Name: La preparación de cultivos primarios de células hematopoyéticas de la médula ósea murina por electroporación (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-01-06T23:59:00.000+00:00
Duration: 8 min 15 s
Description: Aprende a preparar cultivos primarios de células hematopoyéticas de médula ósea murina y su transfección mediante electroporación con el sistema Gene Pulser MXCell. Este método optimiza la diferenciación en mastocitos y basófilos.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

La recolección de médula ósea de fémures y tibias <ol><li> El primer paso del procedimiento consiste en la cosecha de médula ósea de los fémures y tibias de un 6 - a la del ratón de 12 semanas de edad (estamos utilizando ratones Balb / c, pero que puede hacer este procedimiento con cualquier cepa de ratón). Para empezar, la eutanasia el ratón por inhalación de CO 2 (no se mostrará). Fémur y la tibia de la cosecha de las patas traseras de cada uno. Luego, con una cuchilla de afeitar, cortar los extremos del fémur para eliminar la cadera y la rodilla y para exponer la médula ósea. </li><li> De manera similar, cortar los extremos de la tibia para eliminar la rodilla y el tobillo y las regiones adyacentes para exponer la médula ósea. </li><li> Tome una jeringa de 3 ml con una aguja de calibre 26 y lo rellenamos con RPMI suplementado con FBS al 10%, penicilina, estreptomicina, y beta-mercaptoetanol (BME = 100 um). Con unas pinzas, sostener el hueso en una placa de Petri que contiene RPMI medios de comunicación. Inserte la aguja de la jeringa en un extremo del hueso y el émbolo para eliminar la médula ósea. La aguja de la jeringa se puede mover arriba y abajo dentro del hueso para eliminar la médula ósea residual. </li><li> Repita el procedimiento con todos los huesos, y luego proceder con el establecimiento de los cultivos. </li></ol> El establecimiento de las Culturas <ol><li> Para establecer los cultivos de médula ósea, una pipeta de la médula ósea lavado de arriba a abajo varias veces para romper el tejido en una suspensión de células. </li><li> Colocar un filtro de 70 micras en la parte superior de un tubo cónico de 50 ml, y añadir la suspensión celular en el filtro. </li><li> Enjuague la placa de Petri una vez con RPMI, a continuación, agregar el enjuague de los 70 filtros de micrón. </li><li> Con el extremo de caucho de un émbolo de una jeringa ml, moler las piezas restantes de médula ósea en la parte superior del filtro de 70 micras. </li><li> Lave el filtro una vez con RPMI. </li><li> Después de haberlo lavado, centrifugar la suspensión celular a 1200 rpm durante 5 minutos. </li><li> Lavar el precipitado celular mediante resuspensión en PBS. </li><li> Contar las células utilizando un hemocitómetro. Por lo general obtener ~ 90 millones de células de los huesos de un ratón (dos fémures más tibias dos). Después de contar las células, que centrifuga de nuevo a 1200 rpm durante 5 minutos. </li><li> Resuspender las células en una pequeña cantidad de RPMI y alícuota en los frascos de cultivo de tejido que contiene suficiente RPMI para que la concentración final es de 1 millón de células por ml. </li><li> Añadir citoquinas para promover el desarrollo de su tipo de célula de interés. En este caso, la citoquina interleuquina-3 (IL-3 = 10 ng / mL) para promover el desarrollo de los basófilos y mastocitos. Para adquirir los basófilos, incubar durante 10 días. De los mastocitos, se incuba durante 5 semanas. Cuando la generación de los mastocitos, los medios de comunicación e IL-3 se debe cambiar una vez por semana. </li><li> Aquí está una mirada a cómo las células del mástil debe aparecer justo después de la siembra. La imagen muestra la diferenciación de las células de la médula mástil en los basófilos y mastocitos 10 días después de la adición de la interleucina-3. </li><li> Una vez que el tipo celular deseado, proceda con el paso de la electroporación. </li></ol> Las células Electroporating <ol><li> Para comenzar la etapa de la electroporación, determinar el número de células en el frasco de cultivo. </li><li> Las células son típicamente electroporated a una densidad de 10 millones por ml, por lo que la transferencia del número de células necesarias para tubos cónicos y centrifugar los tubos a 1200 rpm durante 5 minutos. </li><li> Después de centrifugar, aspirar los medios de comunicación, se lavan las células con PBS 1X, y centrifugar nuevamente a 1200 rpm durante 5 minutos. </li><li> Aspirar el PBS y añadir Bio-Rad Gene tampón de electroporación generador de impulsos para hacer una suspensión celular de 10 millones de células por ml. </li><li> Después de la resuspensión de las células, agregar el ADN del plásmido deseado a una concentración final de 10 a 20 microgramos por mL. </li><li> Alícuota de 150 microlitros de la suspensión de células en los pozos de su elección en una placa de electroporación de 96 pozos. </li><li> Coloque la placa de electroporación en la cámara de placa MXcell y cierre la tapa. </li><li> Antes de la transfección de células cebadas, un protocolo de electroporación debe ser programado en el MXcell a menos que use un protocolo preestablecido o almacenados. A través de experimentos de optimización que hemos descubierto que la mayor eficiencia de la transfección de células cebadas se producen utilizando los protocolos de la onda de pulso cuadrado. Vamos a variar las condiciones de electroporación en la placa para entregar 300V/20ms, 350/15ms, 350V/20ms y 350V/10ms pulsos de onda cuadrada a 2000uF y 1000 ohmios. Una vez que el protocolo se ha establecido y se cargan en el dispositivo, pulse &quot;Pulse&quot; para electroporar las células. </li><li> Después de la electroporación es completa, la transferencia de las células en una placa de cultivo de tejidos. Por lo general la transferencia de cada muestra de 150 microlitros de electroporación de un pozo en una placa de tejido de 48 pocillos con 300 microlitros RPMI (complementado con un 10% de FCS, penicilina, estreptomicina, y beta-mercaptoetanol) a 10 nanogramos por mililitro de interleucina-3. Las células se incubaron durante la noche a 37 ° C, y luego analizaron 24 horas después de la expresión y la represión. </li></ol> TranResultados sfection La imagen de microscopía de fluorescencia de las células después de la electroporación con éxito utilizando los 20 microgramos por mL plásmido GFP se muestra en el video. Utilizando la electroporación MXcell eficiencia de transfección del sistema de alrededor del 30% se puede obtener. El sistema permite variar las condiciones para maximizar la eficiencia de transfección, mientras que el mantenimiento de la viabilidad celular.

