Un procedimiento repetitivo de pérdida de peso para establecer un modelo murino de lesión cerebral traumática crónica

Resumen

Se presenta un protocolo para establecer un modelo ratón de lesión cerebral traumática leve y cerrada repetitivo para estudiar los mecanismos subyacentes al comportamiento depresivo crónico en ausencia de lesiones cerebrales estructurales graves.

Resumen

La lesión cerebral traumática (LCT) puede provocar cambios neuropatológicos persistentes y secuelas neuropsiquiátricas a largo plazo. Durante la recuperación, una proporción considerable de pacientes desarrolla alteraciones afectivas, incluyendo síntomas depresivos y molestias relacionadas con el sueño, incluso cuando la tomografía computarizada rutinaria o la resonancia magnética no muestran anomalías estructurales evidentes. Se necesitan modelos experimentales que reproduzcan estas características para investigar los mecanismos subyacentes a los síntomas neuropsiquiátricos postraumáticos crónicos. Aquí presentamos un protocolo para establecer un modelo de ratón con lesión cerebral cerebral leve y repetitiva con trauma cerebral cerrado para estudiar los mecanismos subyacentes al comportamiento depresivo crónico en ausencia de lesiones cerebrales macroscópicas y resonancias magnéticas ponderadas en T2. En este método, el cráneo intacto queda expuesto y sometido a impactos repetidos utilizando parámetros definidos de caída de peso durante cinco días consecutivos. Bajo las condiciones descritas aquí, el procedimiento produce una lesión de cabeza cerrada sin fractura grave de cráneo ni contusión focal macroscópica. Tras un intervalo posterior a la lesión, los ratones muestran comportamientos similares a los depresivos sin mostrar anomalías estructurales focales evidentes en el examen macroscopico o en la resonancia magnética ponderada en T2 bajo las condiciones utilizadas en este estudio. Este protocolo proporciona un enfoque experimental para estudiar conductas crónicas similares a la depresión tras una lesión cerebral traumática leve repetitiva y para evaluar posibles intervenciones terapéuticas.

Introducción

Sin embargo, dado que el paradigma actual proporciona principalmente un impacto lineal a un ratón con la cabeza fija, debe interpretarse como un modelo de rmTBI de cabeza cerrada optimizado para estudiar resultados afectivos crónicos, en lugar de una imitación biomecánica directa de una conmoción cerebral deportiva o una lesión menor de tráfico." La lesión cerebral traumática (LCT) es actualmente una de las principales causas de morbilidad y mortalidad relacionadas con el trauma, imponiendo una carga médica y económica considerable a las familias y a la sociedad ^1,2. Cabe destacar que el daño al sistema nervioso central tras un TCE no es transitorio; Normalmente evoluciona de forma crónica y progresiva. Un estudio sobre el TCE reveló que, incluso 18 años después de la lesión, la activación microglial persiste, y la neuroinflamación crónica prolongada sigue causando un deterioro neural^{severo 3}. Los datos epidemiológicos indican que entre un 28% y un 32% de los pacientes desarrollan trastornos afectivos graves durante la prolongada fase⁴ de recuperación. En este artículo, la RMI se refiere al paradigma de inducción de lesiones cerebrales traumáticas leves y repetitivas, mientras que la fase crónica posterior a la lesión, caracterizada por alteraciones persistentes en el comportamiento, se denomina aquí lesión cerebral traumática crónica (TCE-C). El término c-TBI se utiliza aquí para describir el estado crónico post-lesión caracterizado por alteraciones persistentes en el comportamiento tras la RMTL, en lugar de un paradigma de lesión distinto. Este uso es conceptualmente coherente con nuestro trabajo previo que demuestra que el TCE experimental puede evolucionar como un proceso crónico progresivo asociado a anomalías histopatológicas y conductuales a largo plazo.

Estas secuelas neuropsiquiátricas crónicas comprometen gravemente la calidad de vida y los resultados funcionales^{de los pacientes 5}. Sin embargo, la patogénesis exacta que subyace a estos trastornos afectivos secundarios sigue siendo esquiva, y las opciones de tratamiento clínico son muy limitadas. Por lo tanto, investigar los mecanismos de comportamientos depresivos inducidos por el TCE y la identificación de objetivos terapéuticos precisos es una necesidad clínica urgente y de gran importancia práctica.

