Name: De dos fotones axotomía y de lapso de tiempo de imagen confocal en embriones de pez cebra en vivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2009-02-16T00:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 21 s
Description: Aprende axotomía de dos fotones e imagen confocal de lapso de tiempo en embriones de pez cebra vivos. Este método permite estudiar la degeneración y regeneración axonal en neurociencia.

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Damos las gracias a Marcos Terasaki para el asesoramiento inicial sobre el uso de un microscopio de dos fotones para crear daño en los tejidos locales, Kathy Joubin para el asesoramiento sobre el montaje de time-lapse, y los laboratorios de Sagasti y Portera-Cailliau para los debates. Los primeros experimentos fueron realizados por AS como becario de la Fundación de hierba en los Laboratorios de Biología Marina en Woods Hole, MA. Trabajar en el laboratorio Sagasti fue apoyado por becas de la Fundación de Whitehall, la Fundación Klingenstein, y Burroughs Wellcome Premio Trayectoria del Fondo en las Ciencias Biológicas.

Parte 1: Montaje de embriones de pez cebra a largo plazo de imágenes <ol><li> Prepare un 1% de baja fusión solución de agarosa para incrustar. Disolver la agarosa en agua desionizada, calentando en el microondas, alícuotas en tubos pequeños y almacenar en un bloque de calentamiento a 42 grados centígrados. </li><li> Seleccionar embriones para la imagen y eliminar sus coriones tirando suavemente del corion además con unas pinzas. Los embriones pueden ser colocados en una solución al 5% PTU timbres en 22-24 horas después de la fecundación (HPF) para inhibir la formación de pigmento. Esto mejora la claridad de la imagen y es esencial para la realización de dos fotones axotomies de los axones sensoriales. Si el pigmento natural se permite a la forma, autofluorescencia oscurece los axones en el microscopio de dos fotones. Timbres solución para el pez cebra contiene 116 mM NaCl, 2,9 mM KCl, 1,8 mM CaCl 2, y 5 mM HEPES, pH 7,2. </li><li> Anestesiar a los embriones mediante la adición de ~ 0,02% tricaína a los timbres PTU. Hacer que los animales que no son sensibles al tacto antes de proceder. </li><li> Prepare la cámara de imagen a largo plazo mediante la aplicación de grasa de vacío a un lado de un anillo de vidrio o teflón y fijarlo en una hoja de cubierta de vidrio. </li><li> La transferencia de un embrión en los 42 grados solución de agarosa con una pipeta de vidrio, teniendo cuidado de no transferir la mayor parte de los timbres PTU, a continuación, transferir el embrión con una gota de agarosa en una hoja de cubierta preparada. </li><li> La posición del embrión como se desee, como la agarosa se endurece. Tenga en cuenta que la cámara de imágenes se volcó cuando se hace para que la hoja de la cubierta será la superficie superior. </li><li> Si usted tiene una platina motorizada y puede localidades de varias imágenes a la vez, repita los pasos 1.4 a 1.6 por cada embrión. </li><li> Deje que la agarosa para solidificar completamente, y luego rellene el ring con tricaína 0,02% Timbres PTU. </li><li> Aplicar grasa de vacío al otro lado del anillo (s), y luego cubrir el anillo (s) con un portaobjetos de vidrio. Voltear la cámara sellada (s) otra vez. Estas cámaras se pueden utilizar para obtener imágenes en los microscopios vertical o invertida. </li></ol> Parte 2: dos fotones usando un axotomía hecha a la medida de dos fotones con un microscopio Chameleon Ti-zafiro láser <ol><li> Prepararse para la imagen. Lugar al embrión montado (s) en un portaobjetos bajo el microscopio. Se centran en un embrión con un objetivo 40X de agua (0,8 NA). Encienda el láser. Hemos sido capaces de visualizar de forma reproducible y daños GFP neuronas que expresan mediante los siguientes parámetros. Para visualizar los axones en una potencia no-perjudicial, establece láser a una longitud de onda de 910 nanómetros (nm) y una potencia de 30 milivatios (mW lista son la cantidad de energía en la muestra). Abra el software de imágenes. Usamos Software scanimage desarrollado en el laboratorio Karel Svoboda es 2, 3. </li><li> Prensa enfoque para analizar el embrión con el láser de dos fotones, localizar el axón desea axotomize, y la captura