A medida que más información sobre el genoma surge y nuevas herramientas como siRNA desarrollados, el uso de células fisiológicamente relevantes se ha convertido cada vez más importante para mejorar nuestra comprensión de los caminos de la enfermedad, las interacciones proteína-proteína, y la transducción de señales. Las células primarias se obtienen directamente de los tejidos o fluidos y cultivadas in vitro. Estas células se pueden manipular de muchas maneras, incluso mediante la introducción de material genético exógeno. Cada vez es más evidente que la forma más eficaz para introducir ADN plásmido o siRNA en las células primarias es la electroporación. Electroporación expone las células a pulsos eléctricos con el fin de aumentar de forma transitoria la permeabilidad de la membrana celular, permitiendo así que los ácidos nucleicos exógenos a entrar en la célula. Este método de transfección se puede optimizar para dar cabida a las diferencias entre los tipos de células diferentes / líneas y, por tanto, puede ser usado para transfectar las células cebadas, así como cualquier otro hueso derivadas de la médula de la célula. Además, a diferencia viral mediada por transfección, electroporación no impone límites en el tamaño de ADN transfectadas, ni requieren una preparación. A diferencia de los lípidos mediada por transfección, electroporación puede ser menos tóxico y no resulta en la captura endosomal del ácido nucleico transfectadas. Bio-Rad ha desarrollado el sistema de electroporación MXcell específicamente para estas células. la MXcell le permite variar las condiciones para maximizar su eficiencia de transfección y viabilidad de las células. Con el fin de optimizar la eficiencia de transfección y reducir al mínimo la muerte celular, una multitud de parámetros de electroporación, incluyendo voltaje, capacidad, resistencia y duración del impulso se puede ajustar y evaluar.

