Aumento estandarizado de la vejiga ileal para enterocistoplastia en ratas mediante laparotomía de línea media

Resumen

Este protocolo describe un modelo estandarizado de enterocistocantia en rata utilizando un parche ileal pedicularizado, vascularizado y destubulado, con desviación urinaria temporalmente externalizada mediante un tubo de cánula para lograr un aumento reproducible de vejiga.

Resumen

El aumento de vejiga utilizando segmentos intestinales sigue siendo un procedimiento reconstructivo fundamental para pacientes con vejiga de baja capacidad o poco flexible cuando las terapias conservadoras fracasan. A pesar de su relevancia clínica, el progreso experimental y el estudio en profundidad están limitados por la falta de protocolos estandarizados y reproducibles que modelen de forma fiable los principios quirúrgicos en un entorno preclínico controlado. Aquí presentamos un protocolo paso a paso de enterocistocestia en ratas que utiliza un parche ileal vascularizado y destubularizado como colgajo pedicular para complementar la vejiga nativa. El procedimiento incluye laparotomía mediana, exposición controlada y estabilización de la vejiga con suturas, desviación urinaria mediante un tubo de Foley canula exteriorizado, aislamiento de un segmento ileal corto con pedículo mesentérico intacto, destubulación y anastomosis sin tensión con la pared de la vejiga. Se pone énfasis en mantener la perfusión mesentérica, prevenir la torsión pedicular, asegurar una sutura estanca y asegurar la patencia del catéter, aspectos fundamentales para el éxito y la reproducibilidad del procedimiento. La validación intraoperatoria representativa mediante imagen hiperespectral (HSI) en ocho ratas no supervivencias demostró la oxigenación y perfusión del tejido preservado del segmento cóctel tras los pasos quirúrgicos clave, apoyando la viabilidad tisular al final de este procedimiento. Así, este protocolo proporciona un enfoque experimental estandarizado para la implementación quirúrgica reproducible de la enterocistocloplastia de rata. Las posibles aplicaciones posteriores del modelo incluyen la investigación de alteraciones metabólicas y electrolíticas, la susceptibilidad a infecciones, la producción de moco e inducción de displasia o malignidad, y aún están por abordar en futuras investigaciones de supervivencia.

Introducción

La función fisiológica de la vejiga urinaria es fundamental para mantener una alta calidad de vida, ya que la eficacia de almacenamiento y micción de orina son fundamentales para la continencia, el bienestar social y la salud general. Los trastornos que afectan a la función de la vejiga pueden provocar una morbilidad considerable, incluyendo incontinencia urinaria, infecciones recurrentes, insuficiencia renal y un impacto negativo profundo en la vida diaria.

Tanto las patologías congénitas como las adquiridas de la vejiga pueden causar un deterioro funcional significativo, lo que a menudo requiere intervención quirúrgica cuando los tratamientos conservadores y farmacológicos resultan insuficientes. Anomalías congénitas como las válvulas uretrales^{posteriores 1}, la estrobofa de vejiga y cloaca, y la epispadia ^2,3 se asocian frecuentemente con vejiga de baja capacidad y poco flexible, aumentando así el riesgo de deterioro de las vías urinarias superiores. De manera similar, las condiciones neurológicas, incluyendo mielodisplasia⁴, esclerosis^{múltiple 5} y lesión^{medular 6}, suelen provocar disfunción neurógena de la vejiga, afectando tanto los mecanismos de almacenamiento como de vaciado. Además, etiologías infecciosas como la tuberculosis⁷ y la esquistosomiasis⁸ pueden inducir fibrosis en la pared vesical, reduciendo la adherencia y predisponiendo a complicaciones secundarias. En casos refractarios, el aumento de vejiga sirve como una estrategia eficaz para mejorar la capacidad de almacenamiento, reducir la presión intravesical y preservar la función renal, mejorando en última instancia la calidad de vida y mitigando complicaciones a largo plazo.

