Artículo de método

Un modelo murino de endometriosis utilizando marcaje de nanopartículas de sílice Ex vivo Cy5.5 dopadas con tinte para la visualización de lesiones

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DOI:

10.3791/72070

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4 de agosto de 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Obstetrics, Gynecology and Women’s Health, University of Missouri, 2Department of Biomedical Engineering, Institute for Quantitative Health Science and Engineering, Michigan State University

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Este estudio demuestra la inducción de la endometriosis mediante marcaje ex vivo con nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5, permitiendo la visualización fluorescente de lesiones endometrióticas sin manipulación genética.

Resumen

La endometriosis es un trastorno ginecológico común caracterizado por el crecimiento de tejido similar al endometrio fuera de la cavidad uterina, lo que provoca inflamación crónica, dolor pélvico e infertilidad. Modelos murinos fiables son esenciales para investigar los mecanismos moleculares, hormonales, inmunológicos y ambientales que subyacen al desarrollo y progresión de la enfermedad. Los métodos convencionales para identificar lesiones endometrióticas suelen depender de ratones reporteros fluorescentes genéticamente modificados, que son lentos y costosos de generar. Aquí presentamos un enfoque sencillo y no genético para inducir y visualizar la endometriosis en ratones mediante el marcaje ex vivo de fragmentos de tejido uterino donante con nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5 antes del trasplante. Las nanopartículas presentan propiedades fisicoquímicas favorables, alta estabilidad de fluorescencia y citotoxicidad mínima, lo que permite un marcado eficiente del tejido uterino sin comprometer los procedimientos experimentales. Tras la implantación intraperitoneal en ratones receptores, las lesiones endometrióticas marcadas con Cy5.5 pueden distinguirse fácilmente de los tejidos del huésped circundante mediante imagen por fluorescencia. Este protocolo proporciona un método reproducible y versátil para la visualización y seguimiento de lesiones, facilitando estudios de patogénesis endometriosis y la evaluación preclínica de estrategias diagnósticas y terapéuticas sin necesidad de manipulación genética.

Introducción

La endometriosis es una enfermedad ginecológica común en la que las células que recubren el endometrio crecen fuera del útero. Las lesiones endometrióticas resultantes conducen a una enfermedad inflamatoriacrónica 1, y las mujeres afectadas suelen experimentar dolor pélvico einfertilidad 2. La disfunción en las células estromales y epiteliales del endometrio mejora la supervivencia y el desarrollo de lesionesendometrióticas 3,4,5,6. Este trastorno común afecta aproximadamente al 11% de las mujeres solo en Estados Unidos. Es una causa principal de infertilidad y dolorpélvico 7, y su prevalencia aumenta al 50%–60% en mujeres con dolor pélvico crónicoe infertilidad 8,9,10,11,12,13. El coste anual estimado para diagnosticar y tratar la endometriosis supera los 22.000 millones de dólares en EstadosUnidos, 14,15. Los tratamientos actuales incluyen la extirpación quirúrgica de las lesiones o la inducción de un estado hipoestrogénico. Sin embargo, la recurrencia tras la cirugía es común, y las terapias existentes suelen ser ineficaces. El diagnóstico normalmente se establece únicamente mediante visualización quirúrgica y verificación histológica17,18. Además, la endometriosis suele no diagnosticarse o se diagnostica erróneamente, con un retraso diagnóstico de 9–11 años19,20. Este retraso impone una carga emocional y financiera significativa tanto a los pacientes como al sistemasanitario 20,21. Por ello, es urgente desarrollar métodos no invasivos tanto para el diagnóstico como para el tratamiento de la endometriosis.

