Medicamentos sistémicos y locales de entrega para el Tratamiento de Enfermedades del Sistema Nervioso Central en modelos de roedores
August 16th, 2010
Exhaustivas pruebas preclínicas de fármacos que actúan en el sistema nervioso central a menudo incluye la evaluación y la comparación de biodistribución de drogas en asociación con rutas específicas de la administración. En este caso, tres métodos de uso general de la administración sistémica (intravenosa, intraperitoneal y oral), así como un método para la entrega local (convección mejorado la entrega) se ha demostrado en ratones.
En este artículo de video se demuestran cuatro métodos de administración de fármacos al sistema nervioso central. Los tres primeros métodos son la inyección intravenosa, la inyección intraperitoneal y la sonda nasogástrica oral. Estos tres métodos dan como resultado la administración sistémica del fármaco.
El método final es una infusión de fármaco local en el cerebro del ratón. Para este método, in vivo, se utilizan imágenes ópticas para verificar la infusión adecuada. Las tres técnicas de administración sistémica son procedimientos estándar que se utilizan ampliamente en entornos preclínicos.
La técnica de administración local es un poco más desafiante, pero permite la administración directa del agente al cerebro sin pasar por la barrera hematoencefálica. Estos métodos pueden ayudar a responder preguntas clave. En la nueva oncología, como la eficacia y en la distribución de las terapias Nobel, aunque estos métodos pueden proporcionar información sobre el tratamiento novedoso de los tumores cerebrales.
Estos métodos también se pueden aplicar a otras enfermedades del sistema nervioso central, como los trastornos neurodegenerativos y psiquiátricos. Usando una lámpara de calor para dilatar el ratón calentador de venas de cola durante cinco a 10 minutos, controle cuidadosamente el ratón en todo momento para evitar la hipotermia mientras calienta el ratón. Cargue el medicamento en una jeringa de insulina de calibre 28.
No se debe inyectar más del 1% del peso corporal del ratón en volumen de una sola vez. Después de que hayan pasado de cinco a 10 minutos. Para transferir el mouse a un dispositivo de retención en la cola del mouse, hay cuatro vasos visibles.
Los vasos dorsales y laterales son venas. El vaso ventral es una arteria para acceder a la vena lateral de la cola, sujetar la cola del ratón en el punto más distal y girarla 90 grados para que la vena quede hacia arriba. Limpie los sitios de inyección con un hisopo con alcohol.
A continuación, inserte el sitio de bisel de la jeringa preparado en la vena. Si la aguja está correctamente colocada en la vena, debe moverse libremente y sin presión. Inyecte lentamente el medicamento con una presión uniforme durante cinco a 10 segundos.
Si la cola se hincha, deje de inyectar, ya que esto indica que la aguja ya no está en la vena. Después de la inyección, aplique una presión suave en el lugar de la inyección hasta que se detenga el sangrado. Esto normalmente tarda de 30 a 60 segundos.
Monitoree el mouse durante cinco a 10 minutos para asegurarse de que no haya más sangrado. Prepárese para este procedimiento cargando una jeringa con una aguja de calibre 28 con el medicamento. Saca al ratón de su jaula por la cola y colócalo sobre una superficie texturizada, como la tapa de una jaula, para que el ratón tenga algo a lo que agarrarse.
Permita que el mouse estire su cuerpo. A continuación, agarre la piel de la parte posterior del ratón teniendo cuidado de pellizcar ligeramente la mayor cantidad de piel posible entre el pulgar y los dedos índice y medio. Dé la vuelta al ratón para que el abdomen del ratón quede hacia arriba.
Si el ratón puede mover la cabeza libremente, suelte el agarre y vuelva a intentarlo. Para evitar ser mordido durante la inyección, sostenga el ratón ligeramente invertido para ayudar a alejar los órganos del lugar de la inyección. Inserte la aguja de la jeringa preparada en un ángulo de 30 grados en el cuadrante inferior izquierdo del ratón para asegurarse de que la aguja esté en el espacio intraperitoneal.
Tire hacia atrás del émbolo de la jeringa. Si no se aspira líquido en la jeringa, inyecte el contenido de la jeringa con una presión uniforme durante uno a cinco segundos. Suelte el ratón.
