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Artículo de método

Un protocolo optimizado para el modelo de estenosis valvular aórtica inducida por guía en ratones

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DOI:

10.3791/72218

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21 de agosto de 2026

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1Laboratory of Cardiac Structure and Function, Institute of Cardiovascular Diseases, West China Hospital, Sichuan University, 2Department of Cardiology, West China Hospital, Sichuan University, 3Cardiac Structure and Function Research Key Laboratory of Sichuan Province, West China Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

En este artículo

Resumen

Este protocolo describe un modelo optimizado de estenosis valvular aórtica inducida por guía intravascular en ratones C57BL/6. Una plataforma de soporte vascular personalizada impresa en 3D permite un control preciso del sangrado, obteniendo un 95 % de supervivencia a las 24 horas (19/20) y un 90 % de éxito del modelo en general a las 4 semanas (18/20).

Resumen

La estenosis de la válvula aórtica (EVA) es una enfermedad cardiovascular importante cuya prevalencia aumenta en poblaciones de edad avanzada, aunque la escasez de tejido valvular enfermo limita severamente los estudios mecanicistas y el desarrollo de terapias. Este protocolo establece y optimiza un modelo murino reproducible de EVA mediante mejoras al método de lesión valvular inducida por guía de alambre de Honda, incorporando un manejo controlado de la hemorragia. Ratones C57BL/6 machos y hembras son sometidos a una lesión de la válvula aórtica inducida por guía de alambre; el procedimiento se perfecciona mediante una plataforma de soporte vascular personalizada impresa en 3D que permite un control preciso de la hemorragia durante la inserción y retirada del guía de alambre. Las medidas de resultado incluyen la supervivencia a las 24 horas, la evaluación ecocardiográfica a las 4 semanas y la validación histopatológica. El protocolo optimizado logra una tasa de supervivencia del 95 % a las 24 horas (19 de 20 animales); entre los supervivientes, el 94,7 % (18 de 19) cumple el criterio predefinido de éxito hemodinámico a las 4 semanas, obteniendo una tasa de éxito global del modelo del 90 % (18 de 20 animales), confirmada mediante ecocardiografía y análisis histológico. Este modelo estandarizado proporciona una plataforma fiable y reproducible para investigar los mecanismos de degeneración valvular y evaluar intervenciones terapéuticas candidatas.

Introducción

La enfermedad valvular cardíaca sigue siendo una carga sanitaria importante tanto en países desarrollados como en desarrollo, con una prevalencia que aumenta paralelamente al envejecimiento de la población1. Aunque la implantación percutánea de válvula aórtica (TAVI) ha transformado el tratamiento de la estenosis aórtica grave2,3, los mecanismos celulares y moleculares que impulsan la degeneración valvular aún no se comprenden completamente, y no existe ninguna terapia farmacológica aprobada para ralentizar o revertir la progresión de la enfermedad4,5. Un obstáculo fundamental en la investigación de las enfermedades valvulares es la escasez de tejido enfermo disponible para su estudio6,7. Es difícil obtener muestras de válvulas aórticas humanas en cantidad suficiente, y los modelos animales que reproduzcan de manera fiable los cambios valvulares patológicos también han sido igualmente escasos8. Esta carencia ha impulsado esfuerzos continuos por desarrollar modelos animales que reproduzcan las características hemodinámicas e histológicas de la estenosis valvular aórtica (AVS).