Los modelos in vitro han avanzado la investigación sobre endometriosis. Sin embargo, siguen limitando su capacidad para replicar completamente la complejidad de la enfermedad. Un gran desafío radica en la naturaleza multifactorial de la endometriosis, que implica interacciones intrincadas entre hormonas, inflamación, células inmunitarias, nervios y diversos tipos celulares dentro de un entorno dinámico y tridimensional. Además, los sistemas in vitro no capturan las fluctuaciones naturales de las hormonas esteroides ováricas, lo que limita la capacidad de estudiar los efectos de la enfermedad en el tracto reproductor 21,22,23. Así, un modelo de endometriosis inducida utilizando ratones intactos proporciona una plataforma versátil para investigar los roles individuales e interactivos del sistemainmunitario 24, lashormonas 25,26 y los factoresambientales 27,28 en el desarrollo de la endometriosis y sus impactos en el tractoreproductor 29. Además, el uso de modelos de ratón transgénicos, en los que genes específicos se eliminan o sobreexpresan selectivamente en el endometrio, permite a los investigadores esclarecer los roles de diferentes vías moleculares en el desarrollo y progresión de la endometriosis. Sin embargo, distinguir con precisión las lesiones endometrióticas de los tejidos circundantes del huésped sigue siendo un desafío técnico importante.

Las nanopartículas de sílice dopadas con colorantes son sondas versátiles y robustas para el seguimiento celular y la bioimagen. Son fáciles de sintetizar, altamente dispersivos, fotosibles, biocompatibles y eficientes en el marcaje celular30,31. La columna vertebral de sílice estabiliza los fluoróforos hidrofóbicos dentro de la matriz, convirtiéndolos en reporteros moleculares fluorescentes eficientes y de alto rendimiento cuántico (QY). A lo largo de los años, estas nanopartículas de sílice fluorescente han sido ampliamente adoptadas como etiquetas brillantes y duraderas ex vivo para células y estructuras tisulares antes del trasplante y posterior obtención de imágenes in vivo 32,33,34,35. Aquí describimos un procedimiento detallado para la inducción de la endometriosis en ratones con marcaje ex vivo utilizando nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5, como se empleó en una publicaciónanterior 35, permitiendo su aplicación como marcadores de imagen estables para el seguimiento de lesiones.

Protocolo

Todos los procedimientos con animales fueron aprobados por el Comité Institucional de Cuidado y Uso Animal (IACUC) de la Universidad de Misuri (Protocolo Nº 65323) y se realizaron conforme a las directrices institucionales y a las normativas nacionales aplicables para el cuidado y uso de animales de laboratorio.

1. Preparación del conjugado Cy5.5-APTES

  1. Disolver 1 mg de éster de cianina 5,5-NHS en 100 μL de dimetilsulfóxido (DMSO) en un vial transparente de 11,1 mL con rosca de vidrio. Cubre inmediatamente el vial con papel de aluminio para proteger la solución de la luz.
    NOTA: El conjugado de Cy 5.5-APTES puede almacenarse a 4 °C a temperatura ambiente durante una semana.
  2. Añade 1 μL de (3-aminopropil)trietoxisilano (APTES) a la solución de colorante.
  3. Añade 0,5 μL de trietilamina (TEA) y mezcla inmediatamente para facilitar la reacción.
  4. Remueve la mezcla de reacción a 300 rpm a 30 °C en la oscuridad durante 24 horas para permitir el acoplamiento covalente entre Cy5.5 y APTES.
  5. Sella el frasco con su tapa y sigue protegiéndolo de la luz envolviéndolo con papel de aluminio.

2. Síntesis de nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5

  1. Añadir 1 μL de solución concentrada de amoníaco (28%) a un nuevo frasco de vidrio transparente roscado.
  2. Añade 8,5 mL de etanol absoluto (grado de biología molecular).
  3. Añadir 350 μL de tetraetil ortosilicato (TEOS).
  4. Añadir 15 μL de la solución preparada de Cy5.5-APTES a la mezcla de la reacción de síntesis de sílice.
  5. Remueve la mezcla de reacción a 500 rpm a temperatura ambiente en la oscuridad durante 24 horas para permitir la incorporación covalente del tinte en la matriz de sílice.

