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Artículo de método

Un modelo combinatorio murino de la alteración circadiana y el estrés dietético para investigar la fisiopatología del envejecimiento acelerado por el estilo de vida

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DOI:

10.3791/70866

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28 de abril de 2026

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1Department of Chinese Materia Medica, Chengde Medical University, 2School of Pharmacy, Hebei Medical University, 3State Key Laboratory for Innovation and Transformation of Luobing Theory, 4College of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine, Hebei University of Chinese Medicine, 5The Second Clinical Medical College, Heilongjiang University of Chinese Medicine

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Aquí presentamos un protocolo para establecer un modelo murino de ritmo circadiano desordenado más dieta alta en grasas y azúcares (HFHS), que imita estilos de vida poco saludables e induce trastornos metabólicos y fenotipos de envejecimiento.

Resumen

El objetivo de este protocolo es establecer un modelo estandarizado de ratón que recapitule el daño multifactorial inducido por estilos de vida modernos y poco saludables. Con este fin, desarrollamos un modelo novedoso C57BL/6J que combina la disrupción aleatoria del ritmo circadiano y una dieta alta en grasas y azúcares (HFHS), con grupos de interferencia de factor único HFHS y de disrupción circadiana como controles. En comparación con los controles, el modelo compuesto mostró trastornos metabólicos más graves, incluyendo aumento del peso corporal, niveles elevados de glucosa y lípidos en ayunas, y una marcada esteatosis hepática, así como evidentes deterioros cognitivos y motores. El modelo compuesto también mostró un envejecimiento acelerado más significativo, como lo confirman el índice de fragilidad y la tinción de hematoxilina y eosina (HE). Este modelo integrado imita de forma fiable el deterioro metabólico-cognitivo relacionado con el estilo de vida y el envejecimiento prematuro. Este protocolo reproducible paso a paso apoya estudios mecanicistas sobre el envejecimiento mediado por el estilo de vida y la evaluación de estrategias terapéuticas dirigidas.

Introducción

Los estilos de vida modernos acelerados exponen cada vez más a las poblaciones a comportamientos que alteran el ritmo y a dietas obesogénicas, con evidencia contundente que vincula estos factores con el deterioro funcional sistémico y la patogénesis de enfermedadescrónicas 1. Los datos epidemiológicos revelan comorbilidades llamativas: los trabajadores por turnos muestran una alta prevalencia de marcadores metabólicos del síndrome, mientras que la ingesta a largo plazo de una dieta alta en grasas y azúcares está fuertemente asociada con un mayor riesgo dedemencia 2,3. Estos insultos convergen para impulsar la patología multiorgánica: la disfunción metabólica coincide frecuentemente con un deterioro cognitivo acelerado y la remodelación cardiovascular, demostrando una diafonía bidireccional entre deterioro periférico y central. A pesar de las sinergias clínicas reconocidas, los modelos preclínicos estandarizados que capturan la fisiopatología integrada del deterioro de órganos inducido por el estilo de vida siguen siendo poco desarrollados.

A nivel molecular, la desalineación circadiana crónica inicia una cascada patológica que se origina en el núcleo supraquiasmático, interrumpiendo la señalización glutamátergica hacia el hipotálamo paraventricular y embotando la pulsabilidad de la hormona liberadora de corticotropina. Esto afecta la retroalimentación negativa del eje hipotalámico-hipófisis-suprarrenal(HPA), causando desensibilización de los receptores glucocorticoides y una elevación sostenida del cortisol. La consiguiente activación de la gluconeogénesis hepática y la supresión de fosforilación del sustrato del receptor de insulina del músculo esquelético impulsan colectivamente la resistencia periférica a la insulina, estableciendo una base metabólica para la hiperglucemia y ladislipidemia 5,6. Simultáneamente, los ácidos grasos saturados dietéticos penetran la barrera hematoencefálica comprometida mediante la regulación a la baja de las proteínas de unión estrechaendotelial 7,8, activando la señalización microglial TLR4/NF-κB. Esto desencadena una neuroinflamación9 mediada por TNF-α/IL-1β. El punto clave es que estos dos factores de estilo de vida poco saludable no actúan de forma independiente, sino que son sinérgicos. Sin embargo, sigue existiendo una importante falta de investigación sistemática sobre su exposición combinada en la literatura actual. Por lo tanto, es significativo realizar estudios de modelización que integren la alteración del ritmo circadiano con dietas ricas en grasas y azúcares como factores compuestos.