Supervise el ratón durante cinco a 10 minutos después de la inyección para asegurarse de que vuelva a los niveles normales de actividad. Comience la sonda nasogástrica oral determinando qué tan lejos se puede insertar la aguja en la boca del ratón. Sostenga una aguja sonda sonda curva con punta esférica de 18 G en la última costilla.
Marca la longitud con un rotulador permanente. Pese el ratón para determinar el volumen de inyección. El volumen máximo que se puede administrar por sonda oral es de 10 mililitros por kilogramo de peso corporal.
A continuación, cargue la aguja. A continuación, sujete el ratón con el mismo agarre que se muestra para la inyección intraperitoneal. Inserte la aguja de sonda nasogástrica en la boca sobre la lengua y avance la aguja a través de la faringe para evitar perforar el esófago.
No inserte la aguja más allá de la marca de parada. La aguja debe proceder suavemente sin ninguna presión. Con la aguja en su lugar, presione lentamente el émbolo.
Retire la aguja en el mismo ángulo en el que se insertó. No intente inyectar volúmenes mayores de lo recomendado. Ya que esto puede provocar reflujo y administración incompleta del fármaco.
Vuelva a colocar al ratón en su jaula y vigílelo durante cinco a 10 minutos. Prestar mucha atención a cualquier signo de dificultad para respirar, que puede indicar que ha entrado líquido en los pulmones. Repita este procedimiento según sea necesario.
Se pueden administrar hasta tres dosis en un período de 24 horas, ya que aún no está disponible comercialmente una cánula CED resistente al reflujo para roedores. Construye una cánula que conste de tres partes. Una pieza de tubo de sílice de 100 micras de diámetro a través de la cual fluyen ocho infusiones.
Una aguja metálica rígida para el soporte estructural y un tubo de teflón flexible para cargar la infusión. Ocho. Para preparar el área quirúrgica, rocíe todas las superficies con desinfectante de clorhexidina al 2%. A continuación, cubra las superficies con cortinas absorbentes.
Los siguientes suministros deben colocarse en el área quirúrgica. Elija más placas de petro, una que contenga un 3% de peróxido de hidrógeno y otra que contenga un 2% de CLORHEXIDINA GREs estériles e hisopos de algodón. Bisturí desechable estéril número 21, autoclave, grapadora de piel de ratón, grapas y removedor de grapas.
Almohadilla térmica estéril de agujas de calibre 20 para mantener la temperatura corporal del ratón, un marco estereotáxico del ratón y una bomba de jeringa de velocidad controlada. Para configurar la cánula, conecte una jeringa de un mililitro al tubo de teflón. Con un juego de adaptadores de jeringa de plástico, fije la cánula al marco estereotáxico de modo que quede perpendicular a la superficie quirúrgica.
Con una jeringa de un mililitro, desinfecte la cánula pasando etanol al 70% a través de ella. Repita este proceso con solución salina estéril. A continuación, compruebe si hay fugas alrededor de las articulaciones canulares.
Tire de la jeringa hacia atrás para que una pequeña burbuja de aire entre en la cánula. Esta burbuja de aire separará la infusión de ocho de la solución salina. A continuación, vuelva a cargar el infundir ocho.
Prepare la bomba haciendo funcionar brevemente la cánula. Cambie la piel de un ratón anestesiado con sangre estéril bañada en clorhexidina al 2%, aplique ungüento oftálmico para mantener la humedad ocular adecuada durante el procedimiento. Con un bisturí estéril, haga una incisión sagital a lo largo del centro del cráneo, de aproximadamente 1,5 centímetros de largo.
Limpie la superficie del cráneo con un hisopo de algodón empapado en una solución de peróxido de hidrógeno al 3%. Las líneas de sutura del cráneo deben ser evidentes en este punto. Si no es así, frote suavemente el cráneo con un hisopo de algodón fresco empapado en una solución de peróxido de hidrógeno al 3%.
Identifique el bgma, luego mida dos milímetros a la derecha y un milímetro hacia atrás para ubicar el sitio de infusión. Con una aguja estéril de calibre 20, cree suavemente un agujero en el cráneo en este punto girando la aguja contra el cráneo. Evite forzar la aguja hacia abajo contra el cráneo.
En este punto, transfiera el ratón al marco estereotáxico y comience a administrar anestésico inhalado. A un nivel bajo. Vigile cuidadosamente al ratón para detectar cambios en la frecuencia respiratoria, ajustando el anestésico en consecuencia.