Para esclarecer los mecanismos patológicos de la LCT, los investigadores han desarrollado varios modelos animales, entre los cuales el modelo de impacto cortical controlado (CCI) es actualmente uno de los más^{utilizados 6,7}. La CCI permite un control preciso de los parámetros de impacto para generar lesiones focales altamente reproducibles. Sin embargo, tanto los modelos de CCI como los tradicionales de lesión por percusión fluida (FPI) suelen requerir una craneotomía. Estos enfoques son especialmente útiles para estudiar la contusión focal, la pérdida de tejido y las respuestas neuroinflamatorias graves relacionadas con lesiones, pero tienden a simular un LCT abierto severo, que difiere significativamente de las presentaciones clínicas más comunes de lesiones cerebrales cerradas leves, como las conmociones cerebrales relacionadas con^{el deporte 8,9}. De forma crucial, la necrosis del tejido cerebral, las cicatrices gliales y la cavitación en fase avanzada causadas por craneotomía e impacto presentan dos limitaciones principales. En primer lugar, los déficits estructurales graves suelen inducir disfunción motora, lo que confunde directamente la evaluación precisa de los resultados conductuales. Segundo, la pérdida física de tejido corta las proyecciones neuronales a largo alcance. Como se demostró en estudios previos utilizando el modelo de LCT inducido por CCI, los ratones presentaron contusiones cerebrales focales^{significativas 4}. Esta alteración estructural dificulta gravemente la aplicación de técnicas neuroanatómicas avanzadas, como el trazo viral, lo que hace que sea en gran medida inviable investigar los síntomas psiquiátricos y sus circuitos neuronales asociados. Por tanto, aunque estos modelos siguen siendo valiosos para estudios de LCT grave o focal, pueden ser menos adecuados cuando el objetivo es investigar anomalías afectivas crónicas tras lesiones cerebrales cerradas leves y repetidas, especialmente cuando la preservación de la integridad estructural es importante para análisis conductuales y a nivel de circuito.

Para superar las limitaciones de los modelos de LCT abierto grave mencionados, este estudio detalla un protocolo para establecer un modelo murino de lesión cerebral leve y leve repetitiva (RMTL) utilizando un método de caída de peso sobre el cráneo expuesto e intacto sin craneotomía. Este protocolo emplea parámetros de impacto precisamente definidos: una altura de caída de 25 cm y un peso de 20 g. El lugar de impacto se dirigió a 2 mm a la izquierda de la sutura sagital y 2 mm posterior a la sutura coronal, utilizando una punta metálica curva de impactador con un diámetro de 4 mm para asegurar la precisión y uniformidad de la fuerza del impacto. Además, la frecuencia específica de impactos repetitivos durante cinco días consecutivos garantiza la estabilidad de alteraciones patológicas crónicas. Evaluaciones exhaustivas que incorporan resonancia magnética, histopatología y ensayos conductuales demuestran que este modelo murino presenta comportamientos depresivos significativos mientras preserva la integridad estructural macroscópica del cerebro, sin contusiones focales evidentes ni déficits motores. Este perfil fenotípico recoge características conductuales seleccionadas de lesiones cerebrales leves repetitivas, incluyendo cambios similares a los neuropsiquiátricos a pesar de no haber anomalías estructurales evidentes en neuroimagen^rutinaria 10,11,12,13. Sin embargo, dado que el paradigma actual proporciona principalmente un impacto lineal a un ratón con la cabeza fija, debe interpretarse como un modelo de rmTBI de cabeza cerrada optimizado para estudiar resultados afectivos crónicos, en lugar de un simulador biomecánico directo de una conmoción cerebral deportiva o una lesión menor de tráfico.

