Name: Derivación de células madre de ratón a partir de blastocistos Trofoblasto (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-06-08T17:03:00.000+00:00
Duration: 10 min 19 s
Description: Aprende a derivar células madre de trofoblasto de blastocistos de ratón. Este método permite estudiar el desarrollo placentario mediante el aislamiento, cultivo y diferenciación de células TS in vitro.

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Los autores agradecen a Janet Rossant para el protocolo original. Este estudio fue apoyado por el Instituto Nacional de Salud de subvención CA106308 de WH.

En este protocolo, se describe la preparación de los blastocistos de ratón y el establecimiento de líneas de células TS. Manipulaciones generales del ratón antes de la recolección de los blastocistos, incluyendo la puesta a punto para el apareamiento natural y la inducción de la superovulación, básicamente, seguir el protocolo estándar ilustrado por Nagy et al. 2003 (pp146-150). Derivación y el mantenimiento de las células TS <ol><li> Configuración de cruzamiento entre ratones de interés. </li><li> Prepare fibroblastos embrionarios de ratón (MEFs) como células alimentadoras. Dos días antes de la recolección de los blastocistos, MEFs (2 x 10 6 células) se sembraron en placas de 100 mm. Al día siguiente, estas células son tratadas con 10 ml de medio de TS que contiene la mitomicina C (20 mg / ml) para un 2 horas de incubación a 37 ° C, 5% de CO 2. Esto es seguido por lavado de las células dos veces con PBS. Las células tratadas con mitomicina C luego se sembraron en placas de 12 pocillos (1 x 10 5 células / pocillo). </li><li> En el día de la recogida de blastocistos (3,5 dpc, conocido como el primer día), media MEF cultura se sustituye por el TS medio plus 1x FGF4/Heparin (0,5 ml / pocillo). </li><li> Preparación para la recogida del útero: la eutanasia con el ratón y localizar el útero (fig. 1A). </li><li> Extirpar el útero, sujetándola con una pinza en el cuello del útero (que se encuentra detrás de la vejiga) y corte en la unión del útero y el cuello (fig. 1B). Tire el útero, el asiento de la membrana y los tejidos grasos de distancia y corta el útero por debajo de la confluencia con el oviducto (fig. 1C). Lugar del cuello (Figura 1 D) en un pequeño volumen (0,2 ml) de medio de TS en una placa de 60 mm. </li><li> Vaciar cada cuerno uterino con 1 ml de medio TS utilizando una jeringa de 1 ml con una aguja de calibre 26. Insertar la aguja en la base del útero y enjuague lentamente en una placa de 60 mm con un nuevo medio de TS ml. El útero debe ser inflado y totalmente extendida durante el lavado. </li><li> Recoger y traspasar los blastocitos cuidadosamente en un recipiente limpio 12 y placa que contiene medio TS con una pipeta de boca controlada. Lavado de blastocistos en tres ocasiones por la transferencia en serie a través de medio TS en placas de 12 pocillos. Coloque un blastocisto por pozo (Figura 2) en una placa de 12 pocillos que contiene la mitomicina C tratados con alimentadores MEF y la cultura a 37 ° C, 5% de CO 2. </li><li> El blastocisto se salen de la zona pelúcida y se unen a los pozos de 24 a 36 horas. Una consecuencia pequeños se les puede observar en el día 3. Alimentar los cultivos con medio 500 l TS fresca más FGF4/Heparin 1x. </li><li> El día 4 ó 5, la consecuencia de blastocisto debe estar listo para la desagregación en función de su tamaño. El tamaño ideal para el desglose de células TS se ilustra en la Figura 3B. Lave las culturas, una vez con 0,5 ml de PBS. Añadir 100 ml de 0,25% de tripsina / EDTA y se incuba durante 5 minutos a 37 ° C, 5% de CO 2. Romper el fruto en pequeños grupos pipeteando arriba y hacia abajo con fuerza con un pipetteman P100. Detener la tripsina mediante la adición de TS-70cm-1.5F4H (media del 30% TS, el 70% MEF-CM más FGF4/Heparin 1,5 x) en el pozo. Cambio de medio 8 horas después de desagregación y seguir alimentando a las células de cada 2 días. </li><li> Entre los días 6 y 10 (muy variable) TS colonias de células pueden ser observadas. Tienen hoja plana, como la morfología del epitelio con un límite claro colonia (Figura 2C). Seguir alimentando la cultura cada 2 días </li><li> Cuando las células TS alcanzar el 50% de confluencia (por lo general entre los días 15 y 20), lavar una vez con PBS y añadir 100 ml 0,25% de tripsina / EDTA. Pipeta hacia arriba y abajo durante la tripsina para asegurar una cerca de una sola célula de la suspensión. Detener la tripsina mediante la adición de TS-70cm-1.5F4H y traslado a las nuevas placas de 6 pocillos o de 60 mm que contiene la mitomicina C tratados con alimentadores MEF (2,5 x 10 5 cells/6-well o 5 x 10 5 cells/60mm placa). </li><li> Cambio de