponibilidad oral (OB) ≥ 30% y semejanza del fármaco (DL) ≥ 0,18, 30,31,32. Del conjunto resultante de compuestos, los componentes flavonoides fueron identificados y seleccionados posteriormente según sus estructuras químicas. Estos componentes flavonoides, en adelante denominados flavonoides totales de Rhizoma Drynariae (TFRD), fueron incorporados en el análisis aguas abajo. Al recuperar los genes objetivo asociados con TFRD de la base de datos TCMSP, sus símbolos génicos estandarizados correspondientes fueron anotados usando la base de datosUniProt 33. Usando "gota" como término de búsqueda, se recuperaron objetivos relacionados con enfermedades de la base de datos GeneCards para establecer un conjunto de genes candidatos34.
Establecimiento de la red de compuestos de objetivos
Se identificó y definió la intersección entre los objetivos asociados a TFRD y los objetivos relacionados con la AG como los principales objetivos terapéuticos que mediaban los efectos anti-AG de la TFRD, y el conjunto superpuesto se visualizó mediante un diagrama de Venn. Además, se construyó y analizó una red regulatoria de "TFRD - objetivos - GA" utilizando el softwareCytoscape 35.
Red de interacción proteína-proteína
Los principales objetivos terapéuticos de TFRD contra la AG se importaron a una base de datos en línea para generar una red de interacción proteína-proteína (PPI), con la puntuación mínima requerida de interacción establecida en "alta confianza (0,700)"36. La red PPI se optimizó usando el software Cytoscape, y se seleccionaron los 30 principales objetivos centrales clasificados por centralidad de grados para generar un gráfico debarras 37,38.
Análisis de enriquecimiento de vías KEGG
El análisis de enriquecimiento de vías KEGG se realizó sobre estos objetivos principales utilizando el software R y la base de datosBioconductor 38,39. Se consideraron estadísticamente significativas las vías con un valor p < 0,05. Tras excluir las vías relacionadas con enfermedades y metabolismo, se visualizó una red de interacción vía-objetivo en Cytoscape. Entre estas vías, las 20 mejores vías clasificadas por valor P ascendente se presentaron en un gráfico de barras.
Preparación de fármacos
Para la preparación de una suspensión cristalina de urato monosódico (MSU), se pesaron 500 mg de cristales MSU usando una balanza analítica, se dispersaron en 10 mL de solución salina normal y 2 mL de Tween 80, y se calentaron mientras se removía magnéticamente. La mezcla se ajustó luego a un volumen final de 20 mL con solución salina normal para obtener una suspensión de 25 mg/mL. Tras el autoclav, la suspensión se almacenaba a 4 °C hasta su uso. La dosis clínica habitual para TFRD es de 750 mg al día en un adulto de 70 kg, correspondiente a una dosis de rata de 67,5 mg/kg de peso corporal diario. TFRD se disolvía en agua destilada hasta una concentración de 6,75 mg/mL y se almacenaba a 4 °C para su uso posterior. Según el método de normalización del área de superficie corporal, la dosis oral equivalente de colchicina (el fármaco positivo) en ratas convertidas a partir de la dosis clínica humana (0,6 mg/60 kg) es de 0,062 mg/kg. Se preparó una solución de colchicina en agua destilada a una concentración de 0,0062 mg/mL y se almacenó a 4 °C para su uso posterior.
Animales
En este estudio se utilizaron un total de 36 ratas machos Sprague–Dawley (SD) de seis semanas (220 ± 10 g) (licencia animal nº SCXK [Jing] 2025-0008). Los animales se alojaban en el Centro de Animales de Laboratorio del Hospital de la Amistad China-Japón bajo condiciones dietéticas estándar, con una temperatura de 22–24 °C y una humedad del 50–70%.
Establecimiento e intervención del modelo
Tras una semana de aclimatación, las ratas se dividieron aleatoriamente en cuatro grupos (n = 9 cada uno): control, modelo, TFRD y fármaco positivo. La aleatorización se realizó utilizando una tabla de números aleatorios. La recogida y análisis de datos se realizaron en condiciones de cegamiento. Todos los tratamientos se administraban una vez al día mediante gavage oral. Todas las intervenciones se administraron una vez al día por gavage oral a las 08:00 durante siete días consecutivos. Los grupos de control y modelo en blanco recibieron solución fisiológica normal (10 mL/kg), mientras que a los grupos de TFRD y positivo se les administraron sus respectivas suspensiones en un volumen equivalente (10 mL/kg). En el cuarto día de las intervenciones, el grupo control en blanco recibió una inyección intraarticular de solución fisiológica normal estéril, mientras que las ratas del modelo, TFRD y los grupos positivos de fármacos fueron inyectados con una suspensión de cristal MSU para inducir artritis gotosa aguda. Antes de la inyección, las ratas fueron anestesiadas mediante un sistema de anestesia con isoflurano. Cada rata del modelo, TFRD y los grupos de fármacos positivos recibieron 200 μL de la suspensión MSU en la cavidad de la articulación del tobillo izquierdo. Tras la extracción de la aguja, se aplicó una presión suave en el lugar de la inyección con un hisopo de algodón estéril durante varios segundos para evitar fugas.