Así que este siguiente paso es probablemente el aspecto más difícil de todo el método. Al colocar la cánula, asegúrese de centrarla sobre el orificio. Para ello, compruebe la colocación de la cánula desde todos los ángulos.
A continuación, coloque la cánula sobre el orificio del cráneo y luego baje tres milímetros por debajo de la superficie del cráneo. Comience la infusión encendiendo la bomba de jeringa utilizando las velocidades y duraciones que se muestran aquí al final de la infusión. Retire lentamente la cánula y cambie el cráneo por peróxido de hidrógeno al 3%.
Aplique cera ósea estéril al orificio con pinzas. Junta la piel y engrapa para cerrarla. Administrar buprenorfina por vía subcutánea para el alivio del dolor postoperatorio.
Coloque el ratón en una jaula sobre una almohadilla térmica para evitar la hipotermia. No aloje al ratón en recuperación con otros ratones activos. Monitorizar al ratón en el postoperatorio hasta que recupere la conciencia y la movilidad.
Debido a la duración del procedimiento, el ratón puede tardar hasta una hora en recuperar la actividad completa. Si se van a realizar imágenes, es mejor esperar de dos a tres horas para realizar imágenes de la infusión marcada con fluorescente. Ocho. Después de la administración de CED, coloque el sitio dorsal del ratón anestesiado en una estación de imágenes utilizando una configuración de filtro adecuada para la fluorescencia que se está obteniendo de la imagen.
Adquirir una imagen para CED. Una infusión exitosa debe mostrar la mayor parte del material en el cráneo cerca del sitio de infusión. La ausencia de reacciones adversas a la administración de la terapia es un indicador importante del éxito de la inyección.
Los siguientes son indicadores de inyecciones inadecuadas para las inyecciones de la cola, cambio en la apariencia del tamaño o color de la cola, una burbuja o ampolla en la cola, lo que indica un parto subcutáneo en lugar de intravenoso. Para inyecciones intraperitoneales. Un bulto en la piel o una decoloración del abdomen pueden indicar una inyección subcutánea o daño a las estructuras internas.
En la sonda nasogástrica oral, un ratón con dificultad para respirar o toser puede indicar que se inyectó líquido en los pulmones en lugar de en el estómago. Para la CED, la función neurológica es importante para evaluar la administración exitosa de la terapia. Un ratón que presenta convulsiones o hemiparesia puede haber recibido una infusión inadecuada.
En este caso, las imágenes in vivo se realizaron en un ratón con una infusión exitosa de CED a la izquierda, y una infusión fallida a la derecha. Tenga en cuenta que en la infusión exitosa, la señal de imagen se localiza en el cerebro. Mientras está en la infusión fallida, la señal se ha extendido por el eje neuro.
Como ha visto, el aspecto más desafiante de este procedimiento implica la selección adecuada de la vía de administración. A la hora de administrar fármacos al sistema nervioso central, es importante tener en cuenta las propiedades farmacológicas de los fármacos para seleccionar la mejor carga de administración. Así que eso es todo.
Espero que esta presentación te haya resultado útil y buena suerte con tus experimentos.
Visión general
Este artículo demuestra cuatro métodos de administración de fármacos al sistema nervioso central en ratones, incluyendo administración intravenosa, intraperitoneal y oral, así como la administración mejorada por convección para infusión local. Estas técnicas son cruciales para evaluar la biodistribución y eficacia de los fármacos en la investigación preclínica.
Componentes clave del estudio
Área de la ciencia
- Neurociencia
- Farmacología
- Investigación preclínica
Antecedentes
- Los métodos de administración de fármacos son esenciales para estudiar terapias del sistema nervioso central.
- Entender la biodistribución ayuda a evaluar la eficacia terapéutica.
- Diferentes rutas de administración pueden afectar la absorción y acción de los fármacos.
- Los métodos de administración local pueden eludir la barrera hematoencefálica.
Propósito del estudio
- Demostrar varias técnicas de administración de fármacos en ratones.
- Comparar métodos de administración de fármacos sistémicos y locales.
- Proporcionar información sobre la prueba preclínica de fármacos para trastornos del SNC.
Métodos utilizados
- Inyección intravenosa para administración sistémica.
- Inyección intraperitoneal para la administración de fármacos.
- Gavage oral para la administración de fármacos a través del tracto digestivo.
- Administración mejorada por convección para infusión local en el cerebro.
