Name: Cultivos neuronales primarios del cerebro de Drosophila pupas etapa tardía (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2007-05-28T00:00:00.000+00:00
Duration: 15 min 12 s
Description: Aprende a preparar cultivos neuronales primarios del cerebro de pupas tardías de Drosophila. Este método permite estudiar el desarrollo neuronal y la dinámica del calcio en neuronas cultivadas.

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Este trabajo fue apoyado por el NIH subvención NS27501 a DKOD. El apoyo adicional para este trabajo fue proporcionado por una beca de la Universidad de California Irvine en apoyo de DKOD a través del Programa profesor del HHMI.

Los preparativos antes del día de cultivo: <ol><li> Hacer una solución estéril de disección. </li><li> Hacer estéril DMEM y mantenerse en alícuotas de 10 ml a 4 º C durante 2 semanas. </li><li> Hacer estéril DDM2 suplementos y congelar en 50 o 100 alícuotas de 1 mes. </li><li> Hacer ConA / laminina. </li><li> Cubreobjetos de abrigo. Opcional: Haga CNBM estéril y guardar congelado hasta por 4 meses. </li></ol> En el día de cultivo I. Preparar la solución de la enzima (ES) en la campana de flujo laminar <ol><li> Poner 5 ml de solución de disección (DS) en un tubo de centrífuga de 15 ml. </li><li> Pesar 0,8 mg de L-cisteína en un eppendorf de 0,6 ml y añadir 150 ml de DS. Pipeta hacia arriba y abajo hasta que los cristales se han ido. </li><li> Añadir 150 ml de DS / cisteína al 5 DS ml y mezclar bien. </li><li> Añadir 50 U (unidades) de la papaína. </li><li> 7 ml de 0,1 N de Na OH y mezclar bien. Solución clara a los 30 minutos. cuando se activa. </li><li> Solución de la enzima de filtro con filtro de 0,2 mm en una jeringa estéril de 1,5 ml tubo de microcentrífuga tapa rosca Papaína: ¿Quieres 50 U en 5 ml DS. Cada lote es un poco diferente, por lo que debe calcular la cantidad de: 37,3 mg / ml y 28,3 U / mg 37,3 x 28,3 = 1055,59 U / ml (1000 ml) 50 U = 47,4 ml </li></ol> II. Hacer DDM2 medios En el día de cultivo: añadir los siguientes complementos para hacer DDM2 A 10 ml de DMEM añadir los suplementos, justo antes de cultivo: <ol><li> 100μl de transferrina </li><li> 100μl putrescina </li><li> 100μl selenio </li><li> La progesterona 100μl </li><li> La insulina 50μl </li><li> 10μl de 20 Hydroxyecdysone </li></ol> Nota: Asegúrese DDM2 suficiente para todas las culturas planificadas (cada cerebro colocadas en un portaobjetos simple en un individuo de 35 mm placa de Petri, 1,5 m de los medios de comunicación / cultura) Paso III-VI puede estar en una mesa de laboratorio hecho estéril y debe ser completado en 45 minutos o menos. III. Pupas Colección <ol><li> Seleccione 10-15 pupas de los lados del vial con un microscopio de disección. </li><li> Lugar pupas en la tapa de una seca de 35 mm placa de Petri. </li></ol> Nota: Por lo general, utilizan los cerebros de las pupas entre 55-78 horas después de la formación de pupa (APF). Es un poco más difícil de diseccionar el cerebro de las pupas jóvenes ya que las cápsulas cefálicas y tienden a colapsarse, mientras que el nivel general de crecimiento de las neuritas es ligeramente más baja desde el más antiguo pupas. En la cepa de tipo salvaje Cantón-S, estas etapas son reconocidos por los ojos pigmentados que son de color marrón claro a rojizo poco, con poco pigmento en otros lugares. IV. Decapitación bajo microscopio de disección <ol><li> Coloque dos gotas de solución estéril de disección en la tapa de la placa de Petri, junto a las pupas. </li><li> Aplique suavemente una sola pupa con unas pinzas finas en la mano izquierda y el uso de una aguja de calibre 27 jeringa conectada a una jeringa de 1 cc en la mano derecha para eliminar la cutícula en el extremo anterior de la pupa. </li><li> Apriete pupa poco con pinzas, y como cabeza emerge uso aguja de