Los enfoques dietéticos convencionales, como la alimentación prolongada con alta grasa en ratones ApoE⁻/⁻, requieren de 20 a 24 semanas y presentan tasas de éxito bajas, con solo una minoría de animales desarrollando un fenotipo estenótico definitivo9,10,11,12. El modelo de lesión valvular inducida por guía alámbrica descrito por Honda et al. abordó muchas de estas limitaciones al provocar mecánicamente una lesión en las valvas a través del acceso a la arteria carótida13. La técnica original implica disección de la arteria carótida, paso retrógrado del alambre guía hacia la válvula aórtica, rasguños repetidos en las valvas y rotación del alambre, lo que produce cambios hemodinámicos rápidos en cuestión de días y un fenotipo estenótico estable a las 4 semanas13,14,15,16. Debido a su relativa rapidez y directividad, el método de Honda ha sido ampliamente adoptado en investigaciones valvulares recientes. Sin embargo, aún persisten varias lagunas importantes. Los detalles completos del procedimiento no han sido plenamente documentados en la literatura, falta estandarización entre laboratorios y el papel del control de hemorragia, un determinante importante de la morbilidad perioperatoria en este modelo, nunca ha sido abordado sistemáticamente. Estas inconsistencias reducen la reproducibilidad y limitan la traslacionalidad clínica.

Se planteó la hipótesis de que la optimización sistemática del control de hemorragia podría mejorar significativamente la supervivencia perioperatoria y la fiabilidad del modelo. Este protocolo presenta un enfoque perfeccionado y estandarizado que se basa en el método de Honda mediante la introducción de una plataforma de soporte vascular personalizada fabricada por impresión 3D. El dispositivo permite una tensión longitudinal ajustable sobre la arteria carótida, proporcionando una hemostasia temporal completa durante la inserción y retirada del alambre guía sin comprimir el vaso. Con este enfoque, el protocolo optimizado logra una tasa de supervivencia del 95 % a las 24 horas (19 de 20 animales); entre los supervivientes, el 94,7 % (18 de 19) cumple el criterio predefinido de éxito hemodinámico a las 4 semanas, lo que arroja una tasa global de éxito del modelo del 90 % (18 de 20 animales). Se proporciona documentación procedimental paso a paso para facilitar la reproducibilidad entre laboratorios.

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Protocolo

NOTA: Todos los procedimientos con animales descritos en este protocolo se realizaron de acuerdo con la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y fueron aprobados por el Comité Institucional para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio (IACUC) del Hospital de Occidente de China (Protocolo N.º 20240311055). Se utilizaron ratones macho C57BL/6 (8–10 semanas; aproximadamente 22–25 g) y ratones hembra C57BL/6 (8–10 semanas; aproximadamente 18–20 g). Todos los materiales, reactivos, instrumentos, software y dispositivos personalizados utilizados en este protocolo, incluida la plataforma de soporte vascular personalizada impresa en 3D, se enumeran en la Tabla de Materiales.

1. Preparación preoperatoria e incisión quirúrgica

  1. Anestesiar al ratón con isoflurano (3% para inducción, 1,5–2% para mantenimiento) vaporizado en oxígeno al 100%. Confirmar la profundidad adecuada de la anestesia verificando la ausencia de reflejos de retirada plantar (presión en los dedos del pie).
    ADVERTENCIA: El isoflurano es un anestésico volátil. Utilícelo con un sistema de captación activa o en un área bien ventilada, use equipo de protección personal adecuado y siga los procedimientos de seguridad institucionales.
  2. Aplicar una pomada oftálmica en ambos ojos. Colocar al ratón en posición supina sobre una plataforma quirúrgica regulada por temperatura mantenida a 37 °C.
  3. Preparar el campo quirúrgico depilando la región cervical anterior con una crema química para la eliminación del vello.
  4. Desinfectar la piel con tres ciclos alternos de povidona-yodo (o clorhexidina) y alcohol al 70% (o solución salina estéril tibia), finalizando con el antiséptico.
  5. Infiltrar lidocaína al 0,5% subcutáneamente a lo largo de la línea de incisión prevista para analgesia local preventiva.
  6. A continuación, realizar una incisión longitudinal media en la piel (aproximadamente de 1,0–1,5 cm) en la región anterior del cuello, posicionada ligeramente a la derecha de la línea media traqueal, utilizando tijeras microquirúrgicas.
    ADVERTENCIA: Las tijeras microquirúrgicas, agujas, guías, y otros objetos punzantes pueden causar lesiones. Manipúlelos con cuidado y deseche los objetos punzantes usados en contenedores aprobados para residuos punzantes.