de una imagen de este axón. Marque las posiciones Z primero y el último, adquirir la imagen, y hacer una proyección máxima de las pilas Z. </li><li> Zoom 70X en la rama del axón desea axotomize y detener la exploración. Aumentar la mW en la muestra del poder dañino de 180 mW, y realizar un análisis simple con el láser. Hacemos esto mediante el establecimiento de la cantidad de cortes de Z a 1 y pulsando &quot;Grab&quot;. Esto debería ser suficiente para romper el axón. Véase la discusión de los métodos para optimizar el procedimiento para su microscopio y el objetivo experimental. </li><li> Reducir, reducir el poder de 30 mW y tomar una imagen. </li></ol> Parte 3: dos fotones axotomía en 510 microscopio confocal Zeiss / dos fotones <ol><li> Lugar montado embrión en el escenario y lo pongo en enfocar con el objetivo 25X de agua o un objetivo adecuado. </li><li> A su vez en el de dos fotones (910 nm) y argón (488 nm) en un entorno multi-pista, así que es posible pasar de uno a otro. Aunque los dos rayos láser se utilizan para detectar las buenas prácticas agrarias, la emisión de dos fotones se visualiza con el rojo, y la emisión de láser de argón con el verde para diferenciar los dos. </li><li> El uso del láser de argón para identificar un axón que se lastimen. En la configuración Z marca las secciones ópticas primera y la última. Toma una imagen confocal y crear una proyección máxima de la pila Z. </li><li> Elija la región del axón que se lesiona y traer a esta región en foco. Apague el láser de argón y encender el láser de dos fotones. Busque en la muestra con el de dos fotones en un láser de intensidad de la transmisión ~ 9% para asegurarse de que el axón se encuentra todavía en el foco. </li><li> Haga clic en el botón &quot;stop&quot; para que la herramienta de recorte estará disponible. El uso de cultivos para ampliar el área de interés. Por lo general, nos acercamos a ~ 70X (zoom se puede comprobar en el &quot;modo&quot; ficha). En virtud de los &quot;canales&quot; pestaña cambiar la intensidad de los dos fotones de la transmisión ~ 9% a la transmisión de un 15-20%. </li><li> Para cortar un axón activar el &quot;XY rápida&quot; botón durante 1 segundo y luego presione el botón de parada para evitar daños en exceso. El axón debe ser visto como escombros esparcidos si el procedimiento funciona. </li><li> Para asegurarse de que el axónfue dañado volver a los 488 nm láser de argón, tome otra imagen confocal, y crear una proyección máxima. </li></ol> Parte 4: Confocal lapso de tiempo de imágenes en Zeiss LSM 510 <ol><li> Prepararse para la imagen. Si está utilizando una etapa de calefacción, asegúrese de que a su vez en al menos 30 minutos antes de la creación de su tiempo de intervalo. Lugar al embrión montado (s) en un portaobjetos bajo el microscopio. Se centran en un embrión con el objetivo de aire deseado. Utilizamos un 20X, 0,5 NA objetivo. Abrir Zeiss LSM 510 imágenes de software. Encienda el láser adecuado y establecer la configuración deseada. A continuación se describe un protocolo detallado para la imagen a largo plazo con el software Zeiss LSM Tiempo Multi. Estos métodos pueden ser adaptados para su uso en su propio microscopio con su software de imagen. </li><li> Definir la posición y la configuración de su primer embrión en la ventana de tiempo múltiples. Abra la exploración, el escenario, y las ventanas de varios tiempos. Activar exploración rápida en la ventana de análisis. Mover el escenario para la posición XY deseado. Marque las posiciones Z primero y el último en la ventana de análisis. Oprima Parar, luego media, también en la ventana de análisis. Espere a que la exploración de la parte media Z hasta el final, a continuación, pulse posición de la marca en la ventana de escenario. Si usted es sólo un embrión de imagen, haga clic en el &quot;Lugar Único&quot; pestaña en la ventana de tiempo múltiples. Haga clic en &quot;Reemplazar XYZ&quot; y luego en &quot;Guardar configuración&quot;. Acuerdo cuando se le pregunta si desea sobrescribir la configuración anterior. Continúe con el paso 4.4. Si usted tiene una fase de mecanizado, se puede configurar múltiples lugares a los embriones de varias imágenes. En este caso, debe seleccionar la opción &quot;varias ubicaciones&quot; ficha