<table><tbody><tr><td>Sistema de electroforesis Gene Pulser MXcell</td><td>Bio-Rad</td><td>165-2670</td><td></td></tr><tr><td>Tampón de electroforesis Gene Pulser</td><td>Bio-Rad</td><td>165-2677</td><td></td></tr></tbody></table>

la preparación de cultivos primarios de células hematopoyéticas de la médula ósea murina por electroporación

The Preparation of Primary Hematopoietic Cell Cultures From Murine Bone Marrow for Electroporation

Cada vez es más evidente que la electroporación es la forma más eficaz para introducir ADN plásmido o siRNA en células primarias. El sistema de electroporación Gene Emisores MXcell y Gene tampón de electroporación Emisor se han desarrollado específicamente para transfectar ácidos nucleicos en células de mamíferos y difíciles de transfectar células, como el vídeo cells.This primaria y madre muestra cómo establecer cultivos primarios de células hematopoyéticas de la médula ósea murina , y luego a prepararse para la electroporación en el sistema de MXcell. Comenzamos por el aislamiento del fémur y la tibia. La médula ósea de ambos fémur y la tibia se recolectan y las culturas establecidas. Cultivos de células de médula ósea son entonces transfectadas y analizados.

Este procedimiento se describe cómo establecer cultivos primarios de células hematopoyéticas de la médula ósea murina y es seguida por la transfección utilizando el sistema de electroporación Gene Emisores MXCell.

La preparación de cultivos primarios de células hematopoyéticas de la médula ósea murina por electroporación

Se hace cada vez más evidente que la electroporación es la forma más eficaz de introducir ADN plasmídico o siRNA en células primarias. El Gene Pulser ...