Según las directrices de la Asociación Americana de Urología (AUA) sobre vejiga hiperactiva, el aumento de vejiga (enterocistocloplastia) está indicado para pacientes con capacidad vejigal disminuida, baja adherencia o hiperactividad del detrusor, refractarios al manejo^{conservador 9}. Descrita originalmente por Tizzoni y Foggi en 1888 usando un modelo^{canino 10} y posteriormente adaptada para uso humano por von Mikulicz en 1899-11, la enterocistoplastia sigue siendo el enfoque quirúrgico estándar para reducir las presiones de almacenamiento urinario y mitigar los riesgos de daño renal e incontinencia asociados a diversas disfunciones de la vejiga, incluyendo la vejiga neurogénica, la exstrofia vesical y las válvulas uretrales^{posteriores 12. 13}.

La técnica convencional de enterocistocloplastia consiste en bivalar la vejiga en el plano coronal o sagital hasta el trígono, seguida de la incorporación de un segmento intestinal¹² destubularizado. El íleon es el segmento intestinal más utilizado, típicamente extraído a 25-40 cm proximal de la válvula^{ileocecal 12}. Cuando el íleon no es adecuado, el colon sigmoide sirve como la alternativa^{preferida 12}.

Aunque este procedimiento ofrece durabilidad a largo plazo y altas tasas de satisfacción del^paciente, la introducción de tejido gastrointestinal en el tracto urinario presenta inconvenientes notables, incluyendo alteraciones metabólicas, formación de cálculos vesicales y un mayor riesgo de^{malignidad 15,16,17}.

Dadas estas posibles complicaciones, es fundamental realizar estudios controlados para explorar los mecanismos subyacentes, perfeccionar las técnicas quirúrgicas y evaluar materiales alternativos para la aumentación. Un modelo de roedores proporciona un entorno estructurado y reproducible para investigar estos aspectos, permitiendo a los investigadores analizar adaptaciones metabólicas tras la aumentación, incluyendo el equilibrio ácido-base y las alteraciones electrolíticas. Además, permite examinar la remodelación del tejido vesical a lo largo del tiempo, proporcionando información sobre la fibrosis, la regeneración urotelial y la integración de segmentos aumentados. Además, dado el mayor riesgo de malignidad asociado a la enterocistoplastia, un modelo de roedor ofrece la oportunidad de estudiar los cambios histopatológicos a lo largo del tiempo e identificar marcadores tempranos de carcinogénesis. Es importante destacar que dicho modelo también facilita la investigación en aplicaciones de biomateriales y ingeniería de tejidos, allanando potencialmente el camino para materiales alternativos de aumento con menores riesgos cancerígenos^{e inmunogénicos 12}.

Aunque se han reportado modelos experimentales de aumento de vejiga en roedores y otras especies, falta un protocolo paso a paso directamente comparable y estandarizado para la enterocistocestia ileal en ratas mediante laparotomía de línea media. Estudios anteriores con ratas establecieron la cistoplastia clásica de aumento como modelo experimental y describieron variantes como la enterocistocradia seromuscular y asistida por^láser 18,19,20. Trabajos posteriores abordaron cambios histopatológicos y bacteriológicos a largo plazo, desarrollo tumoral, fisiología del transporte y resultados funcionales, mientras que se exploraron modificaciones reconstructivas adicionales como el trasplante parcial de vejiga y el reemplazo fotodinámico de la mucosa intestinal por^urotelio 21,22,23,24,25,26,27 . En conjunto, estos estudios muestran que existen modelos de aumento de ratas, pero son heterogéneos en alcance y se centran principalmente en la viabilidad, secuelas biológicas, fisiología o modificaciones reconstructivas^específicas 18,19,20,21,22,23,24,25,26,27 . Por lo tanto, el objetivo de este trabajo es presentar una guía procedimental detallada para realizar enterocistocplastia estandarizada mediante laparotomía de línea media en ratas. El protocolo se ha establecido en un entorno no de supervivencia. Las aplicaciones que requieren observación a largo plazo son plausibles, pero podrían requerir adaptación de este protocolo a un entorno de estudio de supervivencia con recuperación postoperatoria y seguimiento longitudinal. Estos pueden incluir la evaluación de resultados funcionales, mecanismos de fallo postoperatorio, regeneración tisular a lo largo del tiempo o integración en ingeniería de tejidos.