Recogida y procesamiento de muestras
72 horas después de la inducción modelo, las ratas fueron anestesiadas y colocadas en posición supina. Tras la desinfección abdominal, se abrió la cavidad peritoneal y se retrajeron suavemente los intestinos para exponer la aorta abdominal. Se insertaba una aguja de extracción de sangre paralela al vaso para extraer sangre de la aorta abdominal, que se transfería inmediatamente a tubos heparinizados preenfriados en un baño de agua con hielo. Las muestras se centrifugaron a 3000 × g durante 10 minutos a 4 °C para obtener suero, que se alicitó y almacenó a -80 °C para un posterior perfilado metabolómico. Después, los animales fueron eutanasiados mediante asfixia con CO₂. Se afeitó el pelaje alrededor de la articulación del tobillo izquierdo y se retiró cuidadosamente la piel y los músculos circundantes para exponer la estructura articular intacta. El tejido sinovial, que aparece como una membrana blanquecina fina que recubre la cápsula articular, fue aislado suavemente de la fascia adyacente mediante pinzas finas. Las muestras de la junta recogidas se fijaron en paraformaldehído al 4% a 4 °C durante 72 horas. Luego, parte del tejido articular se descalcificó en solución de descalcificación con EDTA, y la solución se refrescó semanalmente durante 8 semanas. La descalcificación completa se confirmó mediante pruebas de punción con aguja: si se encontraba resistencia, la descalcificación se continuaba hasta que el tejido fuera completamente penetrable.
Tras la descalcificación, las articulaciones del tobillo se seccionaron sagitalmente, se colocaron en casetes de procesamiento y se sometieron a deshidratación por etanol por gradiente. Los tejidos se limpiaron en xileno, se infiltraron con parafina e incrustaron bloques de parafina. Las secciones de 6 μm de grosor se cortaban usando un microtomo automatizado, flotaban en un baño de agua a 40 °C y se montaban sobre portaobjetos adhesivos. Tras secar a 60 °C durante 30 minutos, se desparafinizaron secciones, se teñieron con hematoxilina y eosina (H&E) según los protocolos estándar, y finalmente se cubrieron con bálsamo neutro. Se obtuvieron imágenes completas de diapositivas utilizando un escáner digital de diapositivas.
Análisis metabolómico sérico
Las muestras de suero del modelo y de los grupos TFRD se descongelaron a 4 °C antes del procesamiento. Para cada muestra, se transfirieron 100 μL de suero a un tubo microcentrífuga y se combinaron con 400 μL de disolvente de extracción preenfriado (metanol: acetonitrilo, 1:1, v/v) que contenía estándares internos. La mezcla se vórtice durante 1 minuto, seguida de la sonicación en un baño de agua con hielo durante 10 minutos. Luego se incubó a -40 °C durante 1 hora para facilitar la precipitación de proteínas y posteriormente se centrifugó a 12.000 × g durante 15 minutos a 4 °C. El sobrenadante obtenido tras la centrifugación fue cuidadosamente recogido y transferido a viales de automuestreador para el análisis UHPLC–MS. Además, se agruparon volúmenes iguales de sobrenadante de cada muestra dentro del mismo grupo para generar muestras de control de calidad (QC).
Tras la detección de metabolitos en muestras de suero de ambos grupos, los datos brutos de espectrometría de masas fueron procesados por software dedicado para la detección automatizada de picos, extracción, alineación e integración, produciendo una matriz de datos estructurada de características espectrales iónicas. Las características espectrales detectadas se compararon con bibliotecas espectrales metabolómicas establecidas para identificar metabolitos derivados de TFRD que habían entrado en circulación sistémica. Las características no identificadas y aquellas que contenían valores excesivos faltantes fueron eliminadas del conjunto de datos. El conjunto de datos seleccionado fue reindexado y estructurado en un formatoestandarizado 40.