Protocolo

Todos los procedimientos animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso Animal del Instituto de Inteligencia Artificial, Centro Nacional Integral de Ciencias de Hefei (Aprobación, nº IAI2024071004). Todos los procedimientos se realizaron conforme a las directrices institucionales y nacionales para el cuidado y uso de animales de laboratorio. Un diagrama esquemático del protocolo experimental se muestra en la Figura 1. Se pueden utilizar equipos equivalentes de otros fabricantes, siempre que se mantengan las características críticas de rendimiento, como el peso de impacto de 20 g, la altura de caída de 25 cm, el diámetro de la punta del impactador de 4 mm, la entrega fiable de isoflurano y ajustes de resonancia magnética comparables a los utilizados aquí. Los reactivos y el equipo utilizado se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación animal

1. Preparad a los animales.
   1. Utiliza ratones machos C57BL/6N de entre 8 y 10 semanas y que pesen entre 20 y 25 g.
   2. Aloja a los ratones en jaulas ventiladas individualmente (IVC) en una instalación específica para animales libres de patógenos (SPF). Proporciona comida y agua al volonte y mantén un ciclo de 12 horas de luz y 12 horas de oscuridad bajo temperatura y humedad controladas.
   3. Aclimatar a los ratones a la sala de alojamiento antes del experimento y realizar revisiones de salud rutinarias conforme a los procedimientos institucionales de cuidado animal.
2. Asigna los grupos.
   1. Asigna aleatoriamente a los ratones al grupo Naive, al grupo Sham y al grupo c-TBI. Los investigadores responsables de la interpretación de resonancias magnéticas, la evaluación patológica macroscópica y la puntuación conductual/análisis de datos quedaron ciegos ante la asignación en grupo.
   2. Anota el número de identificación del animal y la asignación grupal antes de la primera sesión de lesiones.

2. Preparación para cirugía y anestesia

1. Prepara los instrumentos quirúrgicos y el sistema de anestesia.
   1. Prepara un bisturí estéril equipado con una hoja nº 11, hisopos de algodón estériles, solución fisiológica estéril, solución de povidona-yodo al 10%, sutura monofilamento de polipropileno no absorbible 5-0, cinta adhesiva y ungüento oftálmico con clortetraciclina.
   2. Esteriliza los instrumentos quirúrgicos antes de usarlos, colócalos en un campo quirúrgico limpio y mantén la técnica aséptica durante todo el procedimiento. Lleva el equipo de protección personal adecuado, incluidos guantes, bata de laboratorio y protección ocular.
   3. Prepara una almohadilla termostatática y ajusta a 37 °C ± 0,5 °C.
   4. Conecta la cámara de inducción y el cono nasal al sistema de anestesia de gases de laboratorio para animales.
   5. Ajusta el caudal de oxígeno entre 0,5 y 1,0 L/min y prepara el vaporizador de isoflurano para inducción y mantenimiento. Realiza anestesia en un área bien ventilada o utiliza un sistema aprobado para la eliminación de gases residuales.
2. Prepara al ratón para la cirugía.
   1. Administrar buprenorfina HCl (0,1 mg/kg, intraperitoneal) 30 minutos antes de la anestesia y la cirugía conforme al protocolo animal aprobado.
   2. Coloca al ratón en la cámara de inducción e induce anestesia con isoflurano. Ajusta el vaporizador entre un 3% y un 5% para inducción y vigila al ratón continuamente hasta que se pierda el reflejo de enderezamiento y cese el movimiento espontáneo de las extremidades. No excedas el 5% de isoflurano durante la inducción.
   3. Transfiere el ratón a un marco estereotáxico en posición prona y mantenga la anestesia a través de un cono nasal. Reduce la configuración del vaporizador a 1%–2% para mantenimiento, manteniendo el caudal de oxígeno entre 0,5 y 1,0 L/min.
      1. Durante el procedimiento, mantener una frecuencia respiratoria estable de aproximadamente 60–100 respiraciones/minuto. Si la frecuencia respiratoria baja de 60 respiraciones/minuto o la respiración se vuelve superficial o irregular, reduce inmediatamente la concentración de isoflurano, proporciona un calentamiento de apoyo y retrasa el impacto hasta que se reanude la respiración estable. No excedas el 2% de isoflurano durante el mantenimiento.
   4. Confirmar la anestesia adecuada sin reflejo de retirada pedal, asegurar la cabeza con las barras auriculares del marco estereotáxico sin dañar las membranas timpánicas (Figura 2A) y mantener al ratón en posición prona. Si no se puede lograr una anestesia adecuada dentro de los rangos de inducción y mantenimiento establecidos, o si ocurre una depresión respiratoria excesiva, excluir al animal de esa sesión de lesión.
   5. Aplicar pomada oftálmica con clortetraciclina en ambos ojos, afeitar el cuero cabelludo y desinfectar el lugar quirúrgico con una solución de povidona-yodo al 10%.