El modelo actual fue diseñado para reproducir principios técnicos clave de la enterocistocografía clínica en un entorno controlado de rata, sin perder la posibilidad de su implementación experimental estandarizada. Se seleccionó un parche ileal destubularizado porque la destumularización reduce la contractilidad intrínseca intestinal y refleja mejor el principio reconstructivo comúnmente utilizado en la aumentación clínica. El uso de un segmento pedicularizado y vascularizado permite la preservación de la perfusión mesentérica y facilita la evaluación directa de la viabilidad tisular durante y después de la preparación del injerto. Se incorporó una desviación urinaria externalizada mediante un tubo de Foley para cánula para proporcionar un drenaje controlado de la vejiga durante el procedimiento y facilitar la evaluación intraoperatoria estandarizada del segmento reconstruido.

Protocolo

Todos los procedimientos animales descritos en este documento se llevaron a cabo en instalaciones acreditadas y han recibido la aprobación del comité institucional de cuidado y uso animal (IACUC) del Consejo Regional de Baden-Württemberg en Karlsruhe, Alemania (35-9185.81/G-62/23). Los animales experimentales se manejaron conforme a protocolos institucionales y conforme a la legislación alemana que regula el bienestar animal, así como siguiendo las directrices establecidas por el Consejo de la Comunidad Europea (2010/63/UE) y las directrices de ARRIVE. Se utilizaron ratas macho de Sprague-Dawley (n = 8), de entre 8 y 12 semanas y con un peso de 400 g, obtenidas de Janvier Labs, tras un periodo de aclimatación de una semana.

1. Anestesia y analgesia

1. Induce la anestesia colocando al animal en una cámara de inducción y usando isoflurano al 4 vol% diluido en oxígeno al 100% a un caudal de 5 L/min.
2. Para anestesia disociativa, analgesia y sedación, administrarse una inyección subcutánea de 100 mg/kg de ketamina (solución al 10%; equivalente a 0,35 mL para 400 g de peso corporal) y 4 mg/kg de xilazina (dilución 1:10 de solución al 2%; equivalente a 0,75 mL para 400 g)28,29,30,31 tras la pérdida del reflejo de enderezamiento. Administrar todos los agentes anestésicos y analgésicos en función de mg/kg de peso corporal.
   NOTA: Cualquier volumen de inyección declarado es ejemplo aproximado para ratas con un peso corporal de 400 g y debe calcularse individualmente para cada animal.
3. Confirma la profundidad del analgésico por la ausencia de una respuesta firme de pellizco en el dedo del pie usando pinzas y aplica pomada corneal para evitar la desecación corneal.
4. Conseguir analgesia adicional mediante una inyección subcutánea de 5 mg/kg de carprofeno (dilución 1:10 de solución al 5%; equivalente a 0,35 mL para 400 g).
5. Mantener la narcosis con isoflurano suplementario mediante una mascarilla neonatal según sea necesario durante toda la cirugía.
6. Realizar un control de temperatura intraoperatorio colocando al animal sobre una almohadilla térmica ajustada a 40°C. Además, coloca una sonda de temperatura rectal, pero no es obligatorio.
7. Proporcionar soporte líquido perioperatorio y postoperatorio mediante inyección subcutánea de solución salina isotónica de 37 °C de 25 mL/kg por hora (equivalente a 10 mL para 400 g), dividida en inyecciones cada 20 minutos. Esto debe incluir una inyección final tras el cierre abdominal, calculada para la narcosis restante esperada, que suele ser de 30 minutos.

2. Preparación del sitio de operación e instrumentos

1. Prepara la mesa de fregado con instrumentos y materiales, incluyendo:
   Pinzas de preparación atraumática
   Abrazaderas romas para el overholt
   Tijeras de preparación
   Sutura monofilamento 6-0 de doble brazo no reabsorbible
   Sutura 4-0 de polifilamento reabsorbible y rápido de un solo brazo
   Un catéter calibre 20 como catéter de Foley improvisado
   Hisopos de algodón humidificados
   Hisopos de gasa
   Solución isotónica de cloruro de sodio
2. Montar el animal sobre el aparato de exposición quirúrgica a roedores como se describe en publicaciones^{anteriores 30,31}. Afeitar la zona de acceso abdominal y esterilizarla realizando alternando triples exfoliaciones con etanol al 70% y hisopos antisépticos a base de povidona-yodo o clorhexidina, trabajando en círculos concéntricos desde el lugar de la incisión hacia fuera. Repite tres veces.
3. Cubre al animal con cortinas estériles y deja expuesto solo el campo quirúrgico.