A pesar de su utilidad en el estudio de mecanismos aislados de envejecimiento, los modelos murinos actuales no logran recapitular la fisiopatología integrada del deterioro inducido por el estilo de vida. El envejecimiento natural muestra una marcada variabilidad interindividual y requiere plazos prolongados incompatibles con la eficiencia experimental. Los agentes farmacológicos como la doxorrubicina inducen principalmente daño en el ADN y senescencia aguda sin replicar una desregulación metabólica crónica10. Los modelos genéticamente modificados se dirigen a vías moleculares individuales, pasando por alto la interacción neuroendocrina-metabólicasistémica 11,12. La administración de d-galactosa, aunque induce estrés oxidativo, imita inadecuadamente el impacto de la alteración circadiana en la ritmicidad glucocorticoide o en la neuroinflamación mediada por lípidos en la dieta13. De forma crítica, las intervenciones de un solo factor no pueden capturar patrones sinérgicos de declive multiorgánico observados clínicamente. Esta brecha traslacional requiere una plataforma combinatoria avanzada que incorpore simultáneamente la alteración circadiana crónica y los factores de estrés dietético obesogénico para acelerar fielmente la neurodegeneración interdependiente, la disfunción cardíaca y el deterioro metabólico.

Para abordar este problema, desarrollamos un modelo ratón C57BL/6J que integra la alteración circadiana estocástica con una dieta alta en grasas y azúcares para recapitular insultos sinérgicos del estilo de vida contemporáneo. Someter ratones a horarios de luz rotatorios combinados con alimentación obesogénica sostenida indujo alteraciones metabólicas significativamente agravadas, incluyendo adiposidad elevada, hiperglucemia en ayunas y dislipidemia. Las evaluaciones cognitivas revelaron déficits pronunciados en la memoria espacial y de reconocimiento, mientras que las pruebas locomotoras indicaron una menor resistencia. De manera crucial, la cuantificación longitudinal del índice de fragilidad demostró una acumulación acelerada de déficits relacionados con la edad. Nuestro paradigma de doble desafío recapitula así de forma robusta el envejecimiento acelerado multifacético, proporcionando una plataforma novedosa y validada para estudiar la fisiopatología impulsada por el estilo de vida.

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Protocolo

Todos los procedimientos experimentales fueron aprobados por el Comité de Ética en Investigación con Animales del Instituto de Investigación Farmacéutica Yiling de Hebei (Aprobación: N2024043). Treinta y dos ratones machos C57BL/6J de 8 meses (véase Tabla de Materiales) fueron alojados en una instalación específica para animales libres de patógenos (SPF) afiliada al Centro de Evaluación de Nuevos Fármacos del Instituto de Investigación Farmacéutica de Hebei Yiling. El entorno de cría se mantuvo bajo condiciones estandarizadas: la temperatura ambiente oscilaba entre 20 y 26 °C, la humedad relativa se controlaba entre el 40% y el 70%, y se implementaba un ciclo de 12 horas de luz y 12 horas de oscuridad. Los ratones tenían acceso libre a una dieta estándar de laboratorio para roedores y agua potable esterilizada.

1. Establecimiento de un modelo combinatorio murino de la alteración circadiana y el estrés dietético (Figura 1)

NOTA: Los animales que murieron inesperadamente durante el experimento, mostraron una pérdida de peso severa o no completaron el procedimiento de modelado fueron excluidos del análisis final. El número inicial de animales fue de 8 por grupo, y el tamaño final válido de la muestra fue de 5 por grupo.

