Los experimentos con animales fueron aprobados por el Comité de Ética Animal de la Universidad de Medicina China de Henan (número de aprobación: DWLLGZR202200023). Todos los procedimientos se realizaron de acuerdo con las directrices institucionales y nacionales sobre bienestar animal y cumplieron con las directrices ARRIVE. Se obtuvieron ratas macho Sprague–Dawley (SD) de un proveedor autorizado de animales de laboratorio. Los animales se mantuvieron en condiciones controladas de temperatura y humedad, con un ciclo de 12 h de luz/oscuridad, y se les proporcionó alimento estándar y agua ad libitum.
Identificación de los componentes presentes en el tejido cerebral de MXYS
Preparación del polvo liofilizado de MXYS:
Las 11 hierbas de MXYS se remojaron en 10 volúmenes de agua destilada durante 2 h y luego se hirvieron durante 40 min. La menta se añadió durante los últimos 5 min de la decocción. Se preparó una segunda decocción del mismo modo utilizando 8 volúmenes de agua destilada. Las dos decocciones se combinaron, filtraron a través de gasa, concentraron bajo presión reducida hasta una concentración de 1 g/mL (equivalente de droga cruda) y liofilizaron al vacío durante 48 h para obtener el polvo liofilizado de MXYS. El rendimiento de extracción fue del 21,7 % (p/p)25,29,31.
Animales y administración de MXYS:
Doce ratas macho SD fueron asignadas aleatoriamente a dos grupos y se les administró ya sea MXYS o agua purificada dos veces al día por gavaje oral. Las dos administraciones diarias se realizaron a las 8:00 AM y a las 8:00 PM (intervalo de 12 h). El polvo de MXYS se disolvió en agua purificada y se administró a una dosis de 24,4 g/kg (aproximadamente el doble de la dosis clínica para ratas)25. Al grupo control se le administró agua purificada en un volumen equivalente (10 mL/kg).
Preparación del tejido cerebral que contiene MXYS:
Después de 14 días, todas las ratas fueron anestesiadas con pentobarbital sódico (40 mg/kg, intraperitonealmente) 2 h después de la administración final de MXYS. Los tejidos cerebrales se recolectaron tras la perfusión transcardíaca con solución salina normal. Los cerebros completos se extirparon inmediatamente y se colocaron sobre hielo para obtener muestras de tejido cerebral en blanco y de tejido cerebral tratado con MXYS.
Condiciones cromatográficas/espectrométricas de masas y base de datos:
Se analizó polvo de MXYS liofilizado, tejido cerebral en blanco enriquecido con polvo de MXYS, tejido cerebral en blanco y extractos de tejido cerebral que contenían MXYS utilizando un sistema de cromatografía líquida de ultra alto rendimiento equipado con una columna HSS-T3 (100 × 2,1 mm, 1,8 μm) mantenida a 35 °C. Las fases móviles consistieron en agua que contenía 0,1 % de ácido fórmico (fase móvil A) y acetonitrilo que contenía 0,1 % de ácido fórmico (fase móvil B). Las muestras se separaron a un flujo de 0,3 mL/min utilizando un gradiente de 5 % de B durante 1 min, aumentando hasta 98 % de B en 16 min, regresando a 5 % de B en 0,5 min y manteniéndose en 5 % de B durante 2,5 min.
Se adquirieron espectros de masas en modos de ionización por electrospray positivo y negativo utilizando adquisición dependiente de datos en un rango de m/z de 90–1,300. Los espectros MS/MS se generaron a partir de los 10 iones precursores más intensos utilizando energías de disociación por colisión con energía superior en escalones de 20, 40 y 60 eV. La temperatura del capilar se mantuvo a 320°C y la temperatura del calentador de la sonda se estableció en 350°C.
La anotación de compuestos se realizó mediante la comparación de la masa exacta, la distribución isotópica y los espectros MS/MS con una base de datos interna de medicina tradicional china y con las bases de datos públicas GNPS32, ReSpect33 y MassBank34. Se conservaron los compuestos con coincidencias confiables en MS/MS y formas de picos cromatográficos consistentes. La lista completa de compuestos identificados tentativamente se proporciona en la Tabla Suplementaria 1.
