Name: La toxina de inducción y extracción de proteínas a partir de Fusarium Spp. Los cultivos para los estudios proteómicos (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-02-16T15:05:00.000+00:00
Duration: 8 min 19 s
Description: Aprenda a inducir toxinas y extraer proteínas de Fusarium spp. siguiendo las guías MIAPE para estudios proteómicos. Este protocolo estandarizado minimiza el sesgo experimental y mejora la reproducibilidad de los análisis.

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Damos las gracias a Servane Contal y Untereiner Boris por su contribución técnica. Queremos agradecer el apoyo del FNR &quot;FUTOX&quot; del proyecto.

El protocolo requiere 16 días para su finalización. El plazo se detalla en la figura 1. Detalles para la preparación de buffer <ul><li> Preparación de la solución amortiguadora de lisis (3 ml por muestra). </li><li> Preparación del tampón de lavado (50 ml por muestra). Este buffer debe ser pre-enfriado y almacenado a -20 ° C en el congelador hasta su posterior análisis y se mantuvo en hielo durante todo el procedimiento. </li><li> Preparación del tampón de precipitación (20 ml por muestra). Este buffer debe ser pre-enfriado y almacenado a -20 ° C en el congelador hasta que se necesite y se mantuvo en hielo durante todo el procedimiento. </li><li> El trabajo preferentemente deben llevarse a cabo en la cámara de frío a 4 º C. </li></ul> Especies de hongos Tres cepas utilizadas para los análisis proteómicos se clasificaron a Fusarium graminearum sobre la base de sus características morfológicas y traducción-Alargamiento de alfa-1 factor de análisis (O'Donnell et al., 1998) Estas cepas pertenecen a la colección de PCR-Gabriel Lippmann y se mantuvieron y se almacena a - 80 ° C en el 15% de glicerol. Preparación de los micelios Los hongos se cultivaron en V8 de 4 días a 25 ° C alternando período de luz y la oscuridad cada 12 horas. Los cultivos fueron fragmentadas con una cuchilla estéril y piezas de estas culturas se utilizaron para inocular 250 ml frascos erlenmeyer que contiene 100 ml de medio de inducción de la toxina. Micelios fueron cosechadas después de 10 días y fueron separados de filtrado por medio de la cultura con un filtro estéril. Micelio se lavaron 3 veces con agua estéril para eliminar los residuos de media y otros compuestos. A continuación, inmediatamente se congelaron las células mediante la adición de nitrógeno líquido y se mantienen las muestras a -80 ° C. Descripción general de la extracción de proteínas Las muestras de proteínas se obtuvieron mediante el método descrito en la figura 3A y 3B. Las muestras de Fusarium se molieron en nitrógeno líquido y el polvo fue recogido en tubos de 10 ml de teflón. Las muestras fueron incubadas 30 minutos con el tampón de lisis, se hierve durante 10 minutos, y se centrifuga dos veces a temperatura ambiente (12000g durante 15 minutos). Se recogieron los sobrenadantes y se incuba a 20 ° C con tampón de la noche. Después de la centrifugación a 4 ° C Comprar 30000G durante 45 minutos, los pellets de las proteínas precipitadas se lavaron 3 veces con acetona fría que contiene la TDT. Finalmente, los sedimentos se secaron al aire y las proteínas se resolubilizado en el buffer de etiquetado, para ajustar el pH a 8. Una sub-muestra de 30 ml fue eliminado debido a que la cuantificación de proteínas totales y el resto de sobrenadante se almacenó a -20 ° C hasta la electroforesis de proteínas. <img src="/files/ftp_upload/1690/1690fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Cronología del procedimiento. <img src="/files/ftp_upload/1690/1690fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Sistema de múltiples operadores de procesamiento de muestras. <a href="/files/ftp_upload/1690/1690fig3a.jpg"><img src="/files/ftp_upload/1690/1690fig3atmb.jpg" alt="Figura 3a" border="0" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3a"></a> Figura 3a. <a href="/files/ftp_upload/1690/1690fig3b.jpg"><img src="/files/ftp_upload/1690/1690fig3btmb.jpg" alt="Figura 3b" border="0" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3b"></a> Figura 3b. Las figuras 3a-b Los diagramas de flujo para el procedimiento de extracción de proteínas (A: primer día; B: segundo día).. <a href="/files/ftp_upload/1690/1690fig4.jpg"><img src="/files/ftp_upload/1690/1690fig4tmb.jpg" alt="Figura 4" border="0" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"></a> Figura 4. 1D imagen de extractos de proteínas. Las proteínas se extenderá hasta la migración completa de azul a la final del gel fue teñido con púrpura lava.