3. Establecimiento del modelo de lesión cerebral traumática leve repetitiva

1. Exponed el cráneo.
   1. Realizar una incisión longitudinal en la línea media, de aproximadamente 0,5 cm a 1 cm de longitud, en el cuero cabelludo utilizando un bisturí estéril equipado con una hoja nº 11.
   2. Disecciona de forma directa el tejido subcutáneo y el periostio con pinzas estériles o hisopos de algodón para exponer completamente el cráneo sin arañar la superficie ósea.
   3. Limpia la superficie del cráneo con un hisopo de algodón estéril humedecido con solución fisiológica para visualizar los puntos de referencia craneales, incluyendo el bregma y la sutura coronal.
2. Prepara el dispositivo de impacto.
   1. Instala una punta metálica curva de 4 mm de diámetro en el dispositivo de caída de peso en caída libre.
   2. Ajusta la altura de caída a 25 cm y usa un peso de impacto de 20 g (Figura 2B).
3. Da el impacto.
   1. Identificar el lugar de impacto en un punto a 2 mm a la izquierda de la sutura sagital y 2 mm posterior a la sutura coronal en la superficie del cráneo (Figura 2C).
   2. Alinea la punta del impactador verticalmente sobre el sitio objetivo, bájala suavemente hasta que toque la superficie del cráneo y asegúrate de que la punta permanezca centrada y perpendicular al cráneo antes de soltar el peso.
   3. Libera el peso de 20 g desde una altura de 25 cm para lograr un solo impacto.
   4. Para el grupo Naive, no realicéis anestesia ni cirugía. Para el grupo simulado, administra anestesia y haz una incisión en el cuero cabelludo, pero no realices el impacto.
4. Sutura la incisión y proporciona cuidados postoperatorios.
   1. Retira la punta del impactador inmediatamente después del impacto e inspecciona el lugar quirúrgico.
   2. Cierra la incisión del cuero cabelludo con una sutura interrumpida de monofilamento de polipropileno no absorbible 5-0 y desinfecta el lugar de la incisión con una solución de povidona-yodo al 10%.
   3. Coloque el ratón sobre una almohadilla termostatática mantenida a 37 °C ± 0,5 °C, monitorea la respiración hasta recuperar completamente la conciencia y caminar libremente, y luego devuelvo al ratón a su jaula de casa.
      NOTA: La recuperación se define por el regreso de la respiración espontánea regular, la recuperación del reflejo de enderezamiento y la marcha espontánea. La apnea aguda y la hemorragia visible deben monitorizarse inmediatamente después de cada impacto y durante la recuperación temprana. Los animales que presentan apnea prolongada, hemorragia visible, que no recuperen el reflejo de enderezamiento en los 10 minutos posteriores a la suspensión del isoflurano o que no se deambulen espontáneamente en 15 minutos deben ser excluidos de procedimientos adicionales y gestionados según el protocolo animal aprobado.
   4. Desecha las cuchillas y agujas usadas en un recipiente aprobado para objetos punzantes. Eliminar los desechos animales y materiales contaminados conforme a las normativas institucionales de bioseguridad.
5. Repite la lesión.
   1. Repite los pasos 3.1–3.4 cada 24 horas durante 5 días consecutivos para lograr un total de 5 impactos.
   2. Controla el peso corporal y la actividad de forma continua durante todo el periodo de recuperación postoperatorio. Excluir a los animales de análisis posteriores si desarrollan fractura craneal, hemorragia visible, convulsión, círculos persistentes o incapacidad para alimentarse o beber de forma independiente.

4. Adquisición de imágenes por resonancia magnética

NOTA: En este estudio, la resonancia magnética se realizó el día 7 después de la lesión final. Los ratones fueron escaneados bajo anestesia con isoflurano y no fueron sacrificados antes de la imagen. La recogida de tejido se realizó tras la imagen según el calendario experimental.