Bioinformática
Selección y preprocesamiento de conjuntos de datos de la base de datos GEO:
Se investigó la posible participación de la necroptosis en la patología de la depresión mediante la búsqueda en la base de datos GEO utilizando la palabra clave «depresión». Según los criterios de selección, se identificaron tres conjuntos de datos (GSE54566, GSE54565 y GSE54568) para su análisis posterior. Los conjuntos de datos procedían de diferentes regiones cerebrales: GSE54565 (corteza cingulada anterior), GSE54566 (amígdala) y GSE54568 (corteza prefrontal dorsolateral, BA9). Todos los conjuntos de datos se generaron utilizando la plataforma Affymetrix Human Genome U133 Plus 2.0 Array (GPL570) y consistieron en muestras de tejido cerebral post mortem de pacientes con trastorno depresivo mayor (TDM) y controles sin trastornos psiquiátricos. Las características detalladas de las muestras para cada conjunto de datos se resumen en la Tabla Suplementaria 2. Estos conjuntos de datos comprendían datos transcriptómicos de tres regiones cerebrales implicadas en la depresión. Se realizó un análisis de expresión génica diferencial entre los grupos con TDM y los controles para cada conjunto de datos, y los genes consistentemente sobreexpresados y subexpresados se integraron utilizando el paquete R Robust Rank Aggregation (RRA).
Todos los conjuntos de datos se preprocesaron utilizando el algoritmo de promedio robusto de múltiples matrices (RMA) para la corrección del fondo y la normalización. Tras la normalización RMA, se aplicó el algoritmo ComBat implementado en el paquete R sva para ajustar los efectos de lote entre los conjuntos de datos, considerando el origen de cada conjunto como la covariable de lote. Este procedimiento redujo la variación técnica entre los conjuntos de datos y mejoró la comparabilidad para los análisis posteriores.
Los análisis bioinformáticos se realizaron utilizando el software R (versión 4.2.1). Los principales paquetes de R incluyeron ClusterProfiler (versión 4.8.2) para los análisis de enriquecimiento de Gene Ontology (GO) y Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG), WGCNA (versión 1.72) para el análisis de red de coexpresión génica ponderada, RRA para la integración de genes diferenciales y sva (versión 3.48.0) para la corrección de lotes mediante ComBat. El flujo de trabajo analítico comprendió la adquisición de datos, normalización RMA, corrección de lotes con ComBat, análisis de expresión diferencial con integración de RRA, construcción de módulos mediante WGCNA, análisis de enriquecimiento de GO y KEGG con una tasa de descubrimiento falso (FDR) < 0.05, y predicción de objetivos mediante análisis de red de interacción proteína-proteína (PPI).
Uso de WGCNA para construir redes de coexpresión génica e identificación de módulos significativamente asociados con depresión y necroptosis:
WGCNA construye redes ponderadas de coexpresión génica aplicando una potencia de umbralización suave (valor β) para aproximar una topología libre de escala. El valor β se seleccionó cuando el coeficiente de correlación entre log(k) y log(p(k)) alcanzó al menos 0,9. Después de seleccionar el valor β, los módulos génicos se identificaron utilizando el método de corte dinámico del árbol. Los parámetros adicionales se establecieron de la siguiente manera: minModuleSize = 30, cutHeight = 0,25 y deepSplit = 2. El valor β se seleccionó cuando el coeficiente de correlación entre log(k) y log(p(k)) alcanzó al menos 0,9. Se utilizó una potencia de umbralización suave de β = 7 para la construcción de la red. El Eigengene del módulo (ME) se calculó para cada módulo con el fin de resumir los patrones de expresión génica y evaluar las asociaciones con rasgos biológicos. Posteriormente, se calcularon la significancia génica (GS) y la pertenencia al módulo (MM), y las relaciones entre módulos y rasgos se evaluaron mediante el coeficiente de correlación (cor) y el valor p correspondiente. Coeficientes de correlación más altos y valores p más bajos indicaron asociaciones más fuertes entre los módulos génicos y los rasgos biológicos.
Análisis de enriquecimiento funcional y construcción de la red PPI:
Se utilizó ClusterProfiler para realizar el análisis de enriquecimiento de vías KEGG. Se aplicó el método FDR de Benjamini–Hochberg para la corrección por múltiples pruebas, y se consideró estadísticamente significativo un valor p ajustado (FDR) < 0,05. Tras identificar el módulo diana, los genes clave dentro del módulo se intersectaron con los genes asociados con MXYS y necroptosis. Posteriormente, se construyó una red PPI utilizando la base de datos STRING.