<ol><li>Bridge, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+Extraction+from+Fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Protein+Purification+Protocols%22%5BJournal%5D)">Protein Extraction from Fungi.</a> Protein Purification Protocols. , 39-48 (1996).</li>
<li>Jiao, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+different+carbon+sources+on+trichothecene+production+and+Tri+gene+expression+by+Fusarium+graminearum+in+liquid+culture%5BTitle%5D)+AND+%22FEMS+Microbiol+Lett%22%5BJournal%5D)">Effects of different carbon sources on trichothecene production and Tri gene expression by Fusarium graminearum in liquid culture.</a> FEMS Microbiol Lett. 285, 212-219 (2008).</li>
<li>Kim, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proteomics+of+filamentous+fungi%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Proteomics of filamentous fungi.</a> Trends in Biotechnology. 25, 395-400 (2007).</li>
<li>Milles, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+proteomic+approach+to+monitor+protein+synthesis+in+mycotoxin+producing+moulds%5BTitle%5D)+AND+%22Mycotoxin+Res%22%5BJournal%5D)">Development of a proteomic approach to monitor protein synthesis in mycotoxin producing moulds.</a> Mycotoxin Res. 23, 161-165 (2007).</li>
<li>Morrison, N., Field, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concept+of+sample+in+OMICS+technology%5BTitle%5D)+AND+%22OMICS%22%5BJournal%5D)">Concept of sample in OMICS technology.</a> OMICS. 10, 127-137 (2006).</li>
<li>O'Donnell, K., Kistler, H. C., Cigelnik, E., Ploetz, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+evolutionary+origins+of+the+fungus+causing+Panama+disease+of+banana%3A+Concordant+evidence+from+nuclear+and+mitochondrial+gene+genealogies%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Multiple evolutionary origins of the fungus causing Panama disease of banana: Concordant evidence from nuclear and mitochondrial gene genealogies.</a> PNAS. 95, 2044-2049 (1998).</li>
<li>Paper, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+proteomics+of+extracellular+proteins+in+vitro+and+in+planta+from+the+pathogenic+fungus+Fusarium+graminearum%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">Comparative proteomics of extracellular proteins in vitro and in planta from the pathogenic fungus Fusarium graminearum.</a> Proteomics. 7, 3171-3183 (2007).</li>
<li>Pasquali, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video+in+science.+Protocol+videos%3A+the+implications+for+research+and+society%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+Rep%22%5BJournal%5D)">Video in science. Protocol videos: the implications for research and society.</a> EMBO Rep. 8, 712-716 (2007).</li>
<li>Taylor, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+minimum+information+about+a+proteomics+experiment+%28MIAPE%29%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">The minimum information about a proteomics experiment (MIAPE).</a> Nat Biotechnol. 25, 887-893 (2007).</li>
<li>Taylor, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proteomic+analyses+of+Fusarium+graminearum+grown+under+mycotoxin-inducing+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Proteomics%22%5BJournal%5D)">Proteomic analyses of Fusarium graminearum grown under mycotoxin-inducing conditions.</a> Proteomics. 8, 2256-2265 (2008).</li>
</ol>