2. Aislamiento del vaso y colocación del hilo

  1. Bajo un estereomicroscopio quirúrgico, exponga la arteria carótida común derecha (ACCD) mediante disección roma a través de las capas fasciales y musculares superpuestas. Separe cuidadosamente la ACCD del nervio vago adyacente y del tejido conectivo circundante, teniendo cuidado de evitar la irritación mecánica del nervio vago.
    NOTA: Mantenga las glándulas salivales y los tejidos expuestos húmedos con solución salina estéril tibia durante todo el procedimiento para prevenir la desecación.
  2. Ligue permanentemente el extremo distal de la ACCD con una sutura de seda 6-0 anudada en un nudo seguro que no se deslice.
  3. Coloque un lazo suelto de sutura de seda 6-0 alrededor del segmento proximal de la ACCD, dejándolo sin apretar para su uso posterior durante la inserción del alambre guía.

3. Aplicación de la plataforma y arteriotomía

NOTA: Antes de la cirugía, esterilice la plataforma impresa en 3D utilizando gas de óxido de etileno (EtO), seguido de una adecuada aireación, y esterilice todos los instrumentos quirúrgicos metálicos mediante autoclave.

ADVERTENCIA: El óxido de etileno es tóxico, inflamable y carcinogénico. Utilice la esterilización con EtO únicamente en instalaciones autorizadas, permita una aireación adecuada y siga los procedimientos institucionales de manejo de desechos.

  1. Inserte cuidadosamente la plataforma de soporte vascular impresa en 3D debajo del segmento aislado de la RCCA, colocando el vértice en forma de V invertida directamente bajo el vaso.
  2. Ajuste lentamente la plataforma para aumentar la tensión longitudinal sobre la RCCA, introduciendo las suturas previamente colocadas en muescas laterales progresivamente más altas.
    NOTA: El vértice en forma de V invertida está diseñado con un ángulo de 120° para adaptarse a la curvatura del vaso sin comprimir la pared. Detenga el aumento de tensión en el momento exacto en que ya no sea perceptible visualmente la pulsación arterial. Este punto final visual crítico asegura una hemostasia temporal sin lesión excesiva del vaso.
  3. Realice una arteriotomía transversal pequeña (aproximadamente la mitad de la circunferencia del vaso) en el segmento de RCCA estabilizado, utilizando tijeras microquirúrgicas. Debe ocurrir un sangrado mínimo o nulo si la tensión se ha ajustado correctamente.

4. Inserción del guía y lesión valvular

  1. Bajo visualización microscópica, inserte el alambre guía (diámetro de 0,014 pulgadas / 0,36 mm) en la luz arterial a través de la arteriotomía transversal en dirección retrógrada hacia la raíz aórtica.
    NOTA: Este calibre es estándar en los modelos publicados de lesión con alambre guía y se aproxima al diámetro luminal de la ACCd murina (~0,4–0,5 mm), lo que proporciona una relación alambre guía-vaso de aproximadamente 0,7–0,9.
    ADVERTENCIA: El alambre guía puede perforar vasos o tejidos circundantes. Avance lentamente bajo visualización y deseche los alambres usados como objetos punzantes o desechos quirúrgicos contaminados.
  2. Ajuste el nudo corredizo proximal previamente colocado alrededor del vaso y del alambre guía para lograr hemostasia completa en el sitio de inserción. Una vez asegurado el nudo corredizo, retire cuidadosamente la plataforma impresa en 3D de debajo del vaso.
    NOTA: Si ocurre sangrado inesperado durante la inserción, o si el diámetro del alambre guía genera fricción excesiva, reposicione temporalmente la plataforma para ayudar con la hemostasia, o reduzca ligeramente la tensión de la plataforma para permitir que la luz del vaso se expanda antes de intentar nuevamente la inserción.
  3. Avance cuidadosamente el alambre guía en dirección retrógrada a través de la ACCd, más allá del arco aórtico y hacia la válvula aórtica. Bajo guía ecocardiográfica en tiempo real, confirme que la punta del alambre guía ha cruzado la válvula aórtica y ha entrado en el ventrículo izquierdo.
  4. Con el nudo corredizo proximal completamente ajustado para mantener la hemostasia, realice la lesión mecánica de la válvula ejecutando 100 movimientos de empuje-tracto (hacia adelante y hacia atrás) a través de la válvula aórtica, seguidos de 100 movimientos rotacionales del alambre guía contra los velos valvulares.
    NOTA: Los 100 movimientos de empuje-tracto y los 100 movimientos rotacionales se establecieron mediante una extensa optimización interna como los valores que mejor equilibran el tiempo del procedimiento con la inducción confiable de una estenosis hemodinámicamente significativa.