medio de 8 horas tras el paso y seguir alimentando a los cultivos cada 2 días. </li><li> Después de uno o dos pasajes (3-5 días entre pasajes) en los alimentadores del MEF, las células TS se puede cultivar sin ellos. Porque MEFs se adhieren a la placa de cultivo mucho más rápido que las células TS después de tripsina, tal diferencia en la tasa de adherencia pueden ser utilizados para separar las células TS de los alimentadores de MEF. Después de pasar a las células cultivadas, que se incuba a 37 ° C CO, 2 al 5% durante 30 min. La mayoría de MEFs se adhieren a la placa y la población de TS permanece en suspensión. Transferir el sobrenadante a un nuevo plato. Repita este proceso para varios pasajes para obtener una población pura TS. </li><li> Mantener las células en TS TS-70cm-1.5F4H y pasarlos cada 4 días (01:10-1:20 split) o ​​cuando el cultivo alcanza el 70% de confluencia. Que pasa con las células de alta densidad (mayor que dividir 1:5) o su cultivo cuando está muy confluentes puede causar su diferenciación. </li><li> La identidad de las células TS puede ser confirmado por tinción de un marcador de células, Cdx2 (Figura 3). </li></ol> Congelar células TS <ol><li> Prepare 2x medio de congelación (50% de SFB, 30 medianas TS% y 20% DMSO). </li><li> Cocélulas llect TS por tripsinización, seguido por centrifugación a 450 g durante 6 minutos. Resuspender en medio de TS con igual volumen de medio de congelación 2x. </li><li> Congelar las células lentamente usando una cámara de alcohol isopropílico a -70 ° C y la transferencia de nitrógeno líquido después de 24-48 horas. </li><li> Una placa de 60 mm (70% confluente) generalmente se mantiene en 2 viales. </li></ol> Descongelar las células TS <ol><li> Rápido deshielo del vial en 37 ° C, que se acumulan en 10 ml de medios TS mediante centrifugación (450 g, 6 min), y volver a suspender en el 30% TS medios de comunicación, 70cm-1.5F4H. </li><li> Un vial de células se sembraron en una placa de 60 mm. </li></ol> TS diferenciación celular en TGC Diferenciación de las células TS en células gigantes trofoblasto (PGT) puede ser inducida por la retirada de las MEF-CM, FGF4 y heparina. El fenotipo de TGC (grandes núcleos) se pueden detectar cuatro días después de la inducción (Tanaka et al., 1998 y Chiu et al. 2008). Inmunotinción de P450scc detectar la expresión de este marcador TGC en la cultura diferenciadas (Figura 4). Análisis de citometría de flujo de PI (yoduro de propidio) las células teñidas muestra, además, la presencia de células diferenciadas que contienen un mayor contenido de ADN (Figura 4). Estos resultados sugieren que las células se someten TS endorreduplicación para convertirse en PGT poliploides. Resultados representante <img src="/files/ftp_upload/1964/1964fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Disección del cuello del ratón. (A) Ubicación del cuello es indicado por las flechas. (B) Corte a través de la unión del útero y el cuello como se muestra. (C) Corte del útero justo por debajo del oviducto (OD) por debajo del ovario (OV). (D) de la imagen del cuello. <img src="/files/ftp_upload/1964/1964fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Imágenes la figura 2. Representante ilustrar blastocisto de ratón, consecuencia de blastocisto y de la colonia trofoblasto. (A) Un blastocisto de ratón recogidos en E3.5 se muestra. ICM, la masa celular interna, MT, trophectoderm mural, PT, trophectoderm polar. (B) Una consecuencia del trofoblasto en los alimentadores MEF se muestra. TS, de células madre del trofoblasto. (C) Una madre trofoblasto colonia de células muestra una clara ventaja en los alimentadores MEF. Las flechas indican el límite de la celda. <img src="/files/ftp_upload/1964/1964fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Identificación de las células TS por inmunotinción análisis. TS (AD) y ES (control, EH), las células están sujetos a la identificación de marcadores. Las células son immunostained con anticuerpos para reconocer Oct4 (A, E) o Cdx2 (B, F), y counterstained por DAPI (C, G) se presentan en las imágenes fusionadas (D, H). Barra de escala, de 50 micras. <img src="/files/ftp_upload/1964/1964fig4.jpg" alt="Figura 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"> Figura 4. Diferenciación de las células TS in vitro. (A) no diferenciadas (Undiff) o diferenciados (dif) las células en cultivo fueron examinados para la expresión de un marcador de TGC, P450scc (verde), contrastados con DAPI (rojo). (B) el análisis de citometría de flujo de las células diferenciadas, teñidas con PI, las medidas del contenido de ADN (M1, de dos a cuatro copias; M2, más de cuatro copias). La población M2 representa las células trofoblásticas poliploides.