Este procedimiento comienza con la extracción de fémures y tibias de ratón. Tras la eliminación de las articulaciones de la cadera, la rodilla y el tobillo, se aísla la médula mediante la inyección de medio RPMI en el extremo abierto del hueso. Tras obtener una suspensión de células individuales, las células de la médula ósea se diferencian en mastocitos, se cargan en placas de electroforesis de 96 pocillos y luego se transfectan.Utilizando el sistema de electroforesis génica o el sistema de electroforesis celular MX. Mediante protocolos de pulsos de onda cuadrada, se pueden obtener eficiencias de transfección de aproximadamente el 30%. El primer paso del procedimiento consiste en obtener médula ósea del fémur y de la tibia de un ratón de seis a doce semanas de edad.Para comenzar, eutanasiar al ratón mediante inhalación de CO2, y extraer el fémur y el ojo de la tibia de las patas traseras de cada ratón. Luego, con la hoja de bisturí, cortar cada extremo del fémur para eliminar las articulaciones de la cadera y la rodilla y exponer la médula de manera similar. Cortar cada extremo del ojo de la tibia para eliminar las regiones adyacentes de la rodilla y el tobillo y exponer la médula.A continuación, tome una jeringa con una aguja de calibre 26 y medio y suelte RPMI suplementado con 10% de FBS, penicilina, estreptomicina, beamer, etanol capita y L-glutamina. Usando pinzas, sostenga el hueso sobre una placa de Petri que contenga medio RPMI. Introduzca la aguja de la jeringa en uno de los extremos del hueso y presione el émbolo para lavar y extraer la médula ósea.La aguja de la jeringa puede moverse hacia arriba y hacia abajo dentro del hueso para lavar la médula residual. Repita el procedimiento para todos los huesos y luego continúe con el establecimiento de los cultivos. Para establecer los cultivos de médula ósea, aspire y expulse la médula ósea lavada varias veces para desagregar el tejido en una suspensión celular.Luego, coloque un filtro de 70 micrones encima de un tubo cónico de 50 mililitros y agregue la suspensión celular al filtro. A continuación, enjuague una vez la placa de Petri con RPMI. Luego, agregue el enjuague al filtro de 70 micrones utilizando el extremo de goma del émbolo de una jeringa de un mililitro para triturar los fragmentos de médula ósea que quedan encima del filtro de 70 micrones.Lave el filtro una vez con RPMI después de lavar el filtro. Centrifugue la suspensión celular a 1200 RPM durante cinco minutos. Lave el sedimento celular resuspendiéndolo en PBS.Cuente las células utilizando un hemocitómetro. Normalmente obtenemos aproximadamente 90 millones de células de los huesos de un ratón, dos fémures más dos tibias. Después de contar las células, centrifúgelas nuevamente a 1200 RPM durante cinco minutos.Resuspenda las células en una pequeña cantidad de RPMI y alíquotelas en frascos de cultivo de tejidos, con suficiente RPMI para que la concentración final sea de un millón de células por mililitro. Luego agregue citocinas para promover el desarrollo del tipo celular de interés. En este caso, se agrega la citocina interleucina-3 para promover el desarrollo de basófilos y mastocitos; para obtener basófilos, incube durante 10 días; para generar mastocitos, incube durante cinco semanas.El medio y la IL-3 deben cambiarse una vez por semana. A continuación, se muestra cómo deberían verse las células de médula ósea inmediatamente después de sembrarlas. Esta imagen muestra la diferenciación de las células de médula ósea en basófilos y mastocitos 10 días después de la adición de interleucina-3.Una vez obtenido el tipo celular deseado, continúe con el paso de electroforesis. Para iniciar el paso de electroforesis, determine el número de células en el cultivo. Las células de matraz se electroforetan típicamente a una densidad de 10 millones por mililitro.Transfiera el número requerido de células a tubos cónicos y centrifugue los tubos a 1200 RPM durante cinco minutos. Después de la centrifugación, aspire el medio, lave las células con un XPBS y centrifugue nuevamente a 1200 RPM durante cinco minutos. Luego, aspire el PBS y agregue tampón de electroforesis BioRad gene pulsar para obtener una suspensión celular de 10 millones de células por mililitro.Después de resuspender las células, agregue el ADN plasmídico deseado a una concentración final de 10 a 20 microgramos por mililitro. Mezcle suavemente la solución celular y transfiera 150 microlitros de la suspensión celular a los pozos de su elección en una placa de electroforesis de 96 pozos. A continuación, coloque la placa de electroforesis en la cámara de placas MXL y cierre la tapa antes de la transfección de las células de médula ósea y la electroforesis.El protocolo debe programarse en el MXL a menos que se utilice un protocolo preestablecido o almacenado. A través de experimentos de optimización, hemos descubierto que las eficiencias más altas de transfección de células de médula ósea se obtienen utilizando protocolos de pulsos cuadrados. Variaremos las condiciones de electropermeabilización en la placa para aplicar pulsos cuadrados de 2000 microsegundos en mil ohmios. Una vez que el protocolo haya sido configurado y cargado en el dispositivo, presione pulsar para tratar las células; tras completar la electropermeabilización, transfiera las células a una placa de cultivo celular.Típicamente transferimos cada muestra de electrotransferencia de 150 microlitros a un pocillo de una placa de cultivo celular de 48 pocillos que contiene 300 microlitros de RPMI con 10 nanogramos por mililitro. Las células de interleucina tres se incuban durante la noche a 37 grados Celsius y luego se analizan 24 horas después para evaluar la expresión y la supresión. Esta es una imagen de microscopía fluorescente de las células.Tras una electrotransferencia exitosa utilizando 20 microgramos por mililitro de plásmido GFP, mediante el sistema de electrotransferencia de células MX, se pueden obtener eficiencias de transfección de aproximadamente el 30 %. El sistema permite variar las condiciones para maximizar la eficiencia de transfección manteniendo la viabilidad celular. El sistema de células MX es especialmente útil para células mamíferas primarias, como estas células hematopoyéticas de ratón.Acabamos de mostrarle cómo aislar células de médula ósea de ratones y transfectar células de mastocitos diferenciadas utilizando el sistema de electroforesis celular MX. Eso es todo. Gracias por ver este video y buena suerte con sus experimentos.

the-preparation-primary-hematopoietic-cell-cultures-from-murine-bone

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Este procedimiento muestra cómo utilizar el sistema de electroporación Gene Emisores MXcell para identificar rápida y fácilmente las mejores condiciones de electroporación de fibroblastos embrionarios de ratón (MEFs) o de otras células primarias. Consideraciones para la solución de problemas también se discuten en el vídeo asociado.