antes de definir el XYZ y la configuración para la primera ubicación. Además, asegúrese de que el menú desplegable justo debajo del &quot;varias ubicaciones&quot; ficha está en la posición 1, y que el menú desplegable en la sección de configuración de múltiples dice loc 1, antes de hacer clic en Guardar configuración. </li><li> Definir la posición y la configuración del resto de los embriones en la ventana de tiempo múltiples. Busque su embrión siguiente, a continuación, pulse análisis rápido, mover el escenario en la posición deseada XY y Z marca las posiciones primera y la última en la ventana de análisis. Oprima Parar, luego media, también en la ventana de análisis. Espere a que la exploración de la parte media Z hasta el final, a continuación, pulse posición de la marca en la ventana de escenario. Haga clic en &quot;Reemplazar XYZ&quot;. Compruebe que el menú desplegable justo debajo del &quot;varias ubicaciones&quot; ficha está en el punto 2, y que el menú desplegable en la sección de configuración de múltiples dice loc 2, a continuación, haga clic en &quot;Guardar configuración&quot;. Acuerdo cuando se le pregunta si desea sobrescribir la configuración anterior. Repita este proceso para los embriones sobrantes. </li><li> Establecer los parámetros para la adquisición de la imagen en la ventana de Loc Multi. Elija la opción GR-GL en la &quot;Lista de los bloques&quot; sección, a continuación, introduzca el número deseado de repeticiones grupo. Este es el número de veces que el confocal se obtiene una imagen en cada lugar. Introduzca el intervalo de espera deseado en la sección Parámetros. Esta es la cantidad de tiempo desde el inicio de la repetición de imágenes una al inicio de la siguiente repetición. Seleccione &quot;ZStackXY&quot; en la sección de configuración. Introduzca su nombre de archivo base, en la sección inferior. Haga clic en &quot;DB Seleccionar Imagen&quot; y seleccione su mdb. Haga clic en el botón &quot;Opciones&quot;. Seleccione la carpeta mdb para salvar los archivos temporales. Marque &quot;mantener la imagen final abierto&quot;, &quot;guardar la imagen final&quot;, y &quot;en medio de la pila de z&quot;. Seleccione Intervalo de espera. Haga clic en Aceptar para cerrar la ventana de opciones. Haga clic en &quot;hora de inicio&quot;. Dejar la ventana abierta a la hora Multi duración de la imagen. </li><li> Analizar los datos. Cuando el time-lapse ha terminado, el software Time Multi compila todos los archivos temporales en un archivo de resumen para cada ubicación. Si desea detener la película antes de que finalice, asegúrese de pulsar en &quot;Finalizar&quot; en lugar de &quot;Stop&quot;, de modo que un archivo de resumen se creará. Los archivos temporales y archivos de resumen se guardarán automáticamente en la carpeta designada mdb. En el menú de software LSM, haga clic en &quot;Vista 3D&quot;, luego &quot;Proyección&quot;. Con el archivo de resumen seleccionado en el menú desplegable, haga clic en &quot;Aceptar&quot;. Esto va a generar proyecciones de máxima de la pila de Z para cada imagen confocal. En el menú de software LSM, haga clic en &quot;Archivo&quot;, luego &quot;Exportar&quot;. Guardar las proyecciones de máxima como una serie de archivos tif. A continuación, puede crear una película de la serie de archivos tif utilizando ImageJ o QuickTime Pro.. Los axones de las imágenes LSM se puede rastrear en tres dimensiones utilizando el software de análisis de imagen (por ejemplo, Neurolucida de MicroBrightfield) para generar información cuantitativa detallada sobre la morfología del axón. </li></ol> Parte 5: Los resultados representativos Una experiencia exitosa se traducirá en una representación exacta de la dinámica celulars de la recuperación de una lesión axonal. Los embriones serán sanos después de la filmación, sin degeneración visible y latidos fuertes del corazón. La axotomía debería producir daños precisos, sólo cortar la rama definida del axón. No debe haber ningún daño a los axones los alrededores y la muerte celular mínima. Creemos que ver la muerte de una sola célula epidérmica directamente sobre el sitio de axotomía en ~ 50% de los experimentos. Si se observa más daño, debe optimizar sus dos fotones protocolo como se describe en la discusión.