El reciente interés por la proteómica en el dominio de la biología de hongos llevó a un mayor número de publicaciones que utilizan esta técnica (que se examinan en Kim et al., 2007). Métodos para la extracción de proteínas se basan en una combinación de procedimientos de extracción, a menudo son apenas descritos en las secciones metodológicas y requiere experiencia en el trato con los métodos de solución de problemas potenciales. En cuanto a otras &quot;ómicas&quot; enfoques, el establecimiento de normas para el procesamiento de muestras y de datos es esencial a fin de generar información científica confiable. Además las muestras y los procedimientos de manipulación deben ser adecuadamente descrito con el fin de permitir una interpretación compartida entre los diferentes resultados &quot;ómicas&quot; experimentos. Esto sería esencial para explotar plenamente las potencialidades de la cruzada de minería de datos en genómica, proteómica, metabolómica, ... (Morrison et al., 2006). Información mínima sobre un experimento de proteómica se ha elaborado y grupos de trabajo se han establecido con el fin de gestionar todos los aspectos de un experimento (electroforesis en gel, la espectrometría de masas, las interacciones moleculares, proteínas modificaciones, Informática Proteómica, muestra la transformación). Por el momento no hay información definida están disponibles en los procedimientos de procesamiento de las muestras. Dada la importancia de los procedimientos de extracción de proteínas en la determinación de la calidad final de los estudios proteómicos, con el fin de poner en práctica procedimientos que pueden aumentar la normalización en el marco de las directrices MIAPE (Taylor et al., 2007), propuso el uso de un protocolo de video que detalla la muestra procesamiento. Descripción de vídeo de los experimentos pueden contribuir sustancialmente a aumentar la cantidad de información sobre el procesamiento de muestras que pueden resultar en una mejor reproductibilidad de &quot;ómicas&quot; experimentos (Pasquali, 2007). De hecho, la reproducibilidad entre laboratorios es un requisito fundamental para garantizar la validez de los resultados de la proteómica (http://www.fixingproteomics.org). La reproducibilidad cruzada de laboratorio está influida por dos factores: diferentes instrumentaciones y la manipulación de las muestras de los diferentes operadores. En el protocolo descrito, se propone llevar a cabo réplicas biológicas participación de operadores múltiples (Figura 2 y de vídeo) para aumentar la fiabilidad de los datos (es decir, la variación técnica de los resultados se tiene en cuenta). El procedimiento descrito para la extracción de la proteína se basa en la SDS y calefacción. Esto se había demostrado que garantizan una buena pureza y la cantidad de proteínas (Bridge, 1996). SDS, junto con hirviendo disuelve las paredes celulares, las proteínas hidrofóbicas y previene la formación de oligómeros que la precipitación de las proteínas de abortar. Ebullición permite también la inactivación de las proteasas. El mismo efecto se produce también por EDTA, PMSF y el inhibidor de la proteasa completa mini. TDT elimina puentes disulfuro entre las proteínas y en facilitar la solubilización de las proteínas. Con el fin de eliminar SDS antes de IEF, las proteínas son precipitadas con acetona / TCA / TDT. Por otra parte, la acetona / TCA / TDT precipitación permite la eliminación de algunos contaminantes, como los lípidos, ácidos nucleicos, sales y / o compuestos fenólicos cuando estos compuestos están presentes. Como el SDS, estas moléculas impiden una migración bien durante IEF. A raíz de esta precipitación, es necesario lavar las proteínas precipitadas con acetona / TDT, con el fin de eliminar el TCA, ya que puede interferir con el IEF. Una buena preparación de la muestra es la clave para obtener buenos resultados. Para ello, también es esencial para evitar la contaminación de las proteínas del ambiente de trabajo con los guantes sin polvo y respetando las buenas prácticas de laboratorio. Desde el punto de vista técnico, en el protocolo descrito, los pasos más importantes para la obtención de cantidades suficientes y la pureza de las proteínas de dos fases. En primer lugar, la fase de trituración en la completa destrucción de la célula es fundamental para la liberación de proteínas, y en segundo lugar, la purificación de proteínas totales, una fase que abarca la eliminación de la mayoría de los lípidos, ADN y otros contaminantes que puedan interferir con la migración de las proteínas.