5. Retiro del guía y cierre de la herida

  1. Tras finalizar la lesión valvular, retire lentamente el alambre guía del vaso.
  2. Convierta inmediatamente el nudo corredizo proximal en un nudo permanente no deslizable para ligar la arteria carótida común proximal (RCCA) y prevenir cualquier sangrado postprocedimiento.
  3. Cierre la incisión cutánea con puntos de sutura de nylon 5-0 interrumpidos o con grapas quirúrgicas para heridas.
  4. No administre fármacos antiinflamatorios no esteroideos (NSAIDs) posoperatorios. No administre antibióticos perioperatorios, ya que el procedimiento se realiza bajo condiciones asépticas.
  5. Transfiera el animal a una jaula de recuperación limpia y calentada, y monitórelo continuamente hasta que se restablezca la deambulación completa.

6. Evaluación ecocardiográfica de la hemodinámica transvalvular

  1. Realice evaluaciones ecocardiográficas en todos los ratones supervivientes a las 4 semanas posteriores a la cirugía para evaluar la gravedad de la estenosis valvular aórtica.
  2. Induzca anestesia colocando al animal en una cámara de inducción con 3% de isoflurano en oxígeno al 100%. Confirme la profundidad anestésica verificando la pérdida de los reflejos de retirada plantar. Depile la pared torácica anterior utilizando una crema química para la eliminación del vello. Aplique una pomada oftálmica en ambos ojos para prevenir la desecación corneal.
  3. Transfiera al ratón anestesiado a una plataforma de imagen regulada en temperatura en posición supina.
  4. Sujete las patas a electrodos electrocardiográficos (ECG) de superficie para monitoreo continuo de la frecuencia cardíaca. Titule la concentración de isoflurano (típicamente 1,0–1,5%) para mantener una frecuencia cardíaca fisiológica estable de 450–550 latidos por minuto.
  5. Limpie la pared torácica anterior y aplique una capa generosa de gel acoplante acústico precalentado.
  6. Adquisición de imagen en modo B
    1. Utilizando un sistema de ultrasonidos Vevo 3100 con un transductor MX550D (40 MHz), presione el control Modo B para iniciar la imagen bidimensional en tiempo real.
    2. Coloque el transductor en posición parasternal izquierda para obtener una vista longitudinal parasternal del ventrículo izquierdo, la válvula aórtica y la aorta ascendente. Optimice la profundidad, el ancho y la ganancia en 2D.
  7. Adquisición en modo M y medición del ventrículo izquierdo
    1. Desde la vista longitudinal parasternal, presione el control Modo M. Coloque la línea de muestreo a través del ventrículo izquierdo al nivel de los músculos papilares.
    2. Presione Iniciar para comenzar la adquisición. Una vez obtenido un trazado estable que abarque al menos tres ciclos cardíacos, presione Guardar.
    3. En Vevo LAB, utilice la herramienta Trazado VI para trazar el endocardio en telediástole y telesístole, y registre las dimensiones internas del ventrículo izquierdo, los espesores de las paredes anterior y posterior (LVAWd, LVPWd) y la masa del ventrículo izquierdo.
  8. Reposicione y angule el transductor para obtener una vista específica del arco aórtico.
    ​NOTA: Obtener esta vista específica del arco aórtico es esencial para mediciones precisas de la velocidad transvalvular, ya que asegura una alineación óptima del haz de ultrasonido con la dirección del flujo sanguíneo a través de la válvula aórtica.
  9. Evaluación con Doppler en color
    1. Desde la vista del arco aórtico, presione el control Color. Coloque el cuadro de color sobre la válvula aórtica y la porción proximal de la aorta ascendente.
    2. Ajuste la escala de color y la ganancia para que el chorro sistólico se visualice claramente sin aliasing. Presione Iniciar, luego Guardar.
  10. Medición de velocidad con Doppler de onda pulsada
    1. Presione el control Doppler de onda pulsada (PW). Coloque la compuerta de volumen de muestra en el punto más estrecho del chorro (vena contracta) y aplique corrección de ángulo (<60°).
    2. Presione Iniciar para comenzar el trazado espectral; una vez registrados al menos tres ciclos cardíacos, presione Guardar. En Vevo LAB, mida la velocidad pico transvalvular con la herramienta Velocidad Pico, promediando al menos tres ciclos.