1. Prepara al animal para la resonancia magnética.
   1. Anestesiar al ratón con isoflurano y colócalo en una cama compatible con resonancia magnética equipada con un cono nasal.
   2. Monitoriza la respiración durante toda la exploración y mantén la temperatura corporal en 37 °C ± 0,5 °C.
2. Adquiere imágenes ponderadas en T2
   1. Adquiere imágenes en un imán superconductor de 9,4 T con un diámetro de 30 cm y un sistema de gradiente con una intensidad máxima de gradiente de 1000 mT/m y una velocidad máxima de variación de 10000 T/m/s.
   2. Utiliza una bobina de volumen de 86 mm para la transmisión por radiofrecuencia y una bobina de superficie plana de 15 mm para la recepción de señales.
   3. Adquirir imágenes de eco rápido de spin multi-corte ponderadas en T2 y ponderadas en T2 usando los siguientes parámetros: tiempo de repetición = 3000 ms, tiempo de eco = 46,34 ms, longitud del tren de eco = 13, ancho de banda receptor = 220 Hz/píxel, campo de visión = 20 × 20^{mm 2}, matriz de adquisición = 208 × 208, grosor de corte = 0,5 mm, espacio de corte = 0 mm y número de excitaciones = 2.
   4. Consigue 30 rodajas para cubrir todo el cerebro. Utiliza un tiempo total de adquisición de 1 min 33 s. En el presente estudio, la resonancia magnética ponderada por T2 se utilizó únicamente para la evaluación cualitativa. No se realizó ningún análisis cuantitativo de resonancia magnética.
      NOTA: Las imágenes de la resonancia magnética fueron revisadas cualitativamente por un investigador que no se veía ante la asignación grupal.

5. Evaluación de la neuropatología macroscópica

1. Realizar la recogida de tejidos.
   1. Anestesiar profundamente al ratón según el protocolo animal aprobado.
   2. Abrir la cavidad torácica, exponer el corazón, insertar una aguja de perfusión en el ventrículo izquierdo e incisar la aurícula derecha.
   3. Perfundir con solución fisiológica normal y luego con paraformaldehído (PFA) al 4%. Realiza todo el procedimiento de perfusión en una campana extractora certificada y evita el contacto directo de piel o ojos con PFA. Eliminar tejidos y residuos líquidos en cumplimiento de las normativas sobre residuos peligrosos y bioseguridad.
   4. Recoge el cráneo y el cerebro intacto y captura imágenes macroscópicas usando una cámara de alta resolución.
      NOTA: La evaluación patológica macroscópica fue realizada por un investigador cegado ante la asignación grupal.

6. Controlar el peso corporal

1. Anota el peso corporal.
   1. Pesa cada ratón antes de la primera sesión de lesión y en los días 1, 3, 7, 14, 21 y 30 después de la lesión, y registra los valores para evaluar el estado general de salud a lo largo del tiempo.

7. Realizar la prueba de caminata por haz

1. Prepara el aparato.
   1. Utiliza una viga horizontal de madera de 1 m de largo y 1 cm de ancho y suéltala a 30 cm del suelo.
2. Coordinación motora de prueba.
   1. Coloca el ratón en el extremo inicial del haz, deja que se desplace hasta el extremo y registra el tiempo necesario para cruzar el haz.
   2. Realizar la prueba antes de la lesión y en los días 1, 3, 7, 14, 21 y 30 después de la lesión.
      NOTA: Los ensayos conductuales estaban programados para minimizar los efectos de transferencia entre pruebas. Debido a que la prueba de suspensión de cola (TST) y la prueba de natación forzada (FST) son más estresantes que la prueba de campo abierto (OFT), se realizaron primero, seguidas por el OFT y el laberinto Barnes en momentos posteriores. Esta secuencia se seleccionó para reducir posibles confusiones por habituación previa o exposición exploratoria repetida durante evaluaciones conductuales posteriores.

8. Realización de la prueba de suspensión de cola

1. Prepara el aparato.
   1. Realiza la prueba el día 7 tras la lesión y coloca un cilindro de Plexiglás sobre la cola para evitar que la cola trepara. Utiliza un cilindro de 4 cm de largo con un diámetro exterior de 1,6 cm, un diámetro interior de 1,2 cm y un peso de 1,6 g.
2. Registra el comportamiento.
   1. Fija la cola a la caja de suspensión con cinta adhesiva, asegúrate de que el ratón no pueda llegar al fondo de la caja y suspende el ratón durante 3 minutos.
   2. Graba toda la sesión con una cámara de alta resolución y analiza manualmente el tiempo de movilidad y el tiempo de inmovilidad a partir del vídeo grabado por un observador cegado.