<ol><li>Chiu, S. Y., Asai, N., Costantini, F. &amp, Hsu, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((SUMO-specific+protease+2+is+essential+for+modulating+p53-Mdm2+in+development+of+trophoblast+stem+cell+niches+and+lineages%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">SUMO-specific protease 2 is essential for modulating p53-Mdm2 in development of trophoblast stem cell niches and lineages.</a> PLoS Biol. 6, E310-E310 (2008).</li>
<li>Kunath, T., Arnaud, D., Uy, D. G., Okamoto, I., Chureau, C., Yamanaka, Y., Heard, E., Gardner, R. L., Avner, P., Rossant, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imprinted+X-inactivation+in+extra-embryonic+endoderm+cell+lines+from+mouse+blastocysts%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Imprinted X-inactivation in extra-embryonic endoderm cell lines from mouse blastocysts.</a> Development. 132, 1649-1661 (2005).</li>
<li>Nagy, A., Gertsenstein, M., Vintersten, K., Behringer, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aNagy%2C+A+%22Manipulating+the+Mouse+Embryo%3A+The+Laboratory+Manual%22">Manipulating the Mouse Embryo: The Laboratory Manual</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, NY. (2003).</li>
<li>Tanaka, S., Kunath, T., Hadjantonakis, A. K., Nagy, A., Rossant, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Promotion+of+trophoblast+stem+cell+proliferation+by+FGF4%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Promotion of trophoblast stem cell proliferation by FGF4.</a> Science. 282, 2072-2075 (1998).</li>
</ol>

En este vídeo, que muestran el proceso para recoger E3.5 blastocistos de los procedimientos de útero y experimentales para establecer las líneas de células TS. También describe la condición de mantener la troncalidad de las células TS y para inducir su diferenciación en células diferenciadas. Dos pasos críticos para obtener líneas puras de células TS son el momento para la desagregación consecuencia (paso 9) y el procesamiento del primer paso (paso 11). Se ha informado de que la primitiva endodermo derivado de las célul...