<ol><li>Sagasti, A., Guido, M. R., Raible, D. W., Schier, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repulsive+interactions+shape+the+morphologies+and+functional+arrangement+of+zebrafish+peripheral+sensory+arbors%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Repulsive interactions shape the morphologies and functional arrangement of zebrafish peripheral sensory arbors.</a> Curr Biol. 15, 804-814 (2005).</li>
<li>Pologruto, T. A., Sabatini, B. L., Svoboda, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ScanImage%3A+flexible+software+for+operating+laser+scanning+microscopes%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Eng+Online%22%5BJournal%5D)">ScanImage: flexible software for operating laser scanning microscopes.</a> Biomed Eng Online. 2 (13), (2003).</li>
<li>Svoboda, K., Yasuda, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+two-photon+excitation+microscopy+and+its+applications+to+neuroscience%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Principles of two-photon excitation microscopy and its applications to neuroscience.</a> Neuron. 50, 823-839 (2006).</li>
<li>Sacconi, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+multiphoton+nanosurgery+on+cortical+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Opt%22%5BJournal%5D)">In vivo multiphoton nanosurgery on cortical neurons.</a> J Biomed Opt. 12, 050502-050502 (2007).</li>
<li>Galbraith, J. A., Terasaki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+damage+in+thick+specimens+by+multiphoton+excitation%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Cell%22%5BJournal%5D)">Controlled damage in thick specimens by multiphoton excitation.</a> Mol Biol Cell. 14, 1808-1817 (2003).</li>
<li>Yanik, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurosurgery%3A+functional+regeneration+after+laser+axotomy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Neurosurgery: functional regeneration after laser axotomy.</a> Nature. 432, 822-822 (2004).</li>
<li>Quinto-Su, P. A., Venugopalan, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+laser+cellular+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of laser cellular microsurgery.</a> Methods Cell Biol. 82, 113-151 (2007).</li>
</ol>