3. Acceso quirúrgico mediante laparotomía de línea media

1. Realizar una laparotomía abdominal mediana de aproximadamente 5 cm con tijeras finas e incisar longitudinalmente la línea alba en la línea media para acceder a la cavidad peritoneal.
2. Utiliza ganchos de preparación y compresas húmedas para retraer la pared abdominal y exponer la cavidad peritoneal.

4. Identificación y preparación del intestino delgado y la vejiga urinaria (Figura 1)

1. Identificar el intestino delgado y movilizar suavemente un lazo usando pinzas de preparación atraumática y hisopos de algodón humidificados (Figura 1A.1).
2. Aproxima el lazo del intestino delgado a la vejiga para identificar un lugar adecuado
3. segmento del intestino delgado de aproximadamente 12 mm de longitud para el aumento (Figura 1A.2). Este debería ser el primer lazo intestinal mecánicamente adecuado de al menos 2 cm proximal a la unión ileocecal.
4. Moviliza la vejiga urinaria diseccionando el tejido conectivo circundante con tijeras de preparación (Figura 1B).
5. Coloque las suturas de tirante en las posiciones 3, 6, 9 y 12 en punto de la pared de la vejiga utilizando suturas monofilamentos 4-0 no reabsorbibles de un solo brazo (Figura 1C.1–1C.5).
6. Agarra la cúpula de la vejiga con pinzas atraumáticas y crea un defecto transversal de aproximadamente 4 mm entre las suturas de estay usando tijeras de disección (Figura 1D.1–1D.2).
7. Sustituye las 4 suturas de estay para que impliquen el borde cortado: pasa secuencialmente cada sutura. Una sutura a la vez, guía la aguja alrededor del margen de la incisión, da una mordida desde el lado luminal justo en el borde y luego sale por la capa seromuscular adyacente para hacer un lazo, retraerse y exponer el margen (Figura 1E.1–1E.6).

5. Colocación y fijación del tubo cánula Foley para desviación urinaria externa (Figura 1)

1. Insertar la cánula intravenosa (G20) a través del lumen de la vejiga y avanzarla desde el lado intraluminal a través de la pared abdominal hasta el exterior (Figura 1F.1–1F.3).
2. Retirar la cánula metálica del tubo mientras estabiliza el tubo con una pinza como catéter de Foley improvisado (Figura 1F.4–1F.5).
3. Para asegurar el tubo de Foley de la cánula a la piel, pasa una sutura monofilamentosa 4-0 no reabsorbible a través del lumen del tubo y anclala con un margen de seguridad adecuado desde la abertura externa para minimizar el riesgo de desplazamiento posterior (Figura 1G.1–1G.6).
4. Enjuagar el tubo de la cánula Foley con solución salina para confirmar la permeabilidad, utilizando el tubo de una segunda cánula intravenosa un tamaño más grande (por ejemplo, G18) que la cánula inicial (Figura 1G.1–1G.9).
5. Sutura el tubo de Foley de la cánula intravesicamente a la pared de la vejiga usando una sutura rápida y reabsorbible de polifilamento 4-0, manteniendo un margen de seguridad desde el cubo del tubo de la cánula para reducir el riesgo de desplazamiento accidental (Figura 1H.1–1H.4).
6. Sujeta el cubo del tubo de la cánula con pinzas y deséchalo del tubo con unas tijeras (Figura 1H.5–1H.7).
7. Coloque el tubo de Foley de la cánula en la vejiga (Figura 1H.8–1H.9).

Figura 1: Preparación del intestino delgado y vejiga con colocación de un tubo de cánula de desviación de orina externalizado Foley. (A) Identificación y aproximación del intestino delgado y la vejiga (A.1–A.2). (B) Movilización de la vejiga por disección del peritoneo (B.1–B.4). (C) Colocación de suturas de estay en la cúpula de la vejiga (C.1–C.5). (D) Disección de la pared de la vejiga (cistotomía) (D.1–D.2). (E) Sustitución de suturas de estay (E.1–E.6). (F) Colocación de la cánula para la desviación urinaria externa a través de la cistotomía (F.1–F.5). (G) Fijación del segmento externo del tubo de la cánula en la pared abdominal (G.1–G.9). (H) Fijación y colocación intravesical final de la punta del tubo de la cánula (H.1–H.9). (I) Ilustración esquemática que resume la preparación descrita y la colocación del tubo de cánula como un Foley. La gruesa línea punteada representa el intestino delgado. La fina línea punteada representa la vejiga. Los cuadrados negros representan la sección de imagen ampliada en la foto siguiente. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