3. Purificación y dispersión

  1. Transfiere toda la mezcla de reacción a un tubo centrífuga de 15 mL.
  2. Prepara un tubo de balance que contenga un volumen igual de agua destilada para centrifugación.
  3. Centrifuga ambos tubos a 12.074 × g durante 10 minutos a 4 °C. Confirma que se ha formado un pellet visible en el fondo del tubo tras la centrifugación.
  4. Lava el pellet con 10 mL de etanol al 95% centrifugando a 12.074 × g durante 10 minutos a 4 °C. Repite este lavado 3 veces, resuspendiendo el pellet por sonicación durante aproximadamente 3–5 minutos entre lavados o hasta que se disperse completamente.
  5. Lava el pellet con 5 mL de agua destilada y centrífuga a 12.074 × g durante 10 minutos a 4 °C. Repite este lavado dos veces, resuspendiendo el pellet por sonicación durante aproximadamente 3–5 minutos entre lavados, o hasta que se disperse completamente.
  6. Resuspende el pellet en 5 mL de agua destilada por sonicación hasta que esté completamente dispersado (no se observan fragmentos sólidos que confirmen su dispersión). Confirma que la suspensión de partículas aparece visiblemente azul tras la dispersión completa.
  7. Transfiere la suspensión a un frasco de cristal, envuelve el vial con papel de aluminio para protegerlo de la luz y guárdalo a temperatura ambiente.
  8. Evalúa la dispersión y fluorescencia de partículas utilizando un sistema de imagen in vivo (IVIS). Utiliza una longitud de onda de excitación de 680 nm y una longitud de onda de emisión de 710 nm para Cy5.5.

4. Inducción de endometriosis mediante marcaje ex vivo con nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5

  1. Inyectar una ratona donante de 8 semanas (cepa: C57Bl6J X129Sv) por vía subcutánea con E2 (100 μL de 1 μg/mL en aceite de sésamo) una vez al día por la mañana durante tres días consecutivos para la sincronización hormonal.
  2. Eutanasiar al ratón donante mediante luxación cervical 6 horas después de la última inyección de E2 y extirpar el útero.
  3. Tritura el tejido uterino en aproximadamente 1mm 3 fragmentos en una placa de Petri usando unbisturí 30,36.
  4. Incubar los fragmentos de tejido uterino (45 mg) con nanopartículas de sílice dopadas con Cy5,5 al 20% (v/v) en una placa de 24 pozos que contenga medio RPMI-1640 completo (10% FBS) durante 3 horas a 37 °C y 5% deCO2.
  5. Anestesiar al ratón receptor (cepa: C57Bl6J X129Sv) con un 3% de isoflurano en oxígeno y realizar una incisión abdominal de 0,5 cm en la línea media.
    NOTA: Coloque al ratón en una cámara de inducción con isoflurano al 3% hasta que se logre la anestesia. Afeita el abdomen y transfiere el ratón a la plataforma quirúrgica. Coloca el cono nasal anestésico antes de comenzar la cirugía.
  6. Lava los fragmentos de tejido uterino marcados ex vivo con medio de cultivo a temperatura ambiente mediante centrifugación a 380 × g durante 2 minutos. Repite el lavado 3 veces.
  7. Bajo anestesia, realizar una incisión abdominal de 1 cm en la línea media en los ratones receptores. Suspender 45 mg de fragmentos de tejido marcados con Cy5,5 en 500 μL de PBS e inyectar la suspensión en la cavidad peritoneal usando una aguja calibre 20.
  8. Cierra el peritoneo con sutura absorbible y cierra la piel con clips para heridas. Coloca al ratón en un ambiente cálido y vigílalo hasta que se recupere de la anestesia.
  9. Eutanasiar al ratón mediante una luxación cervical en el punto final experimental seleccionado y recoger las lesiones endometrióticas.