Reactivos TS medio: RPMI-1640, 20% de SFB, 1 mM piruvato de sodio, 100 mM ß-mercaptoetanol y 100 mg / ml de penicilina-estreptomicina. Mitomicina C: Disolver 2 mg de mitomicina C (Sigma M-0503) en 2 ml de PBS y añadir esta mezcla de 2 ml a 200 ml de medio TS (10 ng / ml). Hacer 20 alícuotas (10 ml) y se almacena a -20 ° C hasta su uso. Añadir una alícuota por placa de 100 mm. Fibroblastos de embriones de ratón condición media (MEF-CM): Placa MEFs en placas de 100 mm (1 x 10 6 / placa). Al día siguiente, agregar 10 ml de medio de TS por plato y continuar a la cultura durante 48 horas. Recoger el medio de cultivo, filtrarlos (0,45 mm) y se almacena a -20 ° C en alícuotas de 35 ml. Descongele cada alícuota cuando sea necesario, que se pueden almacenar a 4 ° C. El MEFs se puede utilizar para preparar dos lotes más de CM antes de confluir. PBS / BSA: Disolver BSA, fracción V (Sigma A3311, un 0,1% (w / v)) en PBS (10 ml), a través de un filtro de jeringa de filtro de 0,45 mm y hacer alícuotas de 1 ml en tubos de 1,5 ml. Guardar a -70 ° C y descongelar un tubo cuando sea necesario para preparar FGF4. FGF4 (1000x): Resuspender liofilizado FGF4 (Sigma F8424, 25 mg) con 1 ml de la solución de PBS / BSA. Mezclar bien y hacer alícuotas de 10 (100 ml) en tubos de 1,5 ml y almacenar a -70 ° C. Descongele cada tubo cuando sea necesario y guarde el resto a 4 ° C, no volver a congelar. Diluir 1000 veces en el medio de TS para obtener 1x FGF4 (25 ng / ml). Heparina (1000x): Volver a suspender la heparina (Sigma H3149, 10.000 unidades) en PBS a una concentración final de 1 mg / ml (1000x). Hacer alícuotas de 100 ml en tubos de 1,5 ml y almacenar a -70 ° C. Alícuotas de deshielo cuando sea necesario y guarde el resto en 4 ° C, no volver a congelar. Diluir 1000 tiempo en el medio de TS para obtener 1x heparina (1 ng / ml).

derivación de células madre de ratón a partir de blastocistos trofoblasto

Derivation of Mouse Trophoblast Stem Cells from Blastocysts

Especificación de la trophectoderm es uno de los eventos tempranos de diferenciación de desarrollo de los mamíferos. El linaje trofoblasto derivado de la implantación trophectoderm media y genera la parte fetal de la placenta. Como resultado, el desarrollo de este linaje es esencial para la supervivencia de los embriones. Derivación de trofoblasto del tallo (TS) las células de los blastocistos de ratón fue descrito por primera vez por Tanaka<em&gt; Et al.</em&gt; 1998. La capacidad de las células TS para preservar la propiedad del trofoblasto específicas y su expresión de tipos específicos de etapa y marcadores de células después de la estimulación adecuada proporciona un sistema modelo valioso para investigar el desarrollo del trofoblasto linaje por el que recapitula los primeros eventos placentación. Además, las células del trofoblasto son uno de los pocos tipos de células somáticas sometidos a la amplificación del genoma natural. A pesar de las vías moleculares que subyacen a poliploidización trofoblasto han empezado a desentrañar el papel fisiológico y las ventajas de la amplificación del genoma trofoblasto permanece en gran parte difícil de alcanzar. El desarrollo de las células madre en células diploides trofoblasto poliploides en la cultura hace que este<em&gt; Ex vivo</em&gt; El sistema una excelente herramienta para dilucidar el mecanismo de regulación de la replicación del genoma y la inestabilidad en la salud y la enfermedad. A continuación se describe un protocolo basado en informes anteriores, con la modificación publicada en Chiu<em&gt; Et al.</em&gt; 2008.

En este vídeo, se demuestra el aislamiento de los blastocistos de ratón y la derivación de células madre del trofoblasto de los blastocistos. También describe las condiciones para el mantenimiento de la propiedad de células madre, así como la inducción de diferenciación en la cultura.

Derivación de células madre de ratón a partir de blastocistos Trofoblasto

La especificación del trofoectodermo es uno de los eventos de diferenciación más tempranos del desarrollo de los mamíferos. El linaje del trofoblasto derivado de la ...