Los medios de comunicación y soluciones PDA: 39 g de papa dextrosa agar (Difco), 1 l de agua destilada. Agar V8: 200 ml V8 (Campbell, EE.UU.), 2 g de CaCO3 (Sigma), Agar 16g (DIFCO), 800 ml de agua destilada Los medios de comunicación la toxina induce: 1 g de K 2 HPO 4, 0,5 g KCl, 0,5 g MgSO 4 7H 2 O, 10 mg FeEDTA, 2 g de ácido glutámico L, sacarosa 10 g en 1 litro de agua destilada. Tampón de lisis: <table border="1"><tr><td></td><td> 100 ml </td><td> La concentración final </td><td></td></tr><tr><td> Tris-HCl pH 8 </td><td> 5 ml </td><td> 50 mM </td><td> 1M </td></tr><tr><td> SDS </td><td> 2g o 10 ml </td><td> 2% </td><td> 20% </td></tr><tr><td> TDT </td><td> 500 ml </td><td> 10 mM </td><td> 2M </td></tr><tr><td> EDTA </td><td> 20 ml </td><td> 0.1 mM </td><td> 0,5 M </td></tr><tr><td> PMSF </td><td> 200 ml </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Inhibidor de la proteasa completa mini- </td><td> 1 comprimido </td><td></td><td></td></tr><tr><td> De agua </td><td> Csp </td><td></td><td></td></tr></table> Precipitación Buffer: <table border="1"><tr><td></td><td> 100 ml </td><td> La concentración final </td></tr><tr><td> TCA </td><td> 20 ml </td><td> 20% </td></tr><tr><td> TDT </td><td> 0,1 ml </td><td> 0,1% </td></tr><tr><td> Acetona </td><td> Csp </td><td></td></tr></table> Tampón de lavado: <table border="1"><tr><td></td><td> 100 ml </td><td> La concentración final </td></tr><tr><td> TDT </td><td> 0,1 ml </td><td> 0,1% </td></tr><tr><td> Acetona </td><td> 100 ml </td><td></td></tr></table> Etiquetado Buffer (almacén a -18 ° C en pequeñas alícuotas): <table border="1"><tr><td></td><td> 1 ml </td><td> La concentración final </td></tr><tr><td> Urea </td><td> 140 mg </td><td> 7M </td></tr><tr><td> Tiourea </td><td> 50 mg </td><td> 2M </td></tr><tr><td> CHAPS </td><td> 40 mg </td><td> 4% </td></tr><tr><td> Tris </td><td> 30 l </td><td> 30 mM </td></tr><tr><td> De agua </td><td> 1 mL </td><td></td></tr></table>

la toxina de inducción y extracción de proteínas a partir de fusarium spp. los cultivos para los estudios proteómicos

Toxin Induction and Protein Extraction from Fusarium spp. Cultures for Proteomic Studies