Resultados

Las nanopartículas de sílice dopadas con colorante pueden utilizarse como sondas de imagen para aplicaciones de marcado celular. Las nanopartículas de sílice dopadas con colorante Cy5.5 (Cy5.5-SiNPs) se sintetizaron en dos pasos mediante un proceso de sol de sílice y funcionalizaron con el colorante fluorescente de cianí Cy5.5 usando química del silano (Figura 1). La microscopía electrónica de transmisión (TEM) reveló nanopartículas esféricas uniformes con diámetros de 156,67 ± 15,23 nm (Figura 1A). La dispersión dinámica de la luz (DLS) demostró que las nanopartículas sintetizadas (SiNPs y Cy5.5-SiNPs) eran coloidalmente estables, con diámetros hidrodinámicos (Hd) de 130,67 ± 3,20 nm (PDI = 0,152 ± 0,009) y 185,9 ± 5,44 nm (PDI = 0,14 ± 0,009), respectivamente (Figura 1B). Los potenciales zeta de los SiNPs desnudos y Cy5,5-SiNPs fueron −32,39 ± 3,55 mV y −50,53 ± 2,47 mV, respectivamente (Figura 1C). La espectroscopía de fotoluminiscencia (longitud de onda de excitación = 680 nm; longitud de onda de emisión = 710 nm) confirmó la incorporación exitosa de Cy5.5 en las nanopartículas de sílice, y los Cy5.5-SiNPs exhibieron fluorescencia característica (Figura 1D). La conjugación exitosa de tintes fue confirmada además por el espectro de fotoluminiscencia. Además, el rendimiento cuántico (QY) de los SiNPs Cy5.5 (φ = 0,31) fue comparable al del tinte libre Cy5.5 (φ = 0,23)36.

Para evaluar la biocompatibilidad de nanopartículas, se incubaron 12Z células epiteliales endometriales durante la noche con Cy5.5-SiNPs en DMEM a 37 °C bajo un 5% de CO₂. La viabilidad celular se evaluó mediante un ensayo MTT tras el tratamiento con concentraciones de nanopartículas de 0, 0,5, 1, 2,5, 5 y 10 μg/mL (Figura 1E). No se observó citotoxicidad en concentraciones de hasta 10 μg/mL. Las células incubadas con 5 μg/mL de Cy5.5-SiNPs mostraron una captación eficiente de nanopartículas, con microscopía de fluorescencia que demostró la localización de partículas en la región perinuclear (Figura 1F). En cambio, no se detectó fluorescencia de Cy5.5 en células de control no tratadas. Los Cy5.5-SiNP preparados también demostraron estabilidad acuosa, con diámetros hidrodinámicos que oscilaban entre 170 y 190 nm en agua desionizada y manteniendo una intensidad de fluorescencia estable durante siete días, según lo determinado por la imagen DLS y de fluorescencia, respectivamente (Figuras 1G, H).

Para establecer la idoneidad de las nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5 para el marcaje tisular ex vivo , sus propiedades de fluorescencia fueron validadas antes de la inducción de la endometriosis. La imagen de IVIS demostró una emisión robusta de fluorescencia en las suspensiones de nanopartículas, mientras que no se observó señal de fluorescencia detectable en el control negativo que contenía solo agua, lo que confirma la especificidad y sensibilidad de la detección de fluorescencia Cy5.5 (Figura 2).

Posteriormente se optimizaron la concentración y el tiempo de incubación para el marcado ex vivo de fragmentos de tejido uterino. Se detectó fluorescencia en fragmentos de tejido uterino incubados con nanopartículas de sílice dopadas con Cy5,5 al 20% (v/v) durante 3 horas a 37 °C por debajo del 5% deCO235. Las imágenes de IVIS confirmaron señales de fluorescencia fuertes y consistentes de los fragmentos de tejido marcados. Estos resultados demuestran que las nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5 marcan eficazmente fragmentos de tejido uterino sin modificación genética (Figura 3).