9. Realizar la prueba de natación forzada

1. Prepara el aparato.
   1. Realizar la prueba el día 10 tras la lesión y llenar un cilindro transparente de 25 cm de alto y 15 cm de diámetro con agua mantenida a 23–25 °C. Utiliza una profundidad de agua que impida que la cola y las patas traseras toquen el fondo.
2. Registra el comportamiento.
   1. Coloca el ratón en el agua durante 6 minutos y graba toda la sesión con una cámara de alta resolución.
   2. Analizar manualmente los últimos 4 minutos de la grabación por un observador cegado y cuantificar el tiempo de movilidad y el tiempo de inmovilidad.
   3. Define inmovilidad como solo los movimientos mínimos necesarios para mantener la cabeza fuera del agua.

10. Realización de la prueba de campo abierto

1. Prepara el aparato.
   1. Realiza la prueba el día 14 tras la lesión en una habitación tranquila bajo iluminación constante. Este último momento fue seleccionado para proporcionar separación de las sesiones anteriores de TST y FST y así reducir la acumulación de estrés agudo en la OFT.
   2. Utiliza una caja de campo abierto que mide 40 cm × 40 cm × 40 cm.
2. Registrar y analizar el comportamiento exploratorio.
   1. Coloca el ratón en el centro de la arena y déjalo explorar libremente durante 6 minutos.
   2. Haz un seguimiento del comportamiento durante 6 minutos usando un software de seguimiento y análisis de conductas. Calibra las dimensiones de la arena en el software para que coincidan con el aparato de 40 cm × 40 cm y divide la arena virtualmente en una cuadrícula de 5 × 5.
   3. Define los 16 cuadrados exteriores como la zona periférica y los 9 cuadrados interiores como la zona central. Pon el color del animal más oscuro que el color de fondo. Rastrea solo el cuerpo del animal; No sigas la cabeza ni la cola. Captura manualmente el fondo.
   4. Utiliza el software para medir la velocidad media, el tiempo pasado en la zona central, el tiempo en la zona periférica y la distancia total recorrida durante todo el periodo de prueba.
   5. Limpia y desodoriza el aparato antes y después de cada prueba para eliminar las señales olfativas.

11. Interpretando el laberinto de Barnes

1. Prepara el aparato.
   1. Comienza la evaluación del laberinto Barnes el día 30 tras la lesión.
   2. Utiliza una plataforma circular de acero inoxidable de 1 m de diámetro con 20 agujeros espaciados uniformemente.
   3. Coloca la caja de escape bajo un agujero objetivo designado, coloca señales visuales alrededor del laberinto y mantén la ubicación constante del agujero objetivo en todas las pruebas.
2. Realización de la fase de formación
   1. Activa ruido blanco de 90 dB como estímulo aversivo durante el entrenamiento.
   2. Coloca el ratón bajo un cilindro transparente en el centro de la plataforma durante 120 s.
   3. Quita el cilindro y deja que el ratón explore hasta 180 segundos.
   4. Registra una prueba exitosa cuando las cuatro patas entren en la caja de escape.
   5. Guía el ratón hacia la caja de escape si no localiza el objetivo en 180 s y registra la latencia como 180 s.
   6. Deja que el ratón permanezca en la caja de escape durante 60 segundos.
   7. Repite la prueba de entrenamiento una vez tras un intervalo de 4–5 horas cada día de entrenamiento y continúa entrenando durante 4 días consecutivos.
3. Realizando el día de descanso y la fase de pruebas
   1. Suspende el entrenamiento durante un día después de la fase de entrenamiento.
   2. Coloca el ratón en el centro de la plataforma el día de la prueba y permite explorar hasta 180 s.
   3. Ajusta el diámetro del laberinto a 100 cm para calibrar la escala y asegúrate de que la arena de seguimiento esté centrada en el fotograma del vídeo. Pon el color del animal más oscuro que el fondo. Rastrea solo el cuerpo del animal; No sigas la cabeza ni la cola. Captura manualmente el fondo.
   4. Registra la latencia para entrar en la caja de escape, la velocidad media y la distancia total recorrida durante la sesión de prueba de 180 s utilizando un software de seguimiento y análisis conductual. Define la zona de escape en el software según la ubicación del agujero objetivo designado antes del análisis.

