Todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité de Ética Animal de Guangzhou Miles Biotechnology Co., Ltd., con el número de aprobación IACUC-MIS2023076. La empresa mencionada es un centro de experimentación animal; Nuestros experimentos con animales se realizan aquí y, por tanto, están sujetos a revisión por parte del Comité de Ética del Centro.
Animales y diseño experimental
Se compraron comercialmente treinta ratones BALB/c (macho, 8 semanas, que pesan 22 ± 2 g). Criterios de inducción y validación del modelo: Se estableció un modelo de miocarditis inducida por inhibidor de puntos de control inmunitarios (ICI) mediante inyección intravenosa de ipilimumab (5 mg/kg) y nivolumab (10 mg/kg) durante 2 semanas consecutivas. La dosificación se realizó cada 3 días, durante una duración total de modelado de 2 semanas. Se ha demostrado previamente que este protocolo induce una lesión cardíaca inmunomediadasignificativa 10. A las 24 horas de la inyección final, se recogieron muestras de sangre a través del plexo retroorbitario y centrifugadas a 300 x g durante 15 minutos a 4 °C para aislar el suero; posteriormente, los niveles séricos de cTnT se cuantificaron utilizando un kit ELISA específico, que incluía pasos secuenciales de carga de muestras, incubación de anticuerpos conjugados con HRP, lavado automatizado y reacción del cromógeno TMB, con la densidad óptica medida en 450 nm para calcular concentraciones basándose en una curva logística de cuatro parámetros, y una concentración de cTnT de ≥10 ng/mL se consideró un establecimiento exitoso del modelo.
Seis ratones modelo con el peso corporal y concentración de cTnT más próximos se dividieron aleatoriamente en dos grupos: un grupo control y un grupo de tratamiento (n=3 en ambos, replicación biológica). El grupo control recibió inyecciones intravenosas diarias de solución fisiológica normal a una dosis de 5 mL/kg. El grupo de tratamiento recibió inyecciones intravenosas diarias de emulsión lipídica al 5% de aceite de oliva (OOLE) a una dosis de 5 mL/kg a través de la vena caudal durante 6 días (esto representa la dosis que empleamos para el tratamiento clínico dentro de nuestra institución; se extrapoló para su uso en ratones basándose en las proporciones de área superficial corporal). Las siguientes pruebas se realizaron en una ventana de observación de 6 días: la función cardíaca se evaluó al inicio (día 0) y después del tratamiento (día 6) utilizando un sistema de imagen fotoacústica por ultrasonidos. La sangre se recogió a través de la vena retroorbitaria en el día 6, y las citocinas séricas fueron cuantificadas por ELISA. Tras la eutanasia de los animales con una sobredosis de anestesia, el tejido cardíaco fue congelado rápidamente para análisis de proteínas.
Aislamiento de células T
Los ratones del grupo de control fueron eutanasiados con una sobredosis de anestesia. Los bazos fueron extirpados asépticamente tras una esterilización superficial de 5 minutos con etanol al 75%, y se retiraron todos los tejidos conectivos. Los bazos se disociaron mecánicamente usando un colador de células de 70 μm con PBS suplementado con 2% de FBS para crear una suspensión de célula única. Esta suspensión se centrifugó a 300 x g ., 4 °C durante 5 minutos, y los eritrocitos se lisaron con 1 mL de tampón lisado ACK durante 2 minutos a temperatura ambiente. El proceso de lisis terminaba lavándolo con PBS. Las células T se enriquecieron negativamente para evitar la activación utilizando un kit de aislamiento de células T de ratón. Por cada 10 millones de células, se añadieron 50 μL de cóctel de selección e incubaron a temperatura ambiente durante 10 minutos. A esto le siguió la adición de 75 μL de perlas magnéticas de estreptavidina por cada 10 millones de celdas, con una incubación de 5 minutos. Las células unidas a las perlas se conservaron usando un imán durante 3 minutos, y las células T enriquecidas (con más del 94% de pureza) se recogieron del sobrenadante. Para clasificar los subconjuntos CD4⁺ y CD8⁺, las células enriquecidas se tiñeron con anticuerpos anti-CD3ε-PE, anti-CD4-APC y anti-CD8-FITC durante 15 minutos en la oscuridad, y luego se lavaron 3 veces con PBS preenfriado. La clasificación se realizó en un citómetro de flujo utilizando la siguiente estrategia de compuerción: linfocitos (FSC/SSC), luego subconjuntos CD3⁺, después CD4⁺ o CD8⁺. Las células se clasificaron en modo pureza en tubos de recogida prellenados con 200 μL de PBS, dando lugar a subconjuntos objetivo con mayor del 98% de pureza.
Construcción y tratamiento del modelo celular de miocarditis
Las células HL-1 se cultivaron en medio DMEM/F12 suplementado con suero bovino fetal al 10% (FBS) y 1% de penicilina-estreptomicina (PS) bajo condiciones estándar (37 °C, 5% CO₂). Las células se dividieron en tres grupos: grupo de control (no tratado), grupo modelo (células HL-1 tratadas con células T CD4+/CD8+ durante 24 horas) y grupo OOLE (grupo modelo co-tratado con OOLE al 10% durante 24 horas).