Posteriormente, se evaluó la capacidad de fragmentos de tejido uterino marcados por nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5 para inducir endometriosis y facilitar la identificación de lesiones35. Se inyectaron fragmentos de tejido marcados en la cavidad peritoneal de ratones receptores y se monitorizó la progresión de la enfermedad durante un mes. En el punto final experimental, las lesiones endometrióticas se identificaron fácilmente dentro de la cavidad peritoneal. Las lesiones Cy5.5-positivas se distinguieron claramente de los tejidos circundantes del huésped mediante imágenes IVIS y microscopía de fluorescencia, permitiendo una identificación rápida y sin ambigüedades de la lesión. La fluorescencia de Cy5.5 dentro de las lesiones fue confirmada además mediante microscopía de fluorescencia.

Estos resultados demuestran que el marcaje ex vivo con nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5 apoya la inducción exitosa de la endometriosis y permite la visualización fiable de lesiones endometrióticas in vivo (Figura 4).

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Figura 1: Caracterización física de nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5 (Cy5.5-SiNPs). (A) Imagen representativa de microscopía electrónica de transmisión (TEM) de Cy5.5-SiNPs. Diámetro de partícula = 156,67 ± 15,23 nm. Barra de escala = 100 nm. (B) Mediciones de dispersión dinámica de la luz (DLS) de los diámetros hidrodinámicos de los SiNPs (130,67 ± 3,20 nm, PDI = 0,152 ± 0,009) y Cy5,5-SiNPs (185,9 ± 5,44 nm, PDI = 0,14 ± 0,009). (C) Mediciones del potencial zeta de SiNPs (−32,39 ± 3,55 mV) y Cy5,5-SiNPs (−50,53 ± 2,47 mV), demostrando la disminución del potencial zeta tras la conjugación Cy5,5. (D) Perfil de fluorescencia de Cy5.5-SiNPs (longitud de onda de excitación = 680 nm; longitud de onda de emisión = 710 nm). Inserto: Imágenes de campo claro y fluorescencia de Cy5.5-SiNPs dispersas en agua. (E) Ensayo de viabilidad de células MTT de células 12Z tratadas con Cy5.5-SiNPs a concentraciones de 0, 0,5, 1, 2,5, 5 y 10 μg/mL. (F) Captación celular de Cy5.5-SiNPs por células 12Z. Las células fueron tratadas con PBS (control) o Cy5.5-SiNPs. Azul = DAPI; rojo = Cy5.5-SiNPs. Barra de escala = 200 μm. (G) Estabilidad de tamaño de los Cy5.5-SiNPs almacenados en agua durante 7 días, sin mostrar un cambio significativo en el diámetro hidrodinámico. (H) Estabilidad de fluorescencia de Cy5.5-SiNPs almacenados en agua durante 7 días, sin mostrar cambios significativos en la intensidad de fluorescencia. Recuadro: Imágenes representativas de fluorescencia adquiridas en los días 1, 3 y 6. NS = no significativo. Los valores se presentan como media ± SD. Por favor, haga clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

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Figura 2: Confirmación de nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5. (A) Imagen representativa de nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5. (B) Detección de fluorescencia de Cy5.5 a partir de nanopartículas de sílice dopadas con colorante Cy5.5 mediante imagen IVIS. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

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Figura 3: Marcado ex vivo de fragmentos de tejido uterino con nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5. El panel izquierdo muestra fragmentos de tejido uterino de control sin tratar, y el panel derecho muestra fragmentos de tejido uterino marcados con nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5. La fluorescencia Cy5.5 se detectó mediante imágenes IVIS. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

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Figura 4: Detección de lesiones endometrióticas marcadas con nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5. (A) Imagen IVIS de la cavidad peritoneal. (B) La microscopía de fluorescencia de lesiones endometrióticas marcadas con Cy5.5 permite una identificación clara dentro de la cavidad peritoneal. (C) Imágenes representativas de microscopía de fluorescencia de lesiones endometrióticas. La fluorescencia amarilla indica la señal Cy5.5, y los núcleos fueron contrateñidos con DAPI. (D) Imagen representativa de una lesión endometriótica. La flecha indica nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5. Por favor, haz clic aquí para ver una versión ampliada de esta figura.