12. Análisis de datos

1. Prepara el conjunto de datos.
   1. Compila los datos de comportamiento, imágenes y peso corporal en un software estadístico y de gráficos.
   2. Expresa los datos como la media ± el error estándar de la media (SEM).
2. Realizar análisis estadísticos.
   1. Analizar los datos longitudinales de peso corporal y caminata en haz en este estudio utilizando un modelo lineal de efectos mixtos con grupo, tiempo y su interacción como efectos fijos y animal como efecto aleatorio, seguido de pruebas de comparación múltiple post hoc cuando sea aplicable.
   2. Analizar los resultados del TST, FST, OFT y Barnes Labe utilizando ANOVA unidireccional ordinaria para datos distribuidos normalmente con varianzas homogéneas, seguido de la prueba post hoc de Tukey cuando la ANOVA global fue significativa. Para datos no paramétricos, utiliza la prueba de Kruskal-Wallis seguida de la prueba post hoc de Dunn.
   3. Informa de los valores exactos de p. siempre que esté disponible, junto con la estadística de prueba, grados de libertad y una medida de tamaño del efecto (R² para ANOVA unidireccional). Derivar todos los valores p reportados de las pruebas estadísticas especificadas anteriormente y realizar todos los análisis en el software estadístico y de gráficos.
   4. Fija la significación estadística en p. < 0,05.

Resultados

Imagen y evaluación neuropatológica de ratones con LCT

Para evaluar el estado general de salud y la función motora basal de los animales, se monitorizaron el peso corporal y el rendimiento en la caminata de barra según la cronología mostrada en la Figura 1. Las diferencias longitudinales de grupos se analizaron utilizando un modelo lineal de efectos mixtos con el animal como efecto aleatorio. Antes de la modelizac...

Discusión

Este estudio detalla un protocolo experimental estandarizado para establecer un modelo murino de lesión cerebral traumática leve repetitiva (rmTBI) utilizando un método repetido de caída de peso en caída libre. Al asegurar al ratón expuesto al cráneo en un aparato estereotáxico y aplicar impactos repetidos a coordenadas definidas usando un peso de 20 g que se redujo desde una altura de 25 cm durante cinco días consecutivos, se indujo un fenotipo conductual caracterizado por un comportami...

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo

Nombre	Empresa	Número de catálogo	Comentarios
5-0 nonabsorbable polypropylene monofilament suture	Jinhuan Medical	I303	cierre de heridas
Máquina de anestesia	RWD Life Science	R550	construcción de modelos animales
Software de seguimiento conductual ANY-maze	Stoelting	Versión 7	software de comportamiento
Laberinto Barnes	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XB108	software de comportamiento
Biorender	BioRender	https://biorender.com	software de dibujo para investigación científica
Buprenorfina	Sigma-Aldrich	Y0001108	analgesia postoperatoria
Afeitadora eléctrica	AUX	AUX-C5-1	depilación preoperatoria
Prueba de natación forzada	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XQX201	software de comportamiento
GraphPad Prism 9.5	La Jolla	9.5	software estadístico
Isoflurano	RWD Life Science	R510-22-10	construcción de modelos animales
Ratones	Charles river	C57/6N	animal experimental
Prueba de campo abierto	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XZ301	software de comportamiento
Pomada oftálmica	BEIJING TWINLUCK PHARMACEUTICAL	H11021342	prevenir el secado de la córnea durante la anestesia
Paraformaldehído (PFA), 4%	Biosharp	BL539A	perfusión y fijación de tejidos
Solución de fosfato tamponada (PBS)	Biosharp	BL1425A	perfusión y lavado de tejidos
Solución de povidona yodada, 10%	Beyotime	27883-25g	desinfección de la piel antes de la cirugía
Sistema de resonancia magnética preclínico	United Imaging Life Science Instrument	uMR9.4T	software de imágenes
Cuchilla de bisturí No. 11	Jinhuan Medical	K3-11	incisión de la piel durante la cirugía
Mango de bisturí	Jinhuan Medical	K6-10	usado con la cuchilla de bisturí No. 11
Instrumento de estereotaxis	RWD Life Science	68025	construcción de modelos animales
Gasa estéril	HYNAUT	BK05	control de sangrado y limpieza quirúrgica
Prueba de suspensión de la cola	Shanghai Xinruan Information Technology	XR-XQX201	software de comportamiento
Impactador de caída de peso	RWD Life Science	68093	construcción de modelos animales