7. Procesamiento histológico y tinción de la raíz aórtica

  1. Tras la evaluación ecocardiográfica, confirme una anestesia profunda verificando la ausencia completa del reflejo de retirada plantar. Realice la disección cervical como método secundario de eutanasia, de acuerdo con las Guías de la AVMA para la Eutanasia de Animales (edición 2020) y los protocolos aprobados institucionalmente.
    ADVERTENCIA: Los cadáveres animales, los tejidos extirpados y los materiales contaminados con sangre son desechos biológicos/animales. Desecharlos según las regulaciones institucionales de bioseguridad y de las instalaciones animales.
  2. Realice una toracotomía utilizando microtijeras quirúrgicas para exponer el corazón.
  3. Introduzca una aguja de perfusión en el ápice del ventrículo izquierdo y lave la circulación sistémica con solución salina tamponada con fosfato (PBS) estéril y fría. La perfusión exitosa se indica por el blanqueamiento del hígado y los pulmones.
  4. Extraiga el corazón intacto y sumérjalo en paraformaldehído al 4% (PFA) a temperatura ambiente durante un mínimo de 24 h para asegurar una fijación completa.
    ADVERTENCIA: El paraformaldehído es tóxico e irritante. Manipule el PFA al 4% en una campana extractora de gases químicos con equipo de protección personal adecuado y deseche los residuos de PFA como desechos químicos peligrosos.
  5. Transfiera el tejido fijado a un procesador automático de tejidos para deshidratación secuencial mediante una serie graduada de etanol, seguida de clarificación con xileno e infiltración con parafina a 65 °C.
    ADVERTENCIA: El xileno es inflamable y tóxico, y la parafina caliente puede causar quemaduras. Manipule el xileno en una campana extractora o en un procesador aprobado y deseche los residuos que contengan xileno como desechos químicos peligrosos.
  6. Incorpore los corazones procesados en bloques de parafina.
    NOTA: La orientación correcta del corazón durante la inclusión es fundamental. Coloque el corazón de manera que permita seccionar transversalmente a través de la raíz aórtica a nivel de las tres valvas.
  7. Utilizando un microtomo rotatorio, corte secciones transversales seriadas de 4–5 µm de grosor a través del plano de la válvula aórtica, asegurándose de capturar las tres valvas. Monte las secciones sobre portaobjetos de vidrio y almacénelas a temperatura ambiente.
  8. Realice tinción con hematoxilina y eosina (H&E) en portaobjetos seleccionados para evaluar la morfología del tejido, el remodelado estructural y el grosor de las valvas valvulares.
  9. Realice tinción de Von Kossa en secciones seriadas adyacentes para detectar y cuantificar la calcificación distrófica, identificable como depósitos minerales de color marrón oscuro a negro dentro de las valvas valvulares.