Hemos utilizado los métodos descritos a axotomize precisamente periférico los axones sensoriales y de observar directamente la regeneración en el embrión de pez cebra de vida. A largo plazo de lapso de tiempo de imagen confocal en el pez cebra puede ser utilizado para observar muchos procesos de desarrollo en vivo. El procedimiento de axotomía de dos fotones descritos podrán ser modificados para muchos de los objetivos experimentales. Hemos utilizado el mismo procedimiento general para la ablación de los órgano...

de dos fotones axotomía y de lapso de tiempo de imagen confocal en embriones de pez cebra en vivo

Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos

Pez cebra han sido utilizados para estudiar los mecanismos celulares y moleculares del desarrollo de time-lapse del embrión transparente de vida. Aquí se describe un método para montar embriones de pez cebra a largo plazo de imágenes y se muestra cómo automatizar la captura de imágenes con lapso de tiempo utilizando un microscopio confocal. También describe un método para crear daño controlado y preciso a las distintas ramas de los axones sensoriales periféricas en el pez cebra con el poder concentrado de un láser de femtosegundo montada en un microscopio de dos fotones. Los parámetros para el éxito de dos fotones axotomía debe ser optimizado para cada microscopio. Vamos a demostrar de dos fotones axotomía en tanto a la medida de dos fotones microscopio Zeiss y un 510 / confocal de dos fotones que son dos ejemplos. Pez cebra neuronas sensoriales del trigémino se pueden visualizar en una línea transgénica que expresa GFP dirigida por un promotor neuronas sensoriales específicas 1. Hemos adaptado este modelo de pez cebra trigémino de observar directamente la regeneración de axones sensoriales en vida embriones de pez cebra. Los embriones son anestesiados con tricaína y colocado dentro de una gota de agarosa al solidificarse. Embriones inmovilizados están sellados dentro de una cámara de imágenes llenas de feniltiourea (PTU) Timbres. Hemos encontrado que los embriones pueden ser continuamente imágenes de estas cámaras durante 12-48 horas. Una imagen confocal solo es capturado para determinar el sitio deseado de axotomía. La región de interés se encuentra en el microscopio de dos fotones de imágenes de los axones sensoriales en baja, no dañar el poder. Después de hacer zoom sobre el sitio deseado de axotomía, el poder es mayor y una sola exploración de esa región definida es suficiente para romper el axón. Ubicación de múltiples imágenes a intervalos de tiempo-luego se estableció en un microscopio confocal de observar directamente la recuperación de una lesión axonal.