Utilizando el sistema de electroporación Gene Emisores MXcell para transfectar células primarias con alta eficiencia

Este procedimiento describe un método para el aislamiento y la cultura del órgano de Corti murino con o sin el limbo espiral y las neuronas del ganglio espiral. También demostramos un método para la expresión de un gen reportero exógenos en el órgano de Corti explante de la electroporación.

Cultura primaria y electroporación plásmido del órgano de Corti murino.

Un método para analizar la distribución de progenitores hematopoyéticos de médula ósea en citometría de flujo, así como para aislar eficazmente altamente purificadas células madre hematopoyéticas (HSC) se describe. El procedimiento de aislamiento se basa esencialmente en el enriquecimiento magnética de c-kit + células y células de clasificación para purificar las CMH para los estudios celulares y moleculares.

El análisis fenotípico y aislamiento de células madre hematopoyéticas murinas y progenitores comprometidos Lineage

Un protocolo para rápido CRISPR/Cas9-mediado interrupción de genes en ratón y células hematopoyéticas primarias humanas se describe en este artículo. Cas9 sgRNA ribonucleoproteínas se introducen a través de electroporación con sgRNAs generado a través de transcripción en vitro y Cas9 comercial. Alta eficiencia edición se logra con tiempo limitado y costos financieros.

Interrupción génica altamente eficiente de las células progenitoras hematopoyéticas murinas y humanas por CRISPR/Cas9

Este protocolo ilustra un procedimiento seguro y eficaz para modificar CD133+ las células madre hematopoyéticas. El presentado no virales, magnético polyplex enfoque puede proporcionar una base para la optimización de los efectos terapéuticos de células madre, así en cuanto a la supervisión del producto celular administrada a través de la proyección de imagen de resonancia magnética.

Protocolo para la transferencia de microARN en médula ósea hematopoyéticas células madre adultas para permitir ingeniería celular combinado con orientación magnética

Se describen protocolos para la edición del genoma altamente eficiente de células madre hematopoyéticas murinas (HSPC) por el sistema CRISPR/Cas9 para desarrollar rápidamente sistemas de modelos de ratón con modificaciones genéticas específicas del sistema hematopoyético.

Edición del genoma mediado por CRISPR/Cas9 para el estudio de células hematopoyéticas en modelos de enfermedades

Este método describe la purificación por citometría de flujo de MEP y MKp de fémures, tibias y huesos pélvicos de ratones.

Aislamiento de progenitores de megacariocitos de ratón

Aquí, presentamos un método económico y eficiente para aislar y generar células dendríticas derivadas de la médula ósea de alta pureza a partir de ratones después de 7 días de cultivo con 10 ng / ml GM-CSF / IL-4.

Protocolo económico y eficiente para aislar y cultivar células dendríticas derivadas de la médula ósea de ratones

Aquí se presenta un protocolo para iniciar, mantener y analizar cultivos de células madre hematopoyéticas de ratón utilizando expansión ex vivo a base de alcohol polivinílico, así como métodos para manipularlos genéticamente mediante transducción lentiviral y electroporación.

Ex Vivo Expansión y manipulación genética de células madre hematopoyéticas de ratón en cultivos a base de alcohol polivinílico

Aquí presentamos protocolos que permiten el aislamiento de células estromales de hueso murino, médula ósea, timo y tejido tímico humano compatible con multiómicas unicelulares.

Aislamiento de células estromales de órganos hematopoyéticos

Aprende a preparar cultivos primarios de células hematopoyéticas de médula ósea murina y su transfección mediante electroporación con el sistema Gene Pulser MXCell. Este método optimiza la diferenciación en mastocitos y basófilos.

La preparación de cultivos primarios de células hematopoyéticas de la médula ósea murina por electroporación

Explorar más videos