  1. Prepara una dieta alta en grasas y azúcares (HFHS) (véase la Tabla de Materiales) y una sala independiente equipada con un temporizador programable para el control flexible del ciclo luz-oscuridad antes del experimento.
    NOTA: Conserva la dieta a 4 °C o -20 °C para evitar la oxidación; Llévala a temperatura ambiente antes de usarla para evitar que la condensación afecte a su composición.
  2. Adaptación animal y agrupación aleatoria
    1. Aloja a todos los ratones de 8 meses bajo condiciones estándar durante un periodo de alimentación adaptativa de 7 días antes de iniciar el experimento.
    2. Asignar aleatoriamente a los ratones en cuatro grupos según el peso corporal (n = 8 por grupo) después del periodo de adaptación: grupo de control, grupo del modelo combinado de estrés (Modelo), grupo HFHS y grupo de estrés de alteración del ritmo circadiano (CR).
  3. Administrar una intervención de 8 meses de la dieta HFHS combinada con alteración del ritmo circadiano al grupo modelo combinado de estrés. Alimenta al grupo HFHS solo con una dieta HFHS durante el mismo periodo.
  4. Exponer al grupo CR solo a la alteración del ritmo circadiano. Alimenta al grupo de control con una dieta de mantenimiento estándar durante todo el experimento. Proporcionar acceso gratuito al agua potable para todos los animales.
    NOTA: La intervención de 8 meses puede pausarse temporalmente (por ejemplo, para revisiones rutinarias de ratones) sin afectar el resultado experimental, y la intervención puede reanudarse una vez completada la prueba.
  5. Protocolo de alteración del ritmo circadiano (Figura 2A,B)
    1. Utiliza un temporizador programable (véase Tabla de Materiales) para controlar de forma flexible el ciclo semanal de luz y oscuridad. Aplica cuatro regímenes de luz distintos: cambio rápido de luz y oscuridad (alternando luz y oscuridad cada 7 minutos durante 2 horas consecutivas diarias), ciclo inverso de luz-oscuridad (luces apagadas a las 8:00 y encendidas a las 20:00 diarias), luz constante (iluminación 24 horas) y oscuridad constante (oscuridad 24 horas).
    2. Genera una secuencia aleatoria usando software estadístico (lenguaje R, con una semilla aleatoria fija) al inicio de cada semana. Asigna aleatoriamente los cuatro modos de luz a cada día de la semana para asegurarte de que cada modo se aplique consecutivamente durante 1–2 días.
  6. Proporciona la dieta HFHS a los ratones ad libitum y controla la ingesta de alimentos semanalmente. La composición detallada de la dieta HFHS se presenta en la Tabla 1.
    NOTA: Es necesario inspeccionar el suministro de alimentos para evitar la falta de alimentación o privación de alimentos.
  7. Pesa los ratones semanalmente en un horario fijo (9:00 AM los jueves) usando una balanza electrónica durante el periodo de intervención de 8 meses. Registra todos los datos de peso corporal en detalle.
    NOTA: Realizar el proceso de pesaje rápidamente (cada sesión completada en menos de 30 segundos) para minimizar el estrés y la interrupción del ritmo circadiano.