Predicción de dianas para compuestos detectados en tejido cerebral:
Los 143 compuestos identificados tentativamente en tejido cerebral de rata tras la administración de MXYS se utilizaron para la predicción de dianas. Para cada compuesto, las dianas potenciales se recuperaron de la base de datos GeneCards mediante la función Related Targets con una puntuación de relevancia > 5. Las dianas duplicadas se fusionaron y solo se conservaron los genes humanos con símbolos génicos oficiales, lo que dio lugar a 3.164 dianas únicas. Estas dianas se sometieron a análisis de enriquecimiento GO y KEGG utilizando el paquete R ClusterProfiler, considerándose estadísticamente significativo un FDR < 0,05. El conjunto génico de fondo comprendió todos los genes humanos codificantes de proteínas anotados en la base de datos KEGG.
Verificación experimental
Cultivo celular:
Las células HT-22 fueron obtenidas de Procell Life Science & Technology Co., Ltd. (CL-0697, RRID: CVCL_0321) y cultivadas en medio de crecimiento suplementado con 10% de suero bovino fetal (FBS) y 100 U/mL de penicilina/estreptomicina. Las células se mantuvieron a 37°C en un incubador humedecido con 5% de CO₂.
Actividad anti-necroptótica de MXYS:
El polvo liofilizado de MXYS se reconstituyó en medio de crecimiento celular a una concentración de 1,0 g/mL, se esterilizó mediante un filtro de membrana de 0,22 μm y se almacenó a −20 °C hasta su uso. Las células HT-22 se sembraron a una densidad de 8.000 células por pocillo en placas de 96 pocillos, con tres pocillos por grupo. MXYS se diluyó en medio de crecimiento hasta concentraciones finales de 2, 4 y 6 mg/mL. Después de una incubación de 12 h, las células se trataron con clorhidrato de SM-164 (10 nM) y el inhibidor de caspasa z-VAD-fmk (20 μM) durante 30 min, seguido de una estimulación con factor de necrosis tumoral alfa humano (h-TNF-α; 20 ng/mL) durante 12 h adicionales. La viabilidad celular se evaluó mediante un ensayo de viabilidad celular luminiscente según las instrucciones del fabricante. La luminiscencia se midió utilizando un lector de microplacas. La morfología celular se examinó bajo un microscopio invertido, y se obtuvieron imágenes representativas para su análisis.
Animales:
Los experimentos con animales fueron aprobados por el Comité de Ética Animal de la Universidad de Medicina China de Henan (número de aprobación: DWLLGZR202200023). Todos los procedimientos se realizaron de acuerdo con las directrices institucionales y nacionales sobre bienestar animal y cumplieron con las directrices ARRIVE. Solo se utilizaron ratones BALB/c machos de 6 a 8 semanas de edad para el establecimiento del modelo CUMS. Los animales se mantuvieron en condiciones controladas de temperatura y humedad, con un ciclo de luz/oscuridad de 12 horas y se les proporcionó alimento estándar y agua ad libitum.
Modelo de depresión inducida por CUMS:
Los ratones se asignaron aleatoriamente a un grupo control o a un grupo CUMS. Tras una semana de aclimatación, los ratones del grupo CUMS fueron sometidos a estresores leves intermitentes e impredecibles, mientras que los ratones del grupo control permanecieron sin perturbaciones. El paradigma de estrés consistió en 13 estresores diferentes, incluyendo inclinación de la jaula, agitación de la jaula, intercambio de jaulas, cama húmeda, privación de agua, iluminación estroboscópica, exposición al ruido, luz continua, oscuridad continua, iluminación intermitente, natación en agua fría (4 °C), natación en agua tibia (40 °C), estrés por inmovilización y otros estresores leves. Cada estresor se aplicó durante 2–6 h por sesión en una secuencia aleatorizada para mantener la imprevisibilidad. Los ratones fueron expuestos a uno o dos estresores diferentes cada día según un horario aleatorizado.
Grupos y tratamiento farmacológico:
Después de seis semanas de exposición al CUMS, los ratones se asignaron aleatoriamente a los grupos de tratamiento CUMS, MXYS, paroxetina o Nec-1. Al grupo MXYS se le administró polvo liofilizado de MXYS por vía oral mediante gavaje a una dosis de 35,2 g/kg/día. Al grupo de paroxetina se le administró paroxetina (20 mg/kg) por vía oral mediante gavaje, mientras que al grupo Nec-1 se le administró Nec-1 (10 mg/kg) mediante inyección intraperitoneal durante cuatro semanas consecutivas. Durante el mismo periodo, los grupos control y CUMS recibieron un volumen equivalente de solución salina normal por vía oral mediante gavaje.