Resultados principales
- Todos los métodos de administración sistémica se demostraron con éxito.
- La administración local permitió la administración directa al cerebro.
- Las imágenes ópticas in vivo verificaron la infusión adecuada durante la administración local.
- Estos métodos pueden aplicarse a varias enfermedades del SNC, incluidos los tumores cerebrales.
Conclusiones
- Diferentes métodos de administración de fármacos son vitales para la investigación del SNC.
- Las técnicas de administración local pueden mejorar el enfoque terapéutico.
- Estos enfoques proporcionan información valiosa para desarrollar nuevos tratamientos.
Preguntas frecuentes
Executive Industry Relevance
Accurate assessment of CNS drug efficacy requires appropriate route selection to avoid false conclusions from suboptimal brain exposure. Systemic delivery offers ease of use but risks inadequate target engagement, while local delivery ensures therapeutic CNS levels despite procedural complexity. These methods support preclinical de-risking by clarifying biodistribution and informing go/no-go decisions in CNS portfolio advancement.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses by comparing systemic vs. local delivery outcomes to isolate true target-mediated effects.
- Operational Value: Provides standardized procedures for IV, IP, and oral gavage that are widely used in preclinical screening cascades.
- Predictive Value: Fluorescent compound tracking allows visualization of CNS penetration, supporting mechanistic de-risking of target engagement assumptions.
Screening & Assay Development
- Scientific Value: Generates quantitative biodistribution data via in vivo imaging to distinguish between delivery failure and target inefficacy.
- Operational Value: Establishes reproducible administration protocols with defined volume limits (e.g., 1% body weight for IV/IP, 10 mL/kg for oral gavage) to ensure assay consistency.
- Platform Value: CED setup using stereotaxic frame and syringe pump creates a reusable platform for localized compound evaluation across CNS disease models.
Translational & Preclinical Research
- Scientific Value: Direct brain delivery via CED bypasses BBB limitations, enabling assessment of agents that fail systemic exposure thresholds.
- Operational Value: Post-procedure monitoring guidelines (neurologic signs, imaging timing at 2–3 hours) support reliable endpoint assessment in efficacy studies.
- Translational Alignment: Applicability to brain tumors, neurodegenerative, and psychiatric disorders supports continuity from discovery through IND-enabling studies.
Pipeline & Workflow Integration
These delivery methods bridge early discovery (route selection, target validation) through preclinical efficacy testing by defining how compounds reach the CNS, informing lead optimization and formulation strategy.
- Discovery Biology: IV/IP/oral gavage support hypothesis testing in disease models where systemic exposure is sufficient; CED enables target validation when BBB penetration is a key uncertainty.
- Screening: Standardized injection and gavage techniques ensure reproducible compound delivery across multi-well or in vivo screening formats.
- Analytics: In vivo fluorescent imaging provides quantitative readouts of spatial distribution, enabling comparison of delivery efficiency across routes and formulations.
- Translational Research: CED facilitates preclinical testing of biologics or large molecules excluded by BBB permeability, aligning with biomarker strategies for target engagement.
- Enterprise Reuse: Core equipment (stereotaxic frame, syringe pump, imaging setup) supports repeated use across projects, reducing per-study setup burden.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Reduces false negatives in efficacy testing by confirming adequate CNS exposure, increasing confidence in target–disease relationships.
- Operational Value: Defined procedural controls (warming, needle angle, volume limits, postoperative monitoring) enhance reproducibility and animal welfare compliance.
- Strategic Value: Early identification of delivery limitations prevents costly advancement of compounds with inadequate brain exposure, improving capital efficiency.
- Portfolio Impact: Enables risk-stratified prioritization—advancing only those candidates with demonstrated target engagement via appropriate delivery route.
Implementation Considerations
- Requires technical proficiency in rodent handling, injection techniques, and stereotaxic surgery for CED.
- Dependent on instrumentation: stereotaxic frame, syringe pump, fluorescent imaging system, and heating pads for thermoregulation.
- Necessitates standardization across teams for injection volumes, needle gauges (28G for IV/IP, 18G for gavage, 20G for CED), and postoperative care protocols.
- Adaptation across species (mouse to rat) involves scaling cannula dimensions and infusion volumes while maintaining procedural sterility.
- Limitations include CED invasiveness, skill-dependent cannula placement, and absence of commercially available reflux-resistant cannulas for rodents, requiring custom assembly.