2. Reconocimiento de objetos novedosos

  1. Coloca a los ratones en una caja de pruebas de 60 cm × 60 cm × 40 cm un día antes del entrenamiento, y déjales explorar libremente durante 5 minutos para que se adapten al entorno de prueba.
    NOTA: Retira las heces y la orina de la caja después de cada prueba. Limpia la caja con etanol al 75% para eliminar los olores residuales.
  2. Coloca dos cilindros idénticos (A y B) en las esquinas inferior izquierda e inferior derecha de la caja de prueba, respectivamente. Introduce cada ratón en la caja mirando hacia el otro lado y permite que el ratón explore libremente durante 5 minutos.
    1. Alterna aleatoriamente las posiciones izquierda-derecha de los dos cilindros entre sujetos para evitar sesgos posicionales.
    2. Tras el entrenamiento de exploración de 5 minutos, pausa el experimento hasta 23 horas y completa el siguiente paso de reemplazo de objeto novedoso (paso 2.3) en un plazo de 24 horas tras el entrenamiento para asegurar la validez de la prueba de reconocimiento.
  3. Sustituye el objeto A en la esquina inferior izquierda por un cubo novedoso (objeto C) 24 horas después del entrenamiento. Activa la cámara aérea. Coloca el ratón en la caja y registra el comportamiento durante 5 minutos.
    NOTA: Utiliza un objeto novedoso que sea similar en tamaño a los objetos familiares pero claramente diferente en material, color o textura para asegurar que el ratón pueda reconocer su novedad.
  4. Analiza los vídeos utilizando el sistema de seguimiento de vídeo (véase la Tabla de Materiales).
    1. Define la exploración como el hecho de que el ratón oriente su hocico hacia o dentro de 2 cm de un objeto. Registra el tiempo dedicado a explorar el objeto familiar (TB) y el objeto novedoso (TC).
    2. Calcular un índice de reconocimiento según la siguiente fórmula: Índice de reconocimiento = TC / (TB + TC) × 100%.
      NOTA: Mantén al analista ciego ante los grupos experimentales para evitar sesgos subjetivos; excluye sistemáticamente comportamientos no exploratorios como trepar o roer de los registros de tiempo de exploración.

3. Prueba de fuerza de agarre

  1. Mide la fuerza de agarre de las extremidades anteriores de los ratones usando un medidor de fuerzade agarre 14 (véase la Tabla de Materiales). Gira el medidor de fuerza 90 grados verticalmente y fíjalo firmemente a un soporte metálico antes de cada sesión de prueba para asegurar la inmovilización completa del sistema.
  2. Sujeta suavemente al ratón por la base de la cola. Deja que las patas delanteras agarren la barra de forma natural. Pone el manómetro a cero después de que la lectura se estabilice, luego tira de la cola horizontalmente hacia atrás a una velocidad constante y lenta hasta que el ratón suelte el agarre.
  3. Registra la fuerza máxima máxima (kgf) en el momento de la liberación como fuerza de agarre. Realiza tres ensayos consecutivos por ratón al día. Utiliza la media de tres mediciones para el análisis posterior.
    NOTA: Mantén la velocidad de tirón uniforme y lo suficientemente lenta para que el ratón genere resistencia completa contra el tirón.
  4. Excluir cualquier prueba del análisis si ocurre una de las siguientes situaciones: el ratón usa solo una pata delantera, las extremidades traseras contactan la barra o contribuyen al agarre, el ratón gira su cuerpo al tirar, o la barra se libera sin resistencia activa.
    NOTA: Señalar los ensayos ambiguos o atípicos para su revisión. Repite las mediciones cuando sea necesario.

4. Índice de fragilidad (FI)

NOTA: Calibre todos los parámetros del equipo con configuraciones estandarizadas antes de la prueba. Limitar el tiempo total de evaluación de cada ratón a menos de 30 minutos para evitar cambios fenotípicos inducidos por la fatiga. Realizar todas las pruebas dentro de una ventana horaria fija de la mañana (9:00–12:00) para minimizar los efectos del ritmo circadiano.