ELISA para la detección sérica de proteínas relacionadas con lesiones miocárdicas
Incubar 50 μL de la muestra de suero en los pozos de microplacas ricos en anticuerpos pre-recubiertos del kit durante 30 minutos, luego lavar tres veces con PBST para eliminar los componentes no unidos. Añade la solución preparada de avidina marcada con peroxidasa de rábano picante (HRP) para una segunda incubación. Lave tres veces más con PBST, añada 100 μL de sustrato de 3,3',5,5'-tetrametilbenzidina (TMB) para iniciar la reacción colorimétrica y termina la reacción con 100 μL de solución de parada en un plazo de 30–45 minutos tras la iniciación. Mide la absorbancia (OD) a 450 nm usando un lector de microplacas y cuantifica la concentración del analito objetivo usando una curva estándar trazada con estándares de referencia conocidos.
Western blot
Los tejidos cardíacos se pulverizaron usando un homogeneizador de tejidos con nitrógeno líquido. Posteriormente, tanto las muestras de tejido como celulares se lisaron en 200 μL de tampón RIPA sobre hielo durante 30 minutos. Los lisados se centrifugaron a 12.000 x g durante 15 minutos a 4 °C para recoger los supernacionantes proteicos. Las concentraciones de proteínas se determinaron mediante un kit de análisis de proteínas BCA. Tras ajustar la concentración de proteína a 5 μg/μL, las muestras se mezclaron con tampón de carga de 5× y se desnaturalizaron calentando a 95 °C durante 10 minutos. Las proteínas se separaron en geles SDS-PAGE al 10% (administradas a 100 V durante 90 minutos) y posteriormente se transfirieron a las membranas PVDF mediante electroblotting semiseco a 15 V durante 30 minutos. Las membranas se bloquearon con leche desnatada al 5% y luego se sondaron durante la noche a 4 °C con anticuerpos primarios (incluyendo IL-1β, NLRP3, MyD88, NF-κB p65 y Tubulina; dilución 1:1.000)2. Tras lavar las membranas tres veces durante 10 minutos cada una con suero salino con Tris-buffer que contenía 0,1% de Tween 20 (TBST), se incubaron con anticuerpos secundarios conjugados con peroxidasa de rábano picante (HRP) (dilución 1:10.000) durante 1 hora a temperatura ambiente. Las bandas proteicas se visualizaron aplicando un sustrato de quimioluminiscencia mejorada (ECL), y las señales se capturaron mediante un sistema de imagen por quimiluminiscencia. Finalmente, los niveles relativos de expresión se analizaron cuantitativamente normalizando los valores densitométricos de las bandas proteicas objetivo al control interno de Tubulina mediante el software ImageJ.
Ensayo de apoptosis celular mediante citometría de flujo
Las células HL-1 fueron lavadas 2 veces con solución fisiológica tamponada con fosfato (PBS). Para la disociación celular, se añadió 1 mL de tripsina e incubó durante 1 minuto, seguido inmediatamente por la neutralización con 2 mL de medio de cultivo completo. La suspensión de la celda se centrifugaba entonces a 250 x g durante 5 minutos a 4 °C, y el sobrenadante se descartaba. La pelota de células recogida se lavó dos veces con PBS bien frío y se resuspendió en un tampón de unión 1x para lograr una densidad celular de 1x10 6 células/mL. Una aliteracia de 100 μL de esta suspensión celular se transfirió a un tubo de citometría de flujo, seguida de la adición de 5 μL de FITC-Anexina V y 5 μL de yoduro propidio (PI). Tras un suave vórtice, la mezcla se incubaba durante 15 minutos a temperatura ambiente (25 °C) en la oscuridad. Finalmente, se añadieron 400 μL de buffer de unión 1x a cada tubo, y posteriormente se analizó la apoptosis celular utilizando un citómetro de flujo. Para la estrategia de gating, los eventos se activaron primero en dispersión directa (FSC) y dispersión lateral (SSC) para excluir residuos subcelulares y aislar la población intacta de células HL-1. Dentro de esta compuerta primaria, las células apoptóticas se cuantificaron mediante análisis de cuadrantes, con las células apoptóticas tempranas definidas como FITC-Anexina V⁺/PI⁻ y las células apoptóticas tardías definidas como FITC-Annexin V⁺/PI⁺.
Análisis estadístico
Cada experimento se realizó en triplicado y el análisis estadístico se realizó mediante software estadístico. Las diferencias entre dos grupos se analizaron utilizando la prueba t de muestras independientes; las diferencias entre tres o más grupos se analizaron utilizando ANOVA unidireccional seguida de la prueba post-hoc de Bonferroni. Los datos se expresan como media ± error estándar (SEM). P < 0,05 se consideró estadísticamente significativo.