6. Aislamiento del segmento del intestino delgado (Figura 2)

1. Coloque el lazo del intestino delgado sobre una gasa estéril, evalúe su movilidad hacia la vejiga urinaria y seleccione un segmento adecuado de aproximadamente 12 mm de longitud (Figura 2A.1–2A.4).
2. Transectar el segmento intestinal seleccionado desde el intestino restante preservando su suministro sanguíneo mesentérico y mantener la orientación correcta para evitar la posterior torsión del pedículo vascular (Figura 2B.1–1B.4).
3. Extrae suavemente el contenido residual luminal de ambos extremos del intestino transectado usando un hisopo de algodón (Figura 2C.1–2C.6).
4. Refleja ambas extremidades adyacentes del lazo del intestino delgado hacia arriba de modo que solo quede el segmento seleccionado en la gasa (Figura 2D–2E).

Figura 2: Identificación y aislamiento de un segmento del intestino delgado para el aumento de vejiga. (A) Movilización e identificación de un segmento adecuado para el aumento de vejiga (A.1–A.4). (B) Transección del segmento seleccionado del intestino delgado del lazo intestinal restante (B.1–B.4). (C) Evacuación de contenidos luminales residuales (C.1–C.4). (D) Separación y posición de los extremos oral y aboral del lazo restante del intestino delgado. (E) Segmento aislado del intestino delgado preparado para un aumento posterior. (F) Ilustración esquemática que resume la selección y aislamiento de segmentos. La gruesa línea punteada representa el segmento aislado del intestino delgado. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

7. Preparación del segmento intestinal y aumento de vejiga (Figura 3)

1. Abrir el segmento intestinal aislado a lo largo del borde antimesentérico con tijeras, creando así una zona destubulada de aproximadamente 12 mm × 8 mm (Figura 3A.1–3A.3).
2. Eliminar los bordes de las esquinas recién formados del injerto (Figura 3B.1–3B.3).
3. Proceder con la anastomosis del segmento del intestino delgado utilizando una sutura monofilament 6-0 de doble brazo. En la posición de las 12 en punto, pasar la aguja a través de la pared de la vejiga desde el lado extraluminal al intraluminal (Figura 3C.1–3C.2).
4. Pasa la aguja por la esquina inferior derecha del segmento del intestino delgado, desde el lado intraluminal hasta el extraluminal. Asegúrese de que la sutura de doble brazo se atraviese hasta aproximadamente su punto medio, ya que esto define el punto superior de anclaje (Figura 3C.3–3C.4).
5. Aprieta la sutura para aproximar el injerto intestinal a la vejiga, resultando en una rotación de aproximadamente 45° en sentido antihorario del segmento. Atar el nudo por el lado extraluminal (Figura 3D.1–3D.2) y pasar la segunda aguja alrededor del mesenterio del segmento intestinal para permitir la sutura circunferencial del injerto por ambos lados (Figura 3E.1).
6. Comenzar la anastomosis circunferencial del parche de aumento de vejiga: sutura secuencialmente el segmento intestinal en el defecto de vejiga usando una mordida de exterior a interior en el borde de la vejiga, seguida de una mordida de dentro a exterior a través del segmento intestinal, y después proceder con la siguiente puntada.
7. Liberar secuencialmente las suturas de estay (Figura 3E.1–3E.15). Utiliza mordidas un poco más grandes para la zona del intestino delgado que para la vejiga; sin embargo, se pretende que haya mucho más longitud que cubrir en el parche, de modo que el exceso de longitud del intestino delgado no suturado permanezca.
8. Tras completar el cierre circunferencial del defecto de vejiga, se ata un extremo de sutura. Utilizando la sutura restante, cierra la porción libre residual del segmento intestinal de forma cónica ("en forma de tapa puntiaguda") y ata la sutura (Figura 3F.1–3F.6).
9. Devuelve la vejiga a su posición anatómica y reposiciona el intestino, asegurando que el intestino no esté torcido (Figura 3G.1–3G.2).