  1. Ayuno a los ratones durante 12 horas con libre acceso a agua antes de las pruebas para minimizar los efectos agudos de la ingesta de alimentos en las mediciones fisiológicas.
  2. Mueve los ratones al entorno de prueba 30 minutos antes de la evaluación para aclimatarlos y reducir las interferencias relacionadas con el estrés.
  3. Excluir ratones con condiciones patológicas graves como tumores, infecciones o deformidades de las extremidades para evitar efectos de confusión en la evaluación de fragilidad.
  4. Evalúa el índice de fragilidad basándose en 31 indicadores fenotípicos de déficit en cinco dominios: función motora, estado nutricional, función sensorial, actividad y comportamiento espontáneos, y defectosfisiológicos 15,16.
    NOTA: Los 31 ítems específicos de evaluación cubren cinco dominios, incluyendo: función motora (7 ítems como disminución de la fuerza de agarre, marcha anormal y reducción de la capacidad de escalada), estado nutricional (6 ítems como pérdida de peso, disminución de la puntuación de condición corporal y reducción de la ingesta de alimentos), función sensorial (5 ítems como discapacidad visual, audición y embotamiento táctil), actividad y comportamiento espontáneos (7 ítems como reducción de la actividad espontánea, disminución del comportamiento de acicalamiento y menor conducta exploratoria), y defectos fisiológicos (6 elementos como defectos oculares, defectos de oído y de piel). Todos los ítems adoptan un método binario de puntuación (0 = sin defecto, 1 = con defecto), y el índice final de fragilidad = número total de elementos defectuosos / 31.
  5. Asignar a dos investigadores que no estén ciegos ante los grupos experimentales para que realicen todas las evaluaciones de forma independiente.
  6. Puntua cada indicador como 0 (sin déficit) o 1 (déficit) según criterios predefinidos que abarcan fuerza de agarre, velocidad de marcha, cambio de peso corporal, condición del pelaje, respuesta sensorial, capacidad de actividad espontánea y anomalías físicas.

5. Detección de glucosa en ayunas

NOTA: Ratones rápidos durante 12 horas con acceso libre a agua para minimizar los efectos agudos relacionados con la alimentación sobre la glucosa en sangre. Realizar mediciones entre las 9:00 y las 12:00 para reducir las fluctuaciones circadianas. Calibra el glucómetro con una solución estándar de glucosa antes del experimento para lograr consistencia entre lotes.

  1. Sujeta suavemente a los ratones, desinfecta las puntas de la cola con etanol al 75%. Haz una incisión de 1–2 mm en las venas caudales usando una lanceta desechable estéril. Descarta la primera gota de sangre para evitar la contaminación del líquido tisular.
  2. Recoge un pequeño volumen de sangre capilar y analízalo inmediatamente usando un glucómetro portátil (véase la Tabla de Materiales) con tiras reactivas compatibles. Analizar cada muestra en duplicado para garantizar la precisión de los datos.

6. La detección de lípidos en sangre incluyó colesterol total (CT)

NOTA: Excluya muestras con hemólisis o turbidez severa del análisis. Repetir mediciones con coeficiente de variación > 10% entre triplicados.

  1. Coloca la sangre recogida en tubos no anticoagulantes. Deja que coagule de forma natural a temperatura ambiente durante 2 horas. Centrifugar muestras a 1000 × g durante 15 minutos a 4 °C para separar el suero.
    NOTA: Asegúrese de que la centrífuga esté correctamente equilibrada antes de usarla y cierre bien la tapa interior de seguridad.
  2. Aspira cuidadosamente la capa superior del sérum, alicuota, y guárdala inmediatamente a -80 °C para evitar la oxidación de los lípidos.
    NOTA: Tras la alicuación sérica y el almacenamiento a -80 °C, el experimento puede pausar varios días o semanas; La posterior detección del colesterol total (paso 6.3) puede realizarse cuando el kit de prueba y el equipo estén listos, asegurando que el suero no se congele y descongele repetidamente.
  3. Mide los niveles de colesterol total sérico utilizando un kit comercial de prueba de Greiss (véase la Tabla de Materiales) según las instrucciones del fabricante. Analizar cada muestra en triplicado y ejecutar simultáneamente muestras de referencia estándar para calibración.