calibre 27 para cortar el cuello. </li><li> Con la punta de la aguja o con pinzas, la transferencia de la cabeza a la caída de la disección de una solución. </li><li> Repita hasta que haya 10-15 cabezas en una sola gota. </li></ol> V. Eliminación del cerebro de la cabeza bajo el microscopio de disección <ol><li> En cada mano, mantener una jeringa de 1 cc con una aguja de calibre 27. </li><li> Utilice estos a la posición de la cabeza de mosca en la caída de la disección de una solución para la probóscide es hacia arriba y la superficie dorsal de la cabeza es el norte. </li><li> Inserte la aguja a la izquierda en la trompa de echar la cabeza hacia abajo y el uso de la aguja derecha para hacer una raja en el ojo derecho, que va desde el ventral a la superficie dorsal. </li><li> Insertar la aguja justo al lado de la izquierda en la región de la trompa y luego usar la aguja izquierda para presionar suavemente la cutícula sobre el ojo izquierdo, empujando el cerebro hacia el corte en el ojo derecho. El cerebro debe surgir de la ranura de la derecha, relativamente intacto, a menudo con ambos he ópticabes aún está unido y en ocasiones el tejido ocular pigmentado así. </li><li> Empuje el cerebro en la parte posterior de la aguja y la transferencia de una gota de solución salina estéril de disección en un nuevo plato de estériles de 35 mm de Petri. </li><li> Recoger 10-15 cerebro para cada genotipo. </li></ol> VI. Eliminación de los lóbulos ópticos y tratamiento enzimático <ol><li> En cada mano, mantener una jeringa de 1 cc con una aguja de calibre 27 y usarlas para recopilar todos los cerebros en una pequeña área de la gota de la solución de disección </li><li> Use jeringas, herramientas de corte para eliminar los lóbulos ópticos de cada cerebro para el resto del tejido de la cultura es la región del cerebro. </li><li> Use un Pipetman 20 l, del 5 l, para transferir todos los cerebros de un solo genotipo a un tubo eppendorf con 1 ml de solución de papaína estéril. </li><li> Los cerebros se incubaron en la papaína durante 10-15 minutos en un conjunto rotatorio a 60 rpm. </li><li> Centrifugar a 3000 rpm durante 3 minutos. </li></ol> Dentro de campana estéril de flujo laminar - todas las medidas que el tejido es expuesto al aire se debe hacer en campana de flujo laminar para el resto de pasos. VII. Lavado <ol><li> Eliminar la solución de la enzima y reemplazar con una solución estéril de disección. </li><li> Centrifugar a 3000 rpm durante 3 minutos. </li><li> Lavar con una solución estéril de la disección de un total de 3 veces. </li><li> Quitar y reemplazar la disección de solución salina con DDM2. </li><li> Centrifugar y lavar con un total de 2 veces con DDM2. </li><li> La transferencia de los cerebros y los medios de comunicación a una estéril de 35 mm placa de Petri. </li></ol> VIII. Trituración y de las planchas bajo microscopio de disección <ol><li> Lugar 5 ul de DDM2 en el centro de un cubreobjetos. </li><li> La transferencia de un cerebro a esta caída de DDM2 con una punta amarilla. </li><li> Bajo el microscopio, el uso de agujas de calibre 27 dados hasta el cerebro en pedazos pequeños (se debe tomar &lt;1 minuto). </li><li> Bajo la guía visual, rompa la punta de una pipeta de vidrio que ha sido puesto a un punto fino para que las piezas más grandes pueden ser absorbidos por el cuidado extremo de la pipeta y expulsados ​​de nuevo en el medio. Usamos tubos de boca de succión que vienen de serie con 100 l de vidrio de hematocrito capilar. Nota: Tenga cuidado de no tener burbujas en los medios de comunicación y que tendrá que determinar empíricamente la pipeta de mejor tamaño para su uso. Los buenos le permiten disociar el cerebro con algunas células individuales y aún así algunos grandes grupos, en unos 30 segundos / cerebro. Cuando se mira a estos a una