Aquí se describe un método para el montaje de embriones de pez cebra a largo plazo de imágenes, de dos fotones de imágenes y técnicas de daño a los tejidos, y de lapso de tiempo de imagen confocal.

De dos fotones axotomía y de lapso de tiempo de imagen confocal en embriones de pez cebra en vivo

El pez cebra se ha utilizado durante mucho tiempo para estudiar los mecanismos celulares y moleculares del desarrollo mediante imágenes de lapso de tiempo del embrión vivo y transparente.

Para cortar axones utilizando imágenes intravital de dos fotones, coloque embriones de pez cebra anestesiados dentro de una gota de aros mientras esta se endurece en una cámara especializada compuesta por una funda de TEFL y una cubierta de vidrio. Coloque una lámpara de vidrio encima de la cámara, que luego se invierte antes de la exotomía. Tome una imagen previa del axón que desea cortar con un aumento de 40x, y luego aumente a 70x en la región que desea exomizar.Y con el láser apagado, aumente la potencia del láser. Encienda brevemente el láser. En la imagen posterior del axón, observará restos axonales dispersos si la exotomía tiene éxito.Hola, soy Georgia O'Brien. Hola, soy Sandra Rigo. Y yo soy Shauna Martin.Y pertenecemos al laboratorio de Alvarez TI en el Departamento de Biología Celular y del Desarrollo Molecular de la Universidad de California en Los Ángeles. Hoy les mostraremos un procedimiento para la exodoncia de dos fotones y la obtención de imágenes confocales con lapso de tiempo en embriones vivos de pez cebra. Utilizamos este procedimiento en nuestro laboratorio para estudiar la degeneración y regeneración de axones somatosensoriales periféricos.Así que comencemos. Para empezar, prepararemos una solución al 1 % de agarosa de baja fusión para inclusión. Disolvemos la agarosa en agua doblemente destilada calentando en un microondas antes de repartirla en tubos pequeños y almacenarla en un bloque calefactor a 42 grados Celsius.Primero, los embriones pueden colocarse en una solución de Ringer con PTU al 5 % a las 22-24 horas posteriores a la fertilización para inhibir la formación de pigmento, que es intensamente autofluorescente y oscurecerá los axones en el microscopio de dos fotones. A continuación, seleccionamos los embriones para la obtención de imágenes y eliminamos su corion tirando suavemente de ellos con pinzas. Una vez seleccionados los embriones, se anestesian añadiendo aproximadamente 0,02 % de trica al Ringer con PTU.Antes de continuar, asegúrese de que los animales no respondan al tacto. Prepare la cámara de imagenología a largo plazo aplicando grasa al vacío a un lado de un anillo de vidrio o teflón y fíjelo sobre un cubreobjetos de vidrio. Tenga cuidado de no transferir mucho del ringer PTU.Transfiera un embrión a la solución de agro a 42 grados con una pipeta de vidrio. Luego, transfiera el embrión con una gota de agros a un cubreobjetos preparado. Una vez transferido, coloque el embrión en la posición deseada mientras los agros se endurecen.Tenga en cuenta que la cámara de imagen se volteará al finalizar, de modo que la lámina de cobre quedará como superficie superior. Si dispone de una platina motorizada y puede obtener imágenes de múltiples ubicaciones simultáneamente, repita estos pasos para cada embrión. Permita que las rosas de agaro se solidifiquen completamente.Luego, llene el anillo con ringer PTU tri canino al 0,02 %. Finalmente, aplique grasa al vacío al otro lado de los anillos. A continuación, cúbralos con un vidrio de luz.Dar la vuelta a las cámaras de sellado. Ahora estamos listos para realizar la imagenología de disección de dos ejemplares de cuatro toneladas. Para prepararse para la imagenología, coloque los embriones montados sobre un portaobjetos en el soporte bajo el microscopio.Enfóquese en un embrión utilizando un objetivo acuático de 40 x 0,8 de apertura numérica. Luego encienda el láser. Ajuste el láser a una longitud de onda de 910 nanómetros y una potencia de 30 milivatios.Abra el software de imagen. Utilizamos el software Scan Image desarrollado en Corals para Boar's Laboratory. Con esta potencia, se puede explorar el campo en busca de un axón candidato que será seccionado.Una vez localizado, tome una imagen del axón objetivo. Marque las primeras y últimas posiciones en Z, adquiera la imagen y realice una proyección máxima de las series en Z. A continuación, acerque 70 x al ramo del axón que desea examinar detalladamente.Aumente la potencia a 180 milivatios y configure el número de cortes Z en uno. Inicie un solo escaneo con un láser presionando "grab". Esto debería ser suficiente para seccionar el axón, aunque es necesario optimizar este procedimiento según su microscopio y objetivo experimental.Finalmente, aleje la imagen. Reduzca la potencia a 30 milivatios y tome una imagen de nuestro axón recién seccionado. Si en su laboratorio no dispone de un microscopio de dos fotones construido a medida, también se puede utilizar el microscopio confocal de dos fotones Zes cinco 10 para seccionar axones.Comenzamos colocando el embrión montado sobre la platina y enfocándolo mediante un objetivo acuático de 25 x. A continuación, encienda los láseres de dos fotones y de argón en una configuración multirrastro para que sea posible cambiar de uno a otro. Aunque ambos láseres se utilizan para detectar GFP, la emisión de dos fotones se visualiza en rojo y la emisión del láser de argón en verde.Para diferenciarlos, utilice el láser de Argonne para identificar un axón que resista bajo las condiciones Z. Marque la primera y la última sección óptica. Tome una imagen confocal y cree una proyección máxima de Zack.Apague el láser de argón y encienda el escaneo del láser de dos fotones con una intensidad de aproximadamente 9 % de transmisión. Para asegurarse de que el axón siga estando enfocado, haga clic en el botón de detener para que la herramienta de recorte esté disponible. Utilice el recorte para acercar la zona de interés.Normalmente se aumenta el zoom hasta aproximadamente 70 x. Elija la región del axón que se lesionará y enfoque esta región. El zoom se puede verificar en la pestaña de modo.A continuación, en la pestaña de