Fusaria son hongos filamentosos capaces de producir toxinas diferentes. Micotoxinas de Fusarium como el deoxinivalenol, el nivalenol, T2, zearelenone, fusárico ácido, moniliformina, etc .. tener efectos adversos en la salud humana y animal y algunos son considerados como factores de patogenicidad. Estudios de proteómica se mostró eficaz para descifrar los mecanismos de producción de toxinas (Taylor et al., 2008), así como para identificar los posibles factores patogénicos (Documento et al., 2007, Houterman et al., 2007) en Fusaria. Se convierte, pues, fundamental para establecer métodos confiables para la comparación entre los estudios de proteómica con el fin de contar con verdaderas diferencias en la expresión de proteínas entre los experimentos, las cepas y los laboratorios. El procedimiento que se describe debe contribuir a un mayor nivel de estandarización de los procedimientos de proteómica de dos maneras. El protocolo filmado se utiliza para aumentar el nivel de detalles que pueden ser descritos con precisión. Por otra parte, la disponibilidad de procedimientos normalizados para los procesos biológicos replica debe garantizar una mayor solidez de los datos, teniendo en cuenta también el factor humano dentro de la reproductibilidad técnica del procedimiento de extracción. El protocolo descrito requiere 16 días para su ejecución: catorce días para que las culturas y dos días para la extracción de proteína (figura 1). En resumen, las cepas de Fusarium son cultivadas en medios sólidos durante 4 días, que son luego manualmente fragmentada y se transfieren a un medio de inducción de la toxina modificada (Jiao et al, 2008.) Durante 10 días. Micelio se recoge por filtración a través de una capa de Miracloth. La molienda se realiza en una cámara de frío. Diferentes operadores realizaron la extracción de repeticiones (n = 3) con el fin de tener en cuenta el sesgo debido a las variaciones técnicas (figura 2). La extracción se basa en un buffer SDS / DTT como se describe en Taylor et al. (2008) con ligeras modificaciones. Extracción de la proteína total requerido un proceso de precipitación de las proteínas con acetona / TCA / TDT tampón de lavado durante la noche y acetona / TDT (figura 3a, 3b). Las proteínas fueron resolubilizado finalmente en el buffer de las proteínas de etiquetado y cuantificados. Los resultados de la extracción se visualizaron en un gel de 1D (Figura 4, SDS-PAGE), antes de proceder a geles 2D (IEF / SDS-PAGE). El mismo procedimiento puede ser aplicado para el análisis proteómico de otros medios de cultivo y otros hongos filamentosos (Miles et al., 2007).

Extracción de proteínas de los análisis proteómicos de las especies de hongos requiere un alto nivel de estandarización que se realiza de acuerdo con la información mínima sobre un experimento de proteómica (MIAPE) directrices. Se presenta un video-protocolo que incluye un procedimiento para disminuir el sesgo experimental durante la inducción de la toxina y la extracción de proteínas a partir de<em&gt; Fusarium spp.</em

La toxina de inducción y extracción de proteínas a partir de Fusarium Spp. Los cultivos para los estudios proteómicos

Los Fusarium son hongos filamentosos capaces de producir diversas toxinas. Las micotoxinas de Fusarium, tales como el deoxynivalenol, el nivalenol, la T2, la zearalenona, el ácido fusárico, ...