La expresión diferencial de metabolitos entre ambos grupos se evaluó calculando tanto el cambio de pliegue (FC, expresado como la razón intergrupal) como la significación estadística (valor p). Metabolitos que cumplen el umbral de |log₂FC| ≥ 1 y P < 0,05 se definieron como metabolitos (DEMs) expresados diferencialmente. Los resultados del cribado se resumieron visualmente utilizando métodos como los gráficos volcánicos. Los metabolitos diferenciales filtrados fueron posteriormente importados a la base de datos PubChem para obtener sus identificadores canónicos (CIDs)41. Los identificadores KEGG correspondientes se obtuvieron entonces en función de los CID. Finalmente, los IDs KEGG se importaron a una plataforma de análisis metabolómico para realizar análisis de enriquecimiento metabólico de vías e identificar las vías de señalización significativamente asociadas con los DEMs.
ELISA
Las muestras de tejido sinovial se congelaron rápidamente en nitrógeno líquido y se pulverizaron hasta obtener un polvo fino. Aproximadamente 100 mg de la polvo se pesaban con una balanza electrónica de precisión, mezclados con 1 mL de PBS bien frío y homogeneizados sobre hielo usando un homogeneizador de vidrio. El homogenado fue centrifugado a 10.000 × g durante 5 minutos a 4 °C, y el sobrenadante se recogió para su posterior detección de ELISA. Antes del análisis, el kit ELISA se dejó equilibrar a temperatura ambiente durante 30 minutos. Todos los reactivos, incluidos los estándares diluidos en serie, el tampón de lavado, la solución de trabajo con anticuerpos marcada con biotina y la solución conjugada enzimática, se prepararon de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Posteriormente, se añadieron 100 μL de estandartes en diferentes concentraciones y muestras a los pozos designados de la microplaca prerecubierta. La placa se selló e incubó a 37 °C durante 90 minutos. Tras la incubación, se desechaba el contenido y los pozos se lavaban cuatro veces. Después, se añadieron 100 μL de solución activa de anticuerpos biotinilados a cada pozo, seguido de incubación a 37 °C durante 60 minutos y otro paso de lavado. A continuación, se introdujeron 100 μL de solución de trabajo conjugada enzimática, incubando la placa a 37 °C durante 30 minutos, seguida de un lavado adicional. Luego se añadió un sustrato cromogénico y la placa se incubó en la oscuridad a 37 °C durante 10 minutos. La reacción se terminaba añadiendo 100 μL de solución de parada, y la absorbancia se medía a 450 nm usando un lector de microplacas. Se construyó una curva estándar ajustando los valores de densidad óptica (OD) de los estándares con sus concentraciones correspondientes, y se calcularon las concentraciones de la muestra en consecuencia.
Western blot
Los tejidos sinoviales se congelaban rápidamente y se molían mecánicamente hasta obtener un polvo fino. Una porción medida del polvo se lisó en un volumen adecuado de tampón RIPA helado suplementado con inhibidores de proteasa y fosfatasa (1:100, v/v), seguido de incubación sobre hielo durante 30 minutos. Los lisados se centrifugaron luego a 10.000 × g durante 5 minutos a 4 °C, y los sobrenadados se recogieron cuidadosamente. Las concentraciones de proteínas se cuantificaron mediante un ensayo BCA y todas las muestras se ajustaron a concentraciones iguales con el tampón RIPA. Las proteínas se separaron mediante SDS-PAGE y se transfirieron a las membranas de PVDF. Las membranas se bloquearon y luego se incubaron con anticuerpos primarios (dilución 1:1000), seguidos de anticuerpos secundarios (dilución 1:5000). Las señales proteicas se visualizaron mediante un sistema de detección ECL, y las intensidades de las bandas se cuantificaron usando el software Image Lab (Versión 5.2.1). Los niveles relativos de expresión se normalizaron frente a la β-actina.
Análisis estadístico
Los análisis estadísticos se realizaron utilizando el software SPSS (versión 20.0). Los datos se presentan como media ± desviación estándar (DS). Para comparaciones entre varios grupos, se utilizó análisis unidireccional de la varianza (ANOVA) cuando se cumplía la suposición de homogeneidad de la varianza, seguido por la prueba LSD para comparaciones pares post hoc. Si no se cumplía la homogeneidad de la varianza, se realizaba la ANOVA de Welch, seguida de la prueba T3 de Dunnett para comparaciones múltiples. Se consideró estadísticamente significativo un valor p < 0,05.