El objetivo general de este procedimiento es obtener células TS a partir de blastocistos de ratón. Esto se logra primero aislando los cuernos uterinos y recuperando los blastocistos de ratones preñados. El segundo paso del procedimiento consiste en cultivar los blastocistos sobre alimentadores de metilo en condiciones que favorecen el crecimiento de células TS.El tercer paso del procedimiento consiste en expandir los colonias de células TS y, eventualmente, cultivar las células TS en ausencia de fibroblastos alimentadores. El paso final del procedimiento es cultivar las células TS manteniendo sus propiedades de células madre, para realizar la criopreservación e inducir la diferenciación en trofoblasto. En última instancia, se pueden obtener resultados que muestren la expresión del marcador de células madre de trofoblasto CDX2 en células TS indiferenciadas, o la expresión del marcador diferenciado P450 SCC tras su maduración en células gigantes trofoblásticas mediante microscopía de inmunofluorescencia.Hola, soy Shani Chu del laboratorio del Departamento de Genética Biomédica del Centro Médico de la Universidad de Rochester. Hoy les mostraremos un procedimiento de aislamiento de células madre trofoblásticas. Utilizamos este procedimiento para estudiar el crecimiento y la diferenciación del trofoblasto y su papel en los tejidos extraembrionarios para la formación de una placenta sana.Así que comencemos. Para iniciar este procedimiento, establezca un cruce de apareamiento entre sus ratones de interés. A continuación, prepare fibroblastos embrionarios de ratón ORMs como células alimentadoras.Dos días antes de la recolección de los blastocistos, siembre células de fibroblastos embrionarios en placas de 100 milímetros para el día siguiente. Trate estas células MEH con 10 mililitros de medio TS que contenga 20 microgramos por mililitro de mitomicina C durante dos horas a 37 grados Celsius, 5% de dióxido de carbono. Después de dos horas, lave las células dos veces con PBS, re suspenda las células MEH tratadas con mitomicina C en 10 mililitros de medio TS y siembre las células en una placa de 12 pocillos. En el día de la recolección de los blastocistos, reemplace el medio de cultivo de las células MEH con medio TS más FGF 1X y heparina.Ahora estamos listos para recolectar blastocitos del útero de ratón. Primero, coloque el animal sacrificado sobre su espalda y limpie la piel y el pelaje con etanol al 70 %. A continuación, realice una pequeña incisión lateral y tire de la piel hacia la cabeza para exponer el abdomen; luego corte el peritoneo lateralmente.Para exponer la cavidad abdominal, localice el útero. Retire el útero sujetándolo con pinzas en el cuello uterino ubicado detrás de la vejiga y cortando a través de la unión entre el útero y el cuello uterino. Saque el útero y recorte la membrana y los tejidos grasos.Luego, corte el útero por debajo de la unión con el oviducto. Coloque el útero en 0,2 mililitros de medio TS en una placa de 60 milímetros. Ahora, llene una jeringa de un mililitro con un mililitro de medio TS.Coloque una aguja de calibre 26 e inserte la aguja en la base de uno de los úteros. Lave lentamente hacia una nueva placa de 60 milímetros. Durante el lavado, el útero debe inflarse y extenderse completamente.De la misma manera, lave el otro cuerno uterino utilizando una pipeta controlada con la boca. Recoja y transfiera el blastocisto. Ayude cuidadosamente a colocarlo en una placa limpia de 12 pocillos que contenga medio TS; lave el auxiliar del blastocisto tres veces mediante transferencias seriadas a través del medio TS en placas de 12 pocillos.Coloque un blastocisto por pocillo. En una placa de 12 pocillos que contenga los fibroblastos alimentadores tratados con mitomicina C, cultive a 37 grados Celsius y 5% de dióxido de carbono. Los blastocistos eclosionarán de la zona pelúcida y se adherirán a los pocillos en un período de 24 a 36 horas.Al tercer día se observará fácilmente un pequeño crecimiento. Alimente los cultivos con 500 microlitros de medio TS fresco más un X FGF cuatro heparina al cuarto o quinto día. El crecimiento del blastocisto estará listo para la disagregación según su tamaño.El tamaño ideal para la disgregación de TSL se ilustra aquí. Lave los cultivos una vez con 0,5 mililitros de PBS. A continuación, añada 100 microlitros de trips al 0,25 % en EDTA e incube durante cinco minutos a 37 grados Celsius, 5 % de dióxido de carbono.Ahora estamos listos para disgregar los blastocistos, que probablemente