Experimentos conductuales:
Los ratones se asignaron aleatoriamente a grupos experimentales utilizando una secuencia de números aleatorios generada por computadora antes del inicio de la administración del fármaco. La secuencia de aleatorización fue generada por un investigador independiente que no participó en experimentos posteriores ni en el análisis de datos.
Las pruebas conductuales fueron realizadas por un investigador cegado respecto a los grupos de tratamiento. El mismo investigador llevó a cabo la puntuación conductual basada en video (tiempo de inmovilidad, distancia recorrida y tiempo pasado en el centro) utilizando un software automatizado de seguimiento para minimizar el sesgo subjetivo. El investigador cegado no tuvo acceso a los códigos de asignación de grupo hasta que todos los datos conductuales hubieron sido recopilados y registrados.
Los análisis de inmunofluorescencia fueron realizados por un investigador independiente que también estaba cegado respecto a los grupos experimentales. Las muestras fueron etiquetadas utilizando identificadores codificados, y la asignación de los grupos solo se reveló después de que se hubieran completado las mediciones densitométricas o de intensidad de fluorescencia. Los análisis estadísticos fueron realizados por un tercer investigador que estaba cegado tanto respecto a la asignación de los grupos como a los resultados experimentales correspondientes, hasta que todos los datos cuantitativos hubieran sido compilados.
Prueba de preferencia por sacarosa (SPT): La evaluación conductual se realizó después de la administración final del fármaco. Antes de la prueba, los ratones se aclimataron a una solución de sacarosa al 1% proporcionando dos botellas que contenían esta solución durante 12 h, seguido de una botella con solución de sacarosa al 1% y otra con agua potable durante 12 h adicionales. Luego, se privó a los ratones de alimento y agua durante 12 h antes de la prueba formal. Durante la prueba, a cada ratón se le proporcionó una botella con solución de sacarosa al 1% y otra con agua potable. Después de 12 h, se midió el volumen consumido de cada botella. La preferencia por sacarosa se calculó como:

Prueba de Suspensión por la Cola (TST): La cola de cada ratón se sujetó en la parte superior del aparato de prueba utilizando cinta adhesiva. El comportamiento del ratón se registró durante 6 min mediante software de grabación y análisis de video del comportamiento. Se cuantificó la duración de la inmovilidad durante los últimos 4 min de la prueba.
Prueba del campo abierto (OFT): Cada ratón se colocó individualmente en el centro del aparato de campo abierto. La actividad conductual se registró y analizó durante 5 min mediante software de rastreo conductual, incluyendo la distancia locomotora y la actividad de movimiento. Después de cada prueba, el aparato se limpió con etanol al 75 %.
Recolección de muestras:
Se excluyeron del estudio los ratones que murieron durante el procedimiento CUMS o que presentaron signos de enfermedad grave (por ejemplo, pérdida de peso corporal >20%, infección visible o incapacidad para moverse). La eutanasia fue realizada por personal certificado mediante una sobredosis de pentobarbital sódico (150 mg/kg, por vía intraperitoneal). Tras la pérdida de conciencia, se realizó una dislocación cervical como método secundario para asegurar la muerte. Para las análisis de tinción de Nissl e inmunofluorescencia, se seleccionaron aleatoriamente tres ratones de cada grupo. Los tejidos del hipocampo para el análisis por inmunotransferencia (western blot) se diseccionaron inmediatamente sobre hielo y se congelaron rápidamente en nitrógeno líquido.