8. Procedimiento quirúrgico simulado

NOTA: Esta sección describe el procedimiento de control simulado. Los ratones de control simulado reciben la misma anestesia, preparación de la piel, exposición del vaso, arteriotomía e inserción retrógrada del guía que el grupo con lesión por alambre aórtico (AWI); el alambre guía se avanza hasta el nivel supravalvular, pero no se pasa a través de la válvula aórtica, y no se realiza ninguna lesión mecánica de la válvula.

  1. Anestesiar al ratón y preparar el campo quirúrgico como se describe en los pasos 1.1 a 1.5.
  2. Bajo visualización con microscopio estereoscópico, exponer la ACCD mediante disección roma como se describe en el paso 2.1.
  3. Ligar permanentemente el extremo distal de la ACCD con una sutura de seda 6-0 y colocar un lazo deslizante proximal suelto (como en los pasos 2.2–2.3).
  4. Realizar la arteriotomía transversal e insertar el alambre guía como se describe en los pasos 3.1–4.2.
  5. Avanzar el alambre guía en dirección retrógrada hasta el nivel supravalvular de la aorta ascendente con guía ecocardiográfica, confirmando que la punta del alambre guía NO cruce la válvula aórtica.
    NOTA: NO realizar los movimientos de empuje-estiramiento o rotación que lesionan la válvula descritos en el paso 4.4. Retirar el alambre guía e inmediatamente ligar la ACCD proximal como se describe en los pasos 5.1–5.2.
  6. Cerrar la incisión cutánea con suturas separadas de nilón 5-0 o clips para heridas.
    NOTA: Como en el grupo AWI, la analgesia intraoperatoria se proporciona mediante infiltración local de lidocaína (paso 1.5). Transferir al animal a una jaula de recuperación calentada y monitorearlo hasta que recupere completamente la deambulación.
  7. Someter a los ratones Sham al mismo monitoreo posoperatorio, evaluación ecocardiográfica a las 4 semanas y procesamiento histológico que el grupo AWI.

9. Análisis estadístico y diseño del estudio

  1. En todo el estudio, a 20 ratones (10 machos, 10 hembras) se les realizó el procedimiento AWI, y a 6 ratones C57BL/6 (3 machos, 3 hembras) se les realizó el procedimiento Sham.
  2. Mida la velocidad pico transvalvular (el criterio que define el éxito del modelo) en todos los animales sobrevivientes (19 AWI, 6 Sham).
  3. Analice índices ecocardiográficos e histológicos detallados en un subgrupo predeterminado y equilibrado por sexo de 6 ratones AWI (3 machos, 3 hembras).
  4. Asegúrese de que todas las mediciones ecocardiográficas e histológicas sean realizadas por investigadores ciegos respecto a la asignación del grupo.
  5. Evalue la normalidad de los datos con la prueba de Shapiro-Wilk antes de realizar pruebas paramétricas. Compare dos grupos independientes (AWI frente a Sham) utilizando una prueba t de Student no pareada de dos colas.
  6. Analice y presente los datos de supervivencia utilizando el método de Kaplan-Meier.
  7. Realice todos los análisis en GraphPad Prism. Presente los datos como media ± EE, considerando estadísticamente significativo un valor de p < 0,05.

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Resultados

Desarrollo de una plataforma impresa en 3D para el control de hemorragias

Para abordar la hemorragia perioperatoria—la principal causa de morbilidad y mortalidad en el modelo convencional de AVS inducido por guía alámbrica—se diseñó una plataforma de soporte vascular impresa en 3D (Figura 1). La plataforma fue fabricada mediante impresión por estereolitografía (SLA) a partir de una resina fotopolimérica biocompatible (cumple con USP Clase VI / ISO...

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Discusión

Este protocolo proporciona una descripción detallada de un modelo animal estable y seguro de estenosis aórtica. Una característica de este enfoque es una plataforma auxiliar que facilita la inserción del alambre guía en la arteria carótida común. La plataforma se fabrica mediante impresión por estereolitografía (SLA) a partir de una resina fotopolimérica biocompatible (espesor estructural de 1,07 mm) e incorpora una superficie apical en forma de V invertida con un ángulo apical de 120°; el archivo completo de diseño está...