canales, cambie la intensidad de los dos fotones de aproximadamente 9 %transmisión a 15-30 %transmisión. Para activar la nueva configuración, haga clic en el botón XY rápido y luego haga clic rápidamente en detener. Para evitar daños excesivos, el axón debe verse como restos dispersos si el procedimiento tuvo éxito.Finalmente, para asegurarse de que el axón efectivamente fue dañado, cambie nuevamente al láser de argón de 488 nanómetros. Tome otra imagen confocal y cree una proyección máxima de los Zacks. Ahora que le hemos mostrado dos formas de seccionar axones utilizando microscopía láser de dos fotones, analizaremos imágenes confocales de lapso de tiempo de la regeneración utilizando el zes LSM cinco 10.Para preparar la imagen de lapso de tiempo, asegúrese de encender la platina calefactora al menos 30 minutos antes de configurar su película de lapso de tiempo. Coloque los embriones montados sobre un portaobjetos en el soporte del microscopio. Enfóquese en un embrión con el objetivo de aire deseado.Utilizamos un objetivo de apertura numérica 20 x 0,5, abrimos el software de imagen Zeiss LSM five 10 y luego encendemos los láseres adecuados y configuramos la configuración deseada. Abra la ventana de escaneo y la ventana de múltiples tiempos. Si dispone del software de múltiples tiempos, defina la posición y configuración de su primer embrión en la ventana de múltiples tiempos.Active el escaneo rápido en la ventana de escaneo, luego mueva la platina a la posición XY deseada. Marque la primera y la última posición Z en la ventana de escaneo. Presione detener y luego también medio en la ventana de escaneo, espere a que finalice el escaneo de la rebanada Z media.Luego presione marcar posición en la ventana de la platina. Si solo está obteniendo imágenes de un embrión, haga clic en la pestaña de ubicación única en la ventana de múltiples tiempos. Haga clic en reemplazar X, y, Z. A continuación, haga clic en guardar configuración.Acepte cuando se le solicite sobrescribir la configuración anterior. Ahora puede configurar los parámetros para la adquisición de imágenes en la ventana multi lo. Si dispone de una platina mecanizada, puede configurar múltiples ubicaciones para imaginar múltiples embriones.En este caso, debe seleccionar la pestaña de múltiples ubicaciones antes de definir las coordenadas X, Y, Z y la configuración para su primera ubicación. Además, asegúrese de que el menú desplegable justo debajo de la pestaña de múltiples ubicaciones esté en la ubicación uno y de que el menú desplegable en la sección de configuración indique multi lo uno. Antes de hacer clic en guardar configuración, defina la posición y configuración de los embriones restantes en la ventana multi-tiempo.Localice el siguiente escaneo rápido de embrión, luego mueva la platina a la posición XY deseada y marque la primera y última posición Z en la ventana de escaneo. Presione detener. Luego, también en la ventana de escaneo, espere a que finalice el escaneo de la sección media en Z.Luego presione marcar posición. En la ventana de la platina, haga clic en reemplazar X, Y, Z. Verifique que el menú desplegable justo debajo de la pestaña de ubicaciones múltiples esté en la ubicación dos y que el menú desplegable en la sección de configuración indique multi lóbulo dos. A continuación, haga clic en guardar configuración. Acepte. Cuando se le solicite sobrescribir la configuración anterior, repita este proceso para los embriones restantes.Configure los parámetros para la adquisición de imágenes en la ventana multi lo. Seleccione la opción GR GL en la lista de secciones de bloque. Luego ingrese el número deseado de repeticiones de grupo.Este es el número de veces que el microscopio confocal adquirirá una imagen en cada ubicación. Introduzca el intervalo de peso deseado en la sección de parámetros. Este es el tiempo transcurrido desde el inicio de una repetición de adquisición de imágenes hasta el inicio de la siguiente.Seleccione Zack XY en la sección de configuración. Ingrese su nombre de archivo base en la sección inferior. Haga clic en seleccionar base de datos de imágenes y elija su base de datos.Haga clic en el botón de opciones y luego seleccione su carpeta MDB para guardar también los archivos temporales. Marque la opción de mantener la imagen final abierta. Guarde la imagen final, en la parte central de Zack, y seleccione el intervalo de peso.Haga clic en aceptar para cerrar la ventana de opciones, luego haga clic en hora de inicio. Deje la ventana de múltiples tiempos abierta durante toda la duración de la adquisición de imágenes. Ahora es el momento de analizar sus datos.Cuando finalice la imagen de lapso de tiempo, el software multitemporal compilará todos sus archivos temporales en un archivo resumen para cada ubicación. Si desea detener la película antes de que finalice, asegúrese de presionar finalizar en lugar de detener, para que se cree un archivo resumen.Los archivos temporales y los archivos de resumen deben guardarse automáticamente en la carpeta MDB designada. A continuación se muestra un ejemplo representativo de una película confocal de lapso de tiempo tras una exotomía a las 54 horas posteriores a la fertilización. El primer cuadro muestra una vista dorsal del axón antes de la exotomía, con una flecha amarilla que señala el sitio de la exotomía en el siguiente momento temporal.La película de lapsos comienza dentro de la primera hora tras la exotomía y dura 12 horas. Se recopiló una serie confocal cada 20 minutos. Esta película confocal de lapsos se grabó utilizando los mismos parámetros a las 78 horas post fertilización.El primer cuadro muestra una vista lateral del axón antes de la exsodomía con una flecha amarilla que señala el sitio de exsodomía. Acabamos de mostrarle cómo generar daño tisular preciso y visualizar embriones de pez cebra vivos mediante sedomía de dos fotones y microscopía confocal con lapse de tiempo. Al realizar este procedimiento, es importante optimizar la cantidad de potencia utilizada para la exsodomía con láser de dos fotones para evitar causar daño excesivo.Así que eso es todo. Gracias por ver este video y buena suerte con su experimento.