Tinción de Nissl:
Para los análisis de tinción de Nissl e inmunofluorescencia, los ratones fueron anestesiados profundamente con pentobarbital sódico (150 mg/kg, por vía intraperitoneal) y decapitados sin perfusión transcardíaca. Los cerebros se extrajeron rápidamente y se fijaron en paraformaldehído al 4 % durante 24–48 h antes del incluido en parafina. Los cortes en parafina se realizaron con un grosor de 3 μm. Los cortes en parafina se desparafinizaron mediante incubación secuencial en solución desparafinante, etanol absoluto y etanol al 75 %, antes de enjuagar con agua corriente. Los cortes congelados, cuando correspondía, se llevaron a temperatura ambiente, se fijaron con fijador tisular durante 15 min y se enjuagaron con agua corriente. Las secciones tisulares se tiñeron con la solución de tinción de Nissl durante 2–5 min, se enjuagaron con agua, se diferenciaron con ácido acético glaciar al 0,1 %, se lavaron para detener la reacción, se controlaron microscópicamente para regular la diferenciación, se secaron, se aclararon en xileno durante 10 min y se montaron con medio de montaje neutro.
Inmunofluorescencia:
Los procedimientos de inmunofluorescencia se realizaron utilizando métodos estándar. El tejido cerebral se fijó en paraformaldehído al 4 % y se incluyó en parafina para la tinción por inmunofluorescencia. Las secciones de tejido se incubaron durante la noche a 4 °C con anticuerpos primarios contra NeuN (1:200), MLKL (1:300), ATF4 (1:5000) y CREB (1:1000). Después de la incubación con los anticuerpos primarios, las secciones se lavaron cuatro veces con PBS e incubaron durante 1 h a oscuras con los anticuerpos secundarios fluorescentes correspondientes: IgG de cabra anti-murino conjugado con CY3 (1:300, Servicebio, GB21301) para anti-ATF4 de ratón; IgG de cabra anti-murino conjugado con Alexa Fluor 488 (1:400, Servicebio, GB25301) para anti-MLKL de ratón; IgG de cabra anti-conejillo conjugado con CY3 (1:300, Servicebio, GB21303) para anti-NeuN de conejo; e IgG de cabra anti-conejillo conjugado con Alexa Fluor 488 (1:400, Servicebio, GB25303) para anti-CREB de conejo. Luego, las secciones se tiñeron con DAPI durante 10 min a temperatura ambiente, se lavaron con PBS, se montaron con un medio de montaje antifade y se adquirieron imágenes de fluorescencia mediante microscopía confocal.
Western blot:
Los tejidos cerebrales se homogenizaron en tampón de lisis RIPA (ensayo de inmunoprecipitación con radioinmunoensayo). Se determinaron las concentraciones de proteína, y se separaron 20 μg de proteína total por pocillo mediante electroforesis en gel de poliacrilamida al 10 % con dodecilsulfato de sodio (SDS-PAGE) antes de transferirlos a membranas de fluoruro de polivinilideno (PVDF). Después del bloqueo, las membranas se incubaron durante toda la noche a 4 °C con anticuerpos primarios (1:1000), seguido de incubación con anticuerpos secundarios conjugados con peroxidasa de rábano picante (HRP) durante 1 h. Las bandas proteicas se visualizaron mediante un sistema de imagen de quimioluminiscencia, y las intensidades de las bandas se cuantificaron utilizando el software ImageJ. Para el análisis por western blot de tejidos del hipocampo, se analizaron dos ratones por grupo, y se muestran inmunotransferencias representativas. Para los experimentos con células HT-22, el análisis por western blot se realizó una vez como experimento representativo. Estos datos se presentan como observaciones cualitativas de tendencias, más que como hallazgos cuantificados estadísticamente.
Análisis estadístico:
Las diferencias entre los grupos se analizaron mediante un análisis de varianza unidireccional (ANOVA) seguido de la prueba de comparación múltiple de Tukey. Los datos se presentan como la media ± desviación estándar (SD). Se consideró estadísticamente significativo un valor de p < 0,05.
Disponibilidad de datos:
Los conjuntos de datos generados y analizados durante este estudio se incluyen en este artículo publicado y en sus materiales suplementarios. Los resultados de identificación de compuestos mediante UHPLC-HRMS se proporcionan en la Tabla Suplementaria 1, y las características de los conjuntos de datos GEO utilizados para los análisis bioinformáticos se resumen en la Tabla Suplementaria 2. Datos adicionales de apoyo, incluyendo inmunofluorescencia de GFAP (Figura Suplementaria 1), tinción de inmunofluorescencia de p-RIPK3 y p-MLKL (Figura Suplementaria 2), el diseño experimental y la línea de tiempo de asignación de animales (Figura Suplementaria 3), y las imágenes originales de las transferencias Western sin recortar (Figura Suplementaria 4), están disponibles en los materiales suplementarios.