7. Tinción de hematoxilina-eosina (tinción HE)

  1. Anestesiar ratones con pruebas post-conductuales de pentobarbital sódico (20 mg/kg).
  2. Recoge sangre a través del plexo venoso retroorbital. Disecciona tejidos y pon paraformaldehído al 4% durante 48 horas.
    NOTA: Tras la fijación tisular en paraformaldehído al 4% durante 48 horas, el experimento puede pausarse; Los tejidos fijos pueden almacenarse en paraformaldehído al 4% a 4 °C durante hasta 1 semana antes de pasar a la fase de deshidratación (paso 7.3).
  3. Los tejidos fijos deshidratados con un procesador automatizado usando una serie de etanol graduado (60%, 70%, 90% etanol durante 1 hora cada uno; 95%, 100% etanol durante 2 horas cada uno).
    PRECAUCIÓN: El etanol es un líquido inflamable con un punto de inflamación bajo. Mantente alejado de llamas abiertas, fuentes de calor y chispas durante el almacenamiento y la operación. Úsalo en un lugar bien ventilado, lleva guantes no estáticos y bata de laboratorio. Evitar el almacenamiento de gran volumen en la zona experimental; Guárdalo en un armario dedicado a líquidos inflamables.
  4. Limpiar tejidos deshidratados en xileno durante 2 horas, luego infiltrar con parafina a 60 °C durante 3 horas (véase Tabla de Materiales). Incrustar tejidos orientados a planos anatómicos estándar.
    NOTA: El tiempo de limpieza no debe ser excesivamente largo para evitar la fragilidad del tejido; mantener una temperatura constante de parafina durante la infiltración para evitar la cristalización. Tras la incrustación de parafina, los bloques de tejido incrustados pueden almacenarse a temperatura ambiente durante varios meses, y el paso de sección (paso 7.5) puede realizarse cuando sea necesario.
  5. Una vez que los bloques de parafina se solidifican completamente, corta secciones continuas de 4 μm con un cortador de parafina (véase Tabla de Materiales), transfiere a portaobjetos recubiertos de poli-L-lisina, seca al aire a temperatura ambiente y luego sella para su almacenamiento.
    NOTA: Tras el montaje en sección y el secado al aire, los portaobjetos pueden almacenarse a temperatura ambiente en un ambiente libre de polvo durante hasta 1 mes antes de pasar al paso de tinción (paso 7.6).
  6. Secciones de tinte con un sistema automático de tinción (véase la Tabla de Materiales).
    1. Deparafinizar en xileno I y xileno II (10 minutos cada uno).
    2. Rehidrata con una serie descendente de etanol (100%, 95%, 80%, 2 minutos cada uno), luego enjuaga con agua destilada.
    3. Tinte con hematoxilina durante 3–8 minutos hasta que los núcleos sean claramente visibles, enjuaga bajo agua corriente para favorecer el azulamiento y contra-teñe con eosina durante 1–3 minutos para lograr una coloración citoplasmática rosada adecuada.
  7. Deshidrata las secciones teñidas en alcohol absoluto, transparente en xileno y se monta con bálsamo neutro para análisis con escáner de diapositivas (véase Tabla de Materiales).

8. Tinción de O en rojo óleo

  1. Incrustar tejidos hepáticos frescos en un compuesto a temperatura óptima de corte (OTC) (véase la Tabla de Materiales) en un plazo de 30 minutos tras la recogida.
    NOTA: Tras incrustar tejidos hepáticos frescos en compuestos de venta libre, los tejidos incrustados pueden almacenarse a -80 °C durante hasta 1 mes antes de la sección (paso 8.3), evitando congelaciones y descongelaciones repetidas.
  2. Coloca los tejidos incrustados en un criostato y deja que se congelen completamente antes de seccionar.
  3. Ajusta la temperatura del criostato a -22 °C y corta bloques de tejido completamente congelados en secciones consecutivas de 8 μm de grosor.
  4. Transfiere secciones directamente a las láminas de vidrio sin recubrimiento y aplana suavemente para asegurar una adherencia firme entre secciones y láminas.
  5. Arregla las láminas con formalina neutra a temperatura ambiente durante 10 minutos. Inmediatamente después de fijarla, enjuaga las secciones con isopropanol al 60% durante 5 segundos.
  6. Coloca secciones pretratadas en una cámara de humedad, añade una solución de tinción de Oil Red O (véase la Tabla de Materiales) e incuba durante 20 minutos.
  7. Después de la tinción, diferenciar las secciones con un 60% de isopropanol hasta que las gotas lipídicas y los límites del tejido intersticial sean claramente distinguibles.
    NOTA: Vigila de cerca las secciones durante la diferenciación para evitar la sobrediferenciación, que causa manchas desvaídas.
  8. Examinar secciones diferenciadas teñidas bajo un microscopio óptico para observar cambios histopatológicos relacionados con la deposición lipídica hepática.
    NOTA: Tras la tinción y diferenciación, las secciones pueden almacenarse a 4 °C durante hasta 3 días antes de un examen microscópico, asegurando que el efecto de tinción no se vea afectado.