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Divulgaciones

Los autores declaran que no tienen intereses financieros competitivos ni conflictos de interés.

Agradecimientos

Este trabajo fue apoyado por el Proyecto Nacional de Ciencia y Tecnología Mayor sobre Enfermedades Crónicas No Transmisibles (2026ZD0554300); la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (U23A20395, 82170375, 82500455); la Fundación de Ciencias Naturales de la Provincia de Sichuan (2026NSFSC0552); los Fondos de Investigación Básica para Universidades Centrales; los Proyectos de Ciencia y Tecnología de la Región Autónoma de Tíbet, China (XZ202501ZY0120); y el Proyecto «1.3·5» del Hospital de la Oeste de China, Universidad de Sichuan (ZYGD23021, 23HXFH009). Los autores agradecen a Qipu Feng (Centro de Experimentación Animal, Hospital de la Oeste de China, Universidad de Sichuan) por la asistencia con ecografía en pequeños animales.

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Materiales

Lista de materiales utilizados en este artículo
NombreEmpresaNúmero de catálogoComentarios
Plataforma de soporte vascular impresa en 3DPersonalizadoN/APlataforma de soporte vascular personalizada impresa en 3D; archivo CAD complementario proporcionado en formato .stp.
Paraformaldehído al 4%ServicebioG1101-3MLFijación de tejidos
Sutura de nailon 5-0Jinhuan MedicalF503Cierre de la piel mediante suturas interrumpidas
Sutura de seda 6-0Jinhuan MedicalRC411Ligadura permanente de la RCCA distal y nudo corredizo proximal
Gel acústico de acoplamiento (precalentado)KepplerKL-250Ecocardiografía
Resina fotopolimerizable biocompatibleFormlabsRS-F2-BMCL-01Material de impresión SLA utilizado para fabricar la plataforma de soporte vascular personalizada impresa en 3D.
Ratones C57BL/6 (8–10 semanas; machos de 22–25 g, hembras de 18–20 g)GemPharmatechC57BL/6Se utilizaron ambos sexos; mantenidos en condiciones estándar
Gas de óxido de etilenoInstalación institucional de esterilizaciónN/AEsterilización de la plataforma de soporte vascular personalizada impresa en 3D.
FreeCADFreeCAD Project Association1.1.1Visualización CAD y generación del dibujo estructural 3D a partir del archivo .stp.
GraphPad PrismGraphPad Software9.0Análisis estadístico y elaboración de gráficos
Guía guía, diámetro de 0,014 pulgadasBoston ScientificH749393071900Lesión mecánica de la válvula aórtica
Kit de tinción de hematoxilina y eosina (H&E)BeyotimeC0105SMorfología y grosor de las valvas
IsofluranoRWD Life ScienceR510-22-2Inducción al 3%; mantenimiento al 1,5–2% en O2 al 100%
LidocaínaShijiazhuang Pharmaceutical GroupH14024045Infiltración local preventiva en el sitio de la incisión (0,5 %, paso 1.5)
Tijeras microquirúrgicasRWD Life ScienceF11022-11Incisión de piel, arteriotomía, toracotomía
Transductor MX550D (40 MHz)FUJIFILM VisualSonicsMX550DEcocardiografía
Cremas depilatorias NairNair255 gPara la depilación de la región cervical anterior y la pared torácica
Solución salina tamponada con fosfato (PBS)ServicebioG4202-100MLPerfusión
Microtomo rotatorioLeica BiosystemsRM2125 RTSSeccionado seriado a 4–5 µm
Micróscopio estereoscópico (quirúrgico)OlympusSZX7Aislamiento vascular y microcirugía
Sistema de ultrasonido de alta resolución Vevo 3100FUJIFILM VisualSonicsVevo 3100Ecocardiografía
Kit de tinción de Von KossaServicebioG1043-20MLDetección de calcificación distrófica
XilenoNanjing Chemical Reagent Co., Ltd.C0430530209Clarificación de tejidos durante el procesamiento con parafina.

Referencias

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