sea la parte más crítica de este procedimiento. A continuación, divida los brotes auxiliares del blastocisto en pequeños agregados pipeteando vigorosamente hacia arriba y hacia abajo con una pipeta P100. Detenga la tripsinización añadiendo 0,5 mililitros de medio 70 cm 1.5 F four H a la placa y devuelva inmediatamente las células al incubador. Ocho horas después de la disgregación, cambie el medio.Continúe alimentando las células cada dos días entre los días seis y 10. Y esto es altamente variable. Se pueden observar colonias de TSL.Tienen una morfología laminar epitelial plana con un límite claro de la colonia. Continúe alimentando los cultivos cada dos días cuando las células TS alcancen el 50 % de confluencia, generalmente entre los días 15 y 20. Lávelas una vez con PBS y agregue 100 microlitros de tripsina 0,25 % EDTA, pípela hacia arriba y hacia abajo durante la tripsinización para asegurar una suspensión casi individual de células.Después de cinco minutos, detenga la tripsina agregando siete medios DCM 1.5 F cuatro H. Luego transfiera las células a nuevas placas de seis pocillos que contengan los alimentadores de metilo tratados con mitomicina C previamente preparados e incube a 37 grados Celsius, 5 % de dióxido de carbono. Cambie el medio ocho horas después del paso y continúe alimentando los cultivos cada dos días. Después de uno o dos pasajes más sobre los alimentadores de metilo, las LST pueden cultivarse sin ellos para separar las LST de los alimentadores de metilo.Después de pasar las células cultivadas, incubarlas a 37 grados Celsius, 5% dióxido de carbono durante 30 minutos. Debido a que las células mes se adhieren a la placa de cultivo mucho más rápido que las células TS después de la tripsina, la mayoría de las células mes se adherirán a la placa mientras que la población de TS permanecerá en suspensión. Transferir el sobrenadante a una nueva placa.Repita este proceso de separación de las células TS de los alimentadores de metotrexato durante varios pases para obtener una población pura de células TS. Mantenga las células TS en medio 70 cm, 1.5 F four H y páselas cada cuatro días o cuando el cultivo alcance el 70 % de confluencia. Finalmente, la identidad de las células TS puede confirmarse mediante tinción inmunológica de un marcador celular.Para congelar células TS con CDX dos, recójase mediante centrifugación a 450 ×g durante seis minutos. Suspéndase las células en medio TS con un volumen igual de medio de congelación 2x y transfiérase a viales criogénicos. Normalmente, una placa de 60 mm que está 70% confluyente se conserva en dos viales.Congele las células lentamente utilizando una cámara de alcohol isopropílico a menos 70 grados Celsius. Transfiera a nitrógeno líquido después de 24 a 48 horas. La descongelación de TSL debe realizarse rápidamente descongelando el vial a 37 grados Celsius.Transfiera las células haw a un tubo de 15 mililitros que contenga 10 mililitros de medio TS y recolecte las células mediante centrifugación. Reuspenda las células en 70 cm, medio 1,5 F cuatro H y siembre cada vial de células en una placa de 60 milímetros. La diferenciación de las células TS en células gigantes del trofoblasto o TGC puede inducirse mediante la retirada de MEC cuatro y heparina. Las TGC son fáciles de identificar en cultivo por sus núcleos y cuerpos celulares agrandados.El fenotipo de CTG también puede detectarse mediante tinción inmunológica de un marcador de CTG, P cuatro 50 SCC, mostrado en verde, y tinción contraria con dappy mostrada en rojo, como se observa aquí. Las células diferenciadas expresan P cuatro 50 SCC, mientras que las células indiferenciadas no lo hacen. El análisis citométrico de las células diferenciadas teñidas con yoduro de propidio muestra además un contenido mayor de ADN, donde M1 representa de dos a cuatro copias y M2 representa más de cuatro copias de ADN.Estos resultados sugieren que las LTS experimentan reduplicación endógena para convertirse en CTS poliploides representadas por la población M dos. Aquí le mostramos cómo recolectar blastocistos, ptosis y derivar células TS de ratón a partir de blastocistos, ptosis. Es importante recordar vigilar el crecimiento celular al establecer las líneas LTS, asegurándose de que su pluripotencia se mantenga en las condiciones de cultivo.Así que eso es todo. Gracias por ver este video y buena suerte con sus experimentos.

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Biología

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