Este estudio se realizó exclusivamente utilizando la línea celular de condrocitos humanos C28/I2, disponible comercialmente. No participaron participantes humanos, muestras de tejido humano, materiales derivados de pacientes ni animales vivos en esta investigación. Por lo tanto, no se requería la aprobación de la Junta de Revisión Institucional (IRB) ni la aprobación del Comité de Cuidado y Uso Institucional de Animales (IACUC) de acuerdo con las directrices institucionales y nacionales. Las herramientas, productos químicos, kits y reactivos utilizados en el protocolo se enumeran en la Tabla de Materiales.
1. Construcción de modelos de cultivo celular y OA
La línea celular de condrocitos humanos C28/I2 (detalles proporcionados en la Tabla de Materiales) fue obtenida de un proveedor comercial. Para garantizar la reproducibilidad experimental, las células fueron autenticadas mediante perfilado de repeticiones cortas en tándem (STR) y probadas rutinariamente para confirmar la ausencia de contaminación por micoplasmas. Se utilizaron células entre los pasajes 3 y 8 para todos los experimentos. Las células se mantuvieron en DMEM suplementadas con suero bovino fetal al 10% (FBS) y 1% de penicilina-estreptomicina (todos los reactivos de cultivo se detallan en la Tabla de Materiales) a 37 °C en una atmósfera humidificada que contenía un 5% de CO2.
Para establecer el modelo in vitro de osteoartritis (OA), las células C28/I2 fueron estimuladas con IL-1β humano recombinante. Basándose en la literaturaestablecida 6,7, experimentos preliminares de optimización dosis-respuesta diseñados para inducir un estado catabólico robusto sin citotoxicidad inmediata excesiva, las células fueron tratadas con 20 ng/mL de IL-1β durante 24 horas.
2. Agrupación experimental y transfección
Para esclarecer las vías mecanicistas, el estudio se dividió en tres módulos experimentales principales, cada uno con un mínimo de tres réplicas biológicas independientes:
- Ganancia/pérdida de función SPRY2:
Las células se asignaron a Control, modelo OA, OA + vector vacío (NC), OA + plásmido de sobreexpresión SPRY2 (OE-SPRY2), y pequeños grupos de ARN interferentes correspondientes (si-NC y tres constructos específicos si-SPRY2: si-695, si-800, si-896) para detectar la eficiencia de interferencia.
- Modulación miR-590-5p:
Las células se dividieron en grupos de control, modelo OA, OA + mimetismo NC, OA + miR-590-5p mimetético, OA + inhibidor NC y OA + miR-590-5p inhibidores.
- Validación funcional de la relación regulatoria miR-590-5p/SPRY2:
Para evaluar más a fondo la relación reguladora propuesta entre miR-590-5p y SPRY2, se sometieron células a condiciones miMómicas e inhibidoras de miR-590-5p para determinar si la modulación miR-590-5p alteraba la expresión de SPRY2 en el modelo de AAO.
Para la transfección, las células C28/I2 se sembraron en placas de 6 pozos a 2 × 105 células por pozo. Al alcanzar una confluencia del 70%–80%, las transfecciones se realizaron utilizando un reactivo comercial de transfección a base de lípidos según el protocolo del fabricante y los procedimientos establecidos para la entrega de ARN pequeño encondrocitos 24. En resumen, se diluyeron plásmidos (OE-SPRY2 y NC; 2 μg/pozo) y oligonucleótidos (miR-590-5p mimic/inhibidor y siRNAs; 50 nM) en un medio sérico reducido. Los complejos de ADN/ARN lipídico se incubaron a temperatura ambiente durante 15 minutos antes de añadirse gota a gota a las células en DMEM sin suero. A las 6 horas de la transfección, el medio fue reemplazado por DMEM completo con un 10% de FBS, y las células se cultivaron durante 48 horas adicionales antes de la extracción de ARN y proteínas.