Figura 3: Construcción del parche del intestino delgado y aumento de la vejiga circunferencial anastomosis. (A) Disección y preparación del segmento del intestino delgado (preparación del injerto) (A.1–A.3). (B) Excisión de los bordes de las esquinas del injerto (B.1–B.3). (C) Inicio de la anastomosis colocando el punto de anclaje entre el injerto y la abertura de la vejiga (C.1–C.4). (D) Fijación del punto de anclaje para alinear los márgenes del injerto y de la cistocomía (D.1–D.2). (E) Anastomosis circunferencial del parche de aumento de la vejiga hacia la pared de la vejiga (E.1–E.15). (F) Cierre del tejido restante del segmento del intestino delgado en una configuración cónica de capucha puntiaguda (F.1–F.6). (G) Reposicionamiento de los órganos a su posición anatómica (G.1–G.2). (H) Ilustración esquemática que resume la preparación del injerto y la anastomosis de aumento de vejiga. La gruesa línea punteada representa el segmento del intestino delgado. La fina línea punteada representa la abertura de la pared de la vejiga. La flecha blanca representa la aguja. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

8. Anastomosis de intestino delgado de extremo a extremo (Figura 4)

1. Utiliza la sutura monofilamento 6-0 de doble brazo no reabsorbible cortada por la mitad para la anastomosis. Pasa la aguja por el borde antimesentérico de ambos extremos intestinales. No aprietes el nudo todavía, sino que utiliza una técnica de paracaídas colocando una pinza en el segmento de sutura entre los extremos intestinales para preservar la visualización (Figura 4A.3–4A.6).
2. Coloque una sutura a través del borde mesentérico de ambos extremos intestinales y pinje de forma similar (Figura 4A.7–4A.10).
3. Colocar dos suturas a través de la pared anterior de ambos extremos del intestino delgado para facilitar el cierre posterior y asegurar los extremos con pinzas (Figura 4B.1–4B.4).
4. Refleja ambos extremos intestinales hacia arriba para exponer la pared posterior del intestino delgado. De forma análoga a la pared anterior, se colocan dos suturas a través de la pared posterior y se aseguran los extremos de la sutura con pinzas (Figura 4C.1–4C.4).
5. Una vez colocadas todas las suturas, se aten secuencialmente las seis suturas (Figura 4D.1–4D.6).
6. Cierra el defecto mesentérico con 2–3 suturas interrumpidas de polifilamento rápido y reabsorbible 4-0 para evitar herniaciones posteriores (Figura 4F.1–4F.8).

Figura 4: Anastomosis de extremo a extremo del intestino delgado y cierre de defectos mesentéricos. (A) Colocación de suturas de alineación en los bordes antimesentérico y mesentérico (A.1–A.10). (B) Colocación de dos suturas aproximadas de pared anterior (B.1–B.4). (C) Exposición de la pared posterior y colocación de dos suturas aproximadas de pared posterior (C.1–C.4). (D) Atado secuencial de las seis suturas para completar la anastomosis (D.1–D.6). (E) Anastomosis agrandada de extremo a extremo (E.1–E.2). (F) Cierre del defecto mesentérico con suturas interrumpidas para prevenir una hernia interna (F.1–F.8). (G) Ilustración esquemática de la anastomosis del intestino delgado de extremo a extremo. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

9. Pasos y consideraciones terminales

1. Cerrar la pared abdominal de forma multicapa bajo condiciones estériles, de acuerdo con los protocolos previamente^publicados 29,30,31.
2. Para procedimientos no de supervivencia o interrupción programada tras el seguimiento, se sacrifica a los animales bajo anestesia profunda mediante cardiectomía aguda, luxación cervical o decapitación con guillotina.
3. Si es necesario, extirpe la vejiga para una evaluación anatómica posterior (por ejemplo, evaluación del sitio de aumento de vejiga y anastomosis intestino-vejiga), análisis biomoleculares o imágenes histopatológicas.
4. Para ello, se elimina la vejiga aumentada en bloque mediante una disección cuidadosamente escalonada bajo visualización directa, con liberación suave de las adherencias circundantes, identificación de la vejiga nativa, parche intestinal aumentado y bordes anastomóticos, seguida de la transección de la salida distal de la vejiga y de las inserciones mesentéricas o intestinales adyacentes según sea necesario, evitando la compresión o distorsión de la muestra para preservar la arquitectura tisular para análisis posteriores.