Este video describe un procedimiento utilizado para inducir la síntesis de toxinas en algunas especies, en este caso, y el protocolo para la extracción completa de proteínas utilizado en estudios proteómicos en nuestro laboratorio. La duración del procedimiento es de 16 días: cuatro días para el crecimiento fúngico, 10 días para la síntesis de toxinas y dos días para la extracción de proteínas. Después de cuatro días, las colonias aún están creciendo activamente hacia el borde de la placa.Se forma un micelio aéreo típico, que se recoge usando una hoja estéril dentro de una cabina de flujo laminar mediante un suave raspado de la superficie de la placa. El micelio se corta en cinco trozos pequeños y se añade a un matraz de cultivo temprano que contiene 25 mililitros de medio inductor de toxinas. La inducción de toxinas es más eficiente que el polvo oscuro.El matraz está cubierto con aluminio. Las culturas se agitan luego durante 10 días, a 150 revoluciones por minuto a 25 centígrados. El medio es SAPH y contiene una solución concentrada de S row.La cama junto con la oscuridad es conocida por facilitar la síntesis de toxinas en ria. El micelio se separa entonces del líquido que contiene toxinas mediante filtración sobre el tejido MI close. El líquido puede utilizarse para medir el contenido de toxinas, mientras que el micelio se utiliza para la extracción de proteínas.Para evitar la transferencia del medio, el micelio se lava tres veces con agua estéril. El exceso de agua debe eliminarse posteriormente, luego se añade nitrógeno líquido y las muestras pueden almacenarse a menos 80 °C o utilizarse para la extracción de proteínas. El procedimiento de extracción de proteínas se basa en el uso de SDS y TCA y consiste en diferentes pasos de lisis.Él propondrá un método que abarca la intervención de múltiples operadores. Al mismo tiempo que se realiza la extracción de réplicas biológicas, un operador diferente lleva a cabo cada réplica. Este procedimiento toma en cuenta las diferencias en el proceso de extracción que pueden generarse por distintos operadores que procesan las réplicas.Por lo tanto, debería mostrar una mayor robustez al comparar réplicas biológicas, ya que la variable operador está incluida en la réplica. Al mismo tiempo, el uso de múltiples operadores reduce el tiempo de procesamiento. La muestra se muele en un mortero estéril utilizando nitrógeno líquido hasta que el micelio se convierta en un polvo fino.Este paso es crucial para la calidad y la cantidad de proteínas. El micelio se recoge en tubos de teflón de 10 mililitros en una proporción de cuatro décimas partes del volumen total de los tubos. Luego se añade el tampón de lisis que contiene SDS e inhibidores de proteasas diferentes.Los tubos se agitan luego hasta obtener una solución homogénea. A continuación, las muestras se agitan durante 30 minutos en la cámara fría para homogeneizarlas; posteriormente, se calientan a ebullición con el fin de disolver las paredes celulares y las proteínas hidrofóbicas. La presencia de SDS evita la formación de oligómeros que interrumpirían la precipitación de las proteínas.Un paso de centrifugación separa tres fases. Las proteínas están suspendidas en la solución transparente, que se recoge en un nuevo tubo mantenido en hielo. Luego, la paleta se utiliza para realizar un segundo paso de lisis, repitiendo la vortexación, ebullición y centrifugación.El snat de los dos lisados se combina para realizar la precipitación con tampón de precipitación glaciar, que contiene ácido acético, ácido tricloroacético y DTT. Luego, las muestras se almacenan durante la noche durante 16 horas a menos 20 grados centígrados para permitir la precipitación. Las proteínas precipitadas se sitúan en la parte inferior de los tubos para mejorar la precipitación.Los tubos se centrifugan a alta velocidad durante 45 minutos. El precipitado ahora es bien visible. Los sobrenadantes pueden descartarse utilizando un pipeteo de cinco mililitros.A continuación, el TCA se elimina añadiendo 25 mililitros de tampón de lavado glaciar que contiene acetona y DTT. Luego se agita vigorosa y completamente. A continuación, se realiza un nuevo paso de centrifugación.La paleta de proteínas ahora está flotando, por lo que se debe prestar atención para eliminar el residuo. Se realiza un segundo paso de lavado, agregando tampón de lavado, agitando y centrifugando. Se elimina el agente SUP y la muestra se seca utilizando un speed bag.Cuando la muestra está seca, la proteína tiene una consistencia similar a la de un polvo. Para almacenarla, la proteína de la muestra debe recogerse del tubo para reducir la interferencia electrostática del plástico.Se utiliza una pistola electrostática y el polvo de proteína se recoge usando una espátula de metal. Luego, las proteínas se resuspenden directamente en el tampón de marcado. Utilizado para 2D – 30 minutos a 800 gramos por minuto.Suficiente para solubilizar. La proteína antes de proceder a la marcación 2D, que es costosa. La calidad de la proteína se prueba en un gel unidimensional SDS-PAGE, como se puede observar.La ausencia de manchas significativas en el borde de una banda sugiere una buena calidad de la muestra.

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Biología

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Gibberella zeae ascósporas de producción y de recolección de experimentos de microarrays.

La devastación de los cultivos de cereales de semillas por los hongos que infectan ha llevado a los numerosos esfuerzos de investigación para comprender mejor las interacciones planta-patógeno. Para estudiar las interacciones entre las semillas de hongos en un entorno de laboratorio, hemos desarrollado un método robusto para la cuantificación de reproducción de los hongos, la biomasa y la contaminación por micotoxinas mediante bioensayos del kernel.

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Aprenda a inducir toxinas y extraer proteínas de Fusarium spp. siguiendo las guías MIAPE para estudios proteómicos. Este protocolo estandarizado minimiza el sesgo experimental y mejora la reproducibilidad de los análisis.

La toxina de inducción y extracción de proteínas a partir de Fusarium Spp. Los cultivos para los estudios proteómicos

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