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Investigación

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Biología

En este vídeo, que muestran un método para analizar el cerebro de los vertebrados en desarrollo en embriones de pez cebra en vivo con una resolución única célula mediante microscopía confocal. Esto incluye el método por el cual se inyecta el embrión del pez cebra de una sola célula y, posteriormente, montar y obtener imágenes del cerebro en desarrollo.

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Este video describe el método para dañar los axones en embriones de pez cebra utilizando axotomía con láser de dos fotones y observando la recuperación axonal de la lesión.

Axotomía láser de dos fotones: un método para dañar los axones en embriones de pez cebra y observar la recuperación axonal

Fuente: Williams, A. L., et al. Imágenes de lapso de tiempo multifotónico para visualizar el desarrollo en tiempo real: visualización de células de cresta neural migratorias en embriones de pez cebra. J. Vis. Exp. (2017)Este video muestra un protocolo de imágenes de lapso de tiempo multifotónico para visualizar la migración de las células de la cresta neural en un embrión de pez cebra en tiempo real con alta resolución.

Visualización de la migración de células de la cresta neural en un embrión de pez cebra mediante imágenes de lapso de tiempo multifotónicas

Imagen confocal Time-lapse es una técnica de gran alcance útil para caracterizar el desarrollo embrionario. Aquí se describe la metodología y caracterizamos la morfogénesis craneofacial de tipo salvaje, así como PDGFRA, Smad5 y smo embriones mutantes.

Analizando Craneofacial en la morfogénesis de pez cebra Utilizando 4D Microscopía Confocal

La mitosis es crítica para todo organismo vivo y los defectos a menudo conducen al cáncer y trastornos del desarrollo. Utilizando este protocolo de imagen y el pez cebra como sistema modelo, los investigadores pueden visualizar la mitosis en un organismo vertebrado vivo y la multitud de defectos que surgen cuando los procesos mitóticos son defectuosos.

La observación de la división mitótica y dinámica en un embrión de pez cebra en vivo

Se implementó una combinación de las técnicas de microscopía con largo excitación de fluorescencia de varios fotones de longitud de onda del láser ópticas avanzadas para capturar imágenes de alta resolución, tridimensionales en tiempo real de la migración de la cresta neural en Tg (sox10:EGFP) y los embriones de pez cebra de Tg (foxd3:GFP).

La proyección de imagen de lapso tiempo multi-Photon para visualizar el desarrollo en tiempo real: visualización de la migración de las células de cresta Neural en embriones de pez cebra

Este protocolo describe un enfoque para el etiquetado in toto y la imagen multidimensional del desarrollo temprano del ojo del pez cebra. Describimos el etiquetado, la incrustación y las imágenes de cuatro dimensiones (4D) utilizando microscopía confocal de barrido láser, y las consideraciones para optimizar la adquisición de conjuntos de datos para diseccionar los mecanismos de la morfogénesis de la copa óptica.

Imágenes en 4 dimensiones de la morfogénesis de la copa óptica del pez cebra

Demostramos un método que aprovecha la microscopía confocal de barrido rápido para realizar imágenes en vivo de las células de la microglía en el tectum óptico del pez cebra en desarrollo, lo que permite el análisis de la dinámica de estas células in vivo.

Imagen en vivo y caracterización de la dinámica de la microglía en el embrión de pez cebra

Aprende axotomía de dos fotones e imagen confocal de lapso de tiempo en embriones de pez cebra vivos. Este método permite estudiar la degeneración y regeneración axonal en neurociencia.

De dos fotones axotomía y de lapso de tiempo de imagen confocal en embriones de pez cebra en vivo

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