Resultados

Para confirmar la viabilidad tisular tras este protocolo, se evaluaron la oxigenación y perfusión tisular en ocho ratas (Tabla 1). Antes de la enterocistoplastia, se realizaba imagen hiperespectral (HSI) del intestino delgado para visualizar la saturación de oxígeno tisular (StO₂) y la perfusión (NIR) (Figura 5A.1). Como control negativo, la hipoperfusión máxima se indujo mediante el pinzamiento de la aorta (Figura 5A.2<...

Discusión

Este trabajo proporciona un protocolo quirúrgico reproducible para enterocistoplastia en ratas mediante laparotomía de la línea media, canulación extracorpórea e incorporación de un segmento ileal destubularizado. La técnica sigue los principios descritos por Tizzoni y Foggi para el aumento de vejiga y los adapta a un modelo de roedor combinando anestesia precisa, preparación aséptica, canulación exteriorizada para desviación de orina y la extracción de un parche vascularizado en el inte...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
Atraumatic preparation forceps	Aesculap	FB395R	DE BAKEY ATRAUMATA atraumatic forceps, straight
Blunt overholt clamps	Aesculap	BJ012R	BABY-MIXTER preparation and ligature clamp, bent, 180 mm
Cannula tube foley for flusing and diversion	Mdk Mart	23-CA-CD-UL-CD	Cannula G18 (only the tube is used to flush the diversion cannula)
Carprofen	cp pharma	115	Carprofen 0,5% (5% with 50 mg/mL diluted 1:10) (Carprosol)
Cotton whool swabs	Amazon	ASIN: B0FPDB8ZGS	Non-sterile cotton whool swabs (autoclave for survival experiments)
Fast resorbable polyfilament 4-0 sutures	COVIDIEN	SV-494	Single-armed polyfilament surgical suture from resorbable polyglactin with one P-13 needle
Fixation rods	legefirm	‎500343896	Tuning forks used as y-shaped metal fixation rods
Foley catheter	B. Braun	4242010-02	20 Gauge 50 mm Introcan Safety 2 Catheter as diversion cannula
Gauze swabs	Medrull	ASIN: B09164D1JG	Sterile gauze swabs
Heating pad	Royal Gardineer	IP67	Royal Gardineer Heating Pad Size S, 20 Watt
Hyperspectral imaging camera system	Diaspective Vision	TIVITA Tissue Halogen	HSI system for validation
Isoflurane	Piramal Critical Care	PZN / EAN 09714675 / 4150097146757	100% isoflurane 250 mL
Isoflurane vaporizer	UNO ROESTVASTSTAAL BV	180000002	Isoflurane vaporizer
Isotonic sodium chloride solution	B. Braun	ASIN: B007PZJOQ4	0,9% sodium chloride solution
Ketamine	cp pharma	1202	Ketamine 10% (100 mg/mL)
Metal cannula	BD (Beckton, Dickinson)	301300	BD Microlance 3 cannula 20 Gauge as preparation hooks
Neontal face mask	asia connection	ME03016-0	Neontal face mask size #0 for neonate
Non-resorbable monofilament 4-0 sutures	COVIDIEN	SP-670	Single-armed monofilament surgical suture from non-resorbable poly-propylene with one C-16 needle
Non-resorbable monofilament 6-0 sutures	COVIDIEN	VP-733-X	Double-armed monofilament surgical suture from non-resorbable poly-propylene with two CV-22 needles
Ophthalmic ointment	Bayer Vital GmbH	1578681	5% dexpanthenol
Plastic perfusor tube	M. Schilling GmbH	S702NC150	Connecting tube COEX 150 cm
Preparation scissors	Aesculap	BC177R	JAMESON preparation scissors, bent, fine model, blunt/blunt, 150 mm (6")
Rat induction chamber	wpiinc	EZ-1785	Induction chamber for narcosis
Steel plate	Maschinenbau Feld GmbH	C010206	Galvanized sheet plate, 40 x 50 cm, thickness 4.0 mm
Xylazine	cp pharma	1206	Xylazine 0,2% (2% with 20 mg/mL diluted 1:10) (Xylavet)