Discusión

El presente estudio introduce un enfoque basado en nanopartículas de sílice dopadas con colorante Cy5.5 como método práctico y eficiente para visualizar lesiones endometrióticas en modelosmurinos 35. Esta estrategia ofrece varias ventajas, incluyendo su simplicidad, flexibilidad y naturaleza no genética, eliminando la necesidad de generar animales reporteros transgénicos. En comparación con los enfoques convencionales de visualización, como los modelos de ratones reporteros fluorescentes, este método reduce la complejidad técnica manteniendo una eficiencia robusta de etiquetado, ampliando así su accesibilidad para la investigación sobre endometriosis. Además, las nanopartículas de sílice proporcionan una plataforma estable para incorporar tintes fluorescentes y para su retención eficiente en el tejido, facilitando así la identificación de lesiones reproducibles.

Distinguir las lesiones endometrióticas del tejido circundante del huésped es esencial para estudiar el inicio y progresión de la enfermedad en modelos murinos. Los ratones reporteros deRosa26 mTmG expresan de forma ubicua una proteína fluorescente de tomate (mT) dirigida a la membrana, que se convierte en proteína fluorescente verde dirigida a membranas (mG) tras la escisión mediada por Cre en tejidos objetivoespecíficos 37. Aunque existen numerosos modelos transgénicos de ratón para investigar la función génica en la endometriosis, generar animales reporteros fluorescentes requiere mucho trabajo y consume mucho tiempo. En cambio, el marcaje ex vivo con nanopartículas de sílice dopadas con Cy5.5 proporciona una alternativa rápida, flexible y no genética para la visualización de lesiones, manteniéndose compatible con una amplia gama de modelos murinos existentes.

La implementación exitosa de este protocolo depende del control cuidadoso de varios parámetros experimentales críticos. Durante la síntesis de nanopartículas, la concentración del catalizador, la composición del disolvente, la tasa de adición de TEOS, las condiciones de mezcla y la eficiencia de lavado influyen directamente en el tamaño de las partículas, la intensidad de fluorescencia y la reproducibilidad del marcado. El método de Stöber proporciona un enfoque sencillo, escalable y reproducible para sintetizar nanopartículas fluorescentes de sílice con control preciso sobre el tamaño de las partículas y la incorporación estable decolorantes 38,39,40,41. En comparación con los métodos de microemulsión inversa, el enfoque de Stöber minimiza los desafíos de purificación asociados a surfactantes mientras preserva la fluorescencia de Cy5.5 bajo condiciones de reacciónsuaves 39,40,41,42. Aumentar la concentración del catalizador generalmente incrementa el tamaño de lapartícula 40, mientras que una tasa de adición TEOS más rápida favorece la nucleación, resultando en partículasmás pequeñas 41. Un lavado exhaustivo es esencial para eliminar los reactivos no reaccionados y mejorar la estabilidad de las nanopartículas durante el almacenamiento.

Varios factores adicionales son importantes para lograr el marcaje tisular ex vivo reproducible y el establecimiento de la lesión. El tamaño uniforme de los fragmentos de tejido uterino, la dispersión homogénea de nanopartículas y las condiciones de incubación consistentes mejoran la eficiencia del marcado y reducen la variabilidad experimental. Procesar en paralelo tejidos de control no marcados también es esencial para distinguir la verdadera fluorescencia Cy5.5 de la autofluorescencia tisular y señales de fondo inespecíficas. Durante la inducción de la lesión, el cebado hormonal constante de ratones donantes, la implantación suave de fragmentos de tejido marcados y el cuidado postoperatorio adecuado minimizan el trauma tisular y la inflamación inespecífica, mejorando así la reproducibilidad de la formación de la lesión.