9. Análisis estadístico

  1. Expresa todos los datos experimentales como media ±± error estándar de la media (SEM)
  2. Aplicar la prueba de Shapiro-Wilk para verificar si los datos se ajustan a una distribución normal. Realizar la prueba de Levene para evaluar la homogeneidad de la varianza entre grupos si se confirma la normalidad.
    NOTA: Aplicar pruebas no paramétricas directamente si los datos no cumplen la suposición de normalidad.
  3. Utilizar análisis unidireccional de la varianza (ANOVA) para comprobar la significación estadística de las diferencias generales entre múltiples grupos, y realizar comparaciones por pares utilizando la prueba de diferencias de menor significación (LSD) de Fisher.
    NOTA: Utiliza la ANOVA de Welch cuando las variaciones son heterogéneas.
  4. Utiliza una prueba t de Student de dos colas para comparar dos grupos de muestra independientes.
  5. Defina la significación estadística como un valor p bilateral < 0,05. Realiza todos los análisis estadísticos utilizando software de análisis estadístico.

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Resultados

Exacerbación sinérgica de la patología metabólica en cohortes de doble exposición
El seguimiento longitudinal del peso corporal reveló trayectorias de crecimiento distintas entre las cohortes. El grupo modelo y el grupo HFHS mostraron un aumento de peso acelerado en comparación con ambos grupos, Control y CR. Cabe destacar que el grupo CR demostró una aceleración modesta respecto a Control (Figura 3A). Se proporcionó más evidencia de disf...

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Discusión

La investigación contemporánea ha confirmado sin ambigüemente que la alteración circadiana y una dieta alta en grasas y azúcares son dos factores independientes del deterioro funcional sistémico del organismo. Nuestros datos demuestran que el daño patológico inducido por la acción combinada de estos dos factores es mucho más grave que el simple efecto aditivo de cualquiera de los dos por separado. En comparación con los grupos de intervención de factor único, el grupo modelo compuesto no...

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Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por el Proyecto del Programa de Ciencia y Tecnología de Hebei (246W2501D, 252W7716D), el Programa S&T de Hebei (24462501D) y la Plataforma Dorada de Yanzhao (A20240022).

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
ANY-mazeCienciaSA225
Accu-Chek Active Blood Glucose MonitorSuiza, Roche Diagnosticsaccu check active
C75BL/6J miceBEIJING HFK BIOSCIENCE CO.,LTDNo.110324241101250228
Grip strength meterEE.UU., Columbus Instruments1027CSM-E54
High-fat and high-sucrose dietChina, Xietong Biotechnology Co., Ltd.XT303
HistoCore MULTICUT - Semi-Automated Rotary MicrotomeAlemania, LeicaRM2245
Oil Red O solutionChina, Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd.G1260
Optimal cutting temperature compoundJapón, Sakura4583
Programmable Timer SocketChina, GONEOGND-1
Tissue Tech Prisma PlusJapón, Sakura20B2X00014000034
Tissue-Tek TEC 6 Embedding ModuleJapón, SakuraM01-021E-02
Total Cholesterol (TC) Assay KitChina, Suzhou Grace Biotechnology Co., Ltd.G0909W

Referencias

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