3. detección qPCR
El ARN total y el miARN se aislaron utilizando un kit dedicado de extracción de miARN según el protocolo del fabricante. La pureza y concentración de ARN se evaluaron utilizando un espectrofotómetro UV-Vis, y se utilizaron muestras con proporciones A260/A280 de 1,8–2,0 para análisis posteriores. Se utilizaron reactivos comerciales de transcripción inversa para sintetizar ADNc. El procedimiento de ciclo de qPCR fue el siguiente: 95 °C durante 10 minutos; 40 ciclos de 95 °C durante 10 s, 58 °C durante 30 s y 72 °C durante 30 s; seguido de un análisis de curva de fusión para verificar la especificidad del cebador y la ausencia de dímeros cebadores. β-actina y U6 sirvieron como controles internos para el ARNm y el miARN, respectivamente. La expresión génica relativa se calculó utilizando el método 2-ΔΔCt 25. Todas las secuencias de cebadores, incluidas las de Col-II, SPRY2, Beclin-1, LC3, Bcl-2, miR-590-5p y genes de referencia, están listadas en la Tabla 1.
| Nombre de la guía | Cebador hacia adelante (5′-3′) | Imprimación inversa (5′-3′) |
| U6 | ATTGGAACGATACAGAAGATT | GGAACGCTTCACGAATTTG |
| miR-590-5p | GCGTAAGGCACGCGGTG | AGTGCAGGGTCCGAGGTATT |
| β-actina | TGGCACCCAGCACAATGAA | CTAAGTCATAGTCCCCCCTAGAAGCA |
| SPRY2 | TAAGCCACTGAGCAAGGAAGAT | TGGAAGGTAACACCATAAAAAGG |
| Bcl-2 | TGGGATTCCTGCGGATTGAC | TCAGTCTACTTCCTCTGTGATGTTG |
| Beclin-1 | TCCCGTGGAATGGAATGAATGAGA | GTAAGGAACAAGTCGGTATCTCTCTG |
| LC3-II | CATCCAACCAAAATCCCGGT | GAGCTGTAAGCGCCCCTTTTAA |
Tabla 1: Secuencias de cebadores utilizadas para el análisis cuantitativo de PCR (qPCR). Secuencias de cebadores directos y inversos usados para la amplificación y cuantificación de transcritos objetivo y controles internos de referencia mediante qPCR.
Salvo que se especifique lo contrario, los datos se expresan como media ± desviación estándar (DE). La significación estadística se determinó mediante ANOVA unidireccional seguida de la prueba post hoc S-N-K. Los símbolos indican: *P < 0,05 vs. Control; #P < 0,05 frente al modelo indicado o al grupo de control negativo; &P < 0,05 vs. OA+Inhibidor-NC.
4. Detección de manchas occidentales
Las células se extrajeron y lisaron utilizando un tampón RIPA suplementado con cócteles de proteasa y inhibidores de fosfatasa, siguiendo procedimientos establecidos de extracción proteica e inmunobloting. Tras la centrifugación a 14.000 × g durante 15 minutos a 4 °C para eliminar restos celulares, se recogió el sobrenadante y se cuantificaron las concentraciones de proteínas utilizando un kit de análisis de proteínas BCA. Cantidades iguales de lisato proteico (30 μg) se desnaturalizaron, se resolvieron con SDS-PAGE durante 1,5 horas y se transfirieron a las membranas de PVDF a 300 mA durante 1,5 horas26. Las membranas se bloquearon con leche seca desnatada al 5% en solución salina con Tris-buffer que contenía 0,1% Tween 20 (TBST) durante 1 hora a temperatura ambiente, seguida de incubación a 4 °C durante 16 horas con anticuerpos primarios específicos (por ejemplo, anti-SPRY2, dilución 1:1000). Tras tres lavados en TBST, las membranas se incubaron con anticuerpos secundarios conjugados con HRP apropiados a temperatura ambiente durante 2 horas. Las bandas proteicas se visualizaron mediante un sistema de detección ECL y se cuantificaron con el software ImageJ.
5. Análisis estadístico
Los datos se analizaron utilizando software de análisis estadístico. Todos los experimentos se realizaron con al menos tres réplicas biológicas independientes (n ≥ 3), y los datos cuantitativos se presentan como la media ± desviación estándar (DS). Antes de las pruebas paramétricas, la normalidad de los datos se evaluaba mediante la prueba de Shapiro-Wilk y se evaluaba la homogeneidad de la varianza. La significación estadística entre múltiples grupos se evaluó mediante análisis unidireccional de la varianza (ANOVA) seguido de la prueba post hoc de Student-Newman-Keuls (S-N-K) para comparaciones múltiples. Se consideró estadísticamente significativo un P < 0,05.