A pesar de estas ventajas, deben considerarse varias limitaciones. La persistencia y estabilidad de la señal de fluorescencia in vivo pueden variar tras la implantación debido a la remodelación tisular, la proliferación celular y la eliminación mediada por el sistema inmunitario. Como etiquetador fluorescente exógeno, se espera que la señal Cy5.5 disminuya gradualmente a medida que las células marcadas se dividan, lo que podría limitar la viabilidad de estudios longitudinales a largo plazo. Además, la variabilidad en la preparación del tejido y la absorción de nanopartículas puede influir en la eficiencia del marcaje entre experimentos, destacando la importancia de procedimientos experimentales estandarizados.

Aunque el presente estudio se centra en la detección de lesiones ex vivo, Cy5.5 es un colorante fluorescente de rojo lejano/infrarrojo cercano (NIR) que minimiza la autofluorescencia tisular y permite una penetración más profunda de fotones. Estas propiedades ópticas hacen que Cy5.5 sea muy adecuado para aplicaciones de imagen in vivo. En consecuencia, la estrategia de marcaje de nanopartículas de sílice dopadas con colorante Cy5.5 de alto rendimiento cuántico proporciona una plataforma robusta para el seguimiento longitudinal no invasivo de lesiones mediante fluorescencia NIR e imagenfotoacústica 43,44.

Los estudios futuros deberían centrarse en mejorar la durabilidad de la fluorescencia y optimizar aún más la consistencia del marcaje en condiciones experimentales. La evaluación sistemática de la retención de señales ayudará a definir la ventana de imagen óptima para estudios longitudinales, mientras que el perfeccionamiento continuo del diseño y las condiciones de marcado de nanopartículas puede aumentar la sensibilidad y extender la aplicabilidad de este enfoque a otros modelos de enfermedades. En conjunto, esta estrategia basada en nanopartículas ofrece una alternativa rápida, reproducible y versátil a los enfoques de marcaje genético para visualizar lesiones endometrióticas y debería facilitar estudios mecanicistas y la evaluación preclínica de estrategias diagnósticas y terapéuticas.

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por el Instituto Nacional Eunice Kennedy Shriver de Salud Infantil y Desarrollo Humano (NICHD) (R01HD108895 a T.K. y J.W.J.).

Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
(3-Aminopropil)trietoxisilano (APTES)Sigma-Aldrich440140Pureza ≥99%
17β-EstradiolMilliporeSigmaE8875Pureza ≥98%
Hidróxido de amonioFisher ScientificA669S-500Solución de hidróxido de amonio al 28%
Sistema de cierre de heridas BD AutoclipBD427631Clips quirúrgicos para heridas
Vial de vidrio transparente roscadoFisherbrandFS60910A-3Vial de vidrio transparente de 11.1 mL
Éster de cianina 5.5 NHSSigma-AldrichGEPA15502Tinte fluorescente de infrarrojo cercano
Etanol absolutoFisher ScientificBP2818Grado de biología molecular
Suero fetal bovino (FBS)Gibco16000044Suplemento para cultivo celular
Centrífuga de alta velocidadBeckman Coulter Life SciencesAvanti J-ECentrífuga de alta velocidad
Sistema de imagen in vivoPerkinElmerIVIS SpectrumSistema de imagen por fluorescencia
IsofluranoBaxterNDC1001-9-360-60Anestésico inhalatorio
Barra de agitación magnéticaFisherbrand14-513-648 mm
Placa de agitación magnéticaChelmsfordSP88854200Agitador magnético de velocidad variable
Centrífuga refrigeradaEppendorf5427 REquipado con rotor FA-45-48-11
Medio RPMI-1640Gibco11835-030Medio de cultivo celular
Aceite de sésamoMilliporeSigmaS3547Vehículo para la preparación de estradiol
Ortosilicato de tetraetilo (TEOS)Sigma-Aldrich86578Pureza ≥99%
Trietilamina (TEA)Sigma-AldrichT0886Pureza ≥99%
Baño ultrasónicoFisherbrandCPX1800HPara dispersión de nanopartículas por sonicación

Referencias

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