potencia mayor, aproximadamente el 10-20% de las neuronas todavía debe tener algunos procesos pendientes y todavía habrá algunos grandes grupos. Si se disocian demasiado, entonces todas las células se ronda y ellos han sufrido tanto daño que no va a sobrevivir. Este paso requiere práctica y debe hacerse rápidamente, ya que hay una gran superficie-a-volumen y la osmolalidad y el pH de la caída de DDM2 pueden cambiar rápidamente. Tejido tiene que ser colocado en incubadora de CO 2 tan pronto como sea posible. </li><li> Escribir en la tapa de la placa de Petri: &quot;genotipo, fecha y hora&quot;. </li><li> Coloque la placa de Petri de 35 mm en una placa de Petri de 100 mm (con Kimwipe húmedo) y dejar reposar en la incubadora de CO 2 durante 30 minutos. </li><li> Inundar el plato de 35 mm con 1,5 ml de DDM2. </li><li> Mantenga las culturas en la incubadora en un 5% incubadora de CO 2 (23 ° C). Nota: Si usted no tiene acceso a un enfriamiento incubadora de CO 2, utilizar un estándar de cultivo de tejidos de mamíferos incubadora y, o bien ponerlo en un cuarto frío y el calor a 23 ° C, o poner en el laboratorio, cierre temporal, y el uso de hielo en una bandeja en la parte inferior de la incubadora para regular temperatura ambiente alrededor. </li></ol> IX. Las células de alimentación <ol><li> El día 1 (día siguiente), añadir 0,5 ml de CNBM/B27 (Media acondicionado) para hacer DDM2 03:01: CNBM/B27. </li><li> El día 5 reemplazar 1 ml de los medios de 3:01 DDM2: CNBM/B27. </li><li> Mantener las células de alimentación con 3:01 DDM2: CNBM/B27 cada 4-5 días. Nota: Los cultivos pueden crecer sin los medios de comunicación acondicionado no neuronales, pero las neuronas parecen un poco más frágil y son más difíciles para su uso en experimentos de electrofisiología. </li></ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Culturing+Nerve+Cells%22">Culturing Nerve Cells</a>. Banker, G., Goslin, K. , MIT Press. Cambridge. (1991).</li>
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<li>Campusano, J. M., Su, H., Jiang, S. A., Sicaeros, B., O'Dowd, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((nAChR-mediated+calcium+responses+and+plasticity+in+Drosophila+Kenyon+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Develop+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">nAChR-mediated calcium responses and plasticity in Drosophila Kenyon cells.</a> Develop Neurobiol. 67, 1520-1532 (2007).</li>
<li>Oh, H. -W., Campusano, J. M., Hilgenberg, L. G. W., Sun, X., Smith, M. A., O'Dowd, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastructural+analysis+of+chemical+synapses+and+gap+junctions+between+Drosophila+brain+neurons+in+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Develop+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Ultrastructural analysis of chemical synapses and gap junctions between Drosophila brain neurons in culture.</a> Develop Neurobiol. , (2007).</li>
</ol>

Las neuronas cosecha de los cerebros de los roedores embrionarias / postnatal se puede cultivar en cultivo de células primarias, donde se extienden neuritas y la forma funcional de conexiones sinápticas. Métodos para la preparación de estas culturas están bien establecidos y los estudios en cultivos de neuronas de roedores han jugado un papel fundamental en la identificación de genes y factores ambientales implicados en la regulación de la formación de sinapsis y la función (Banker y Goslin, 1991). Mientras que las neuronas de insectos de u...

Cubreobjetos de recubrimiento: Ponga en un autoclave cubreobjetos de 60 mm placa de Petri. Pipeta de 5 ul de Con una mezcla / laminina en el centro de cada cubreobjetos. Lugar en 37 ° C incubadora durante 2 horas. Enjuague cubreobjetos 3x con 100 ul de agua esterilizada cada uno. El uso de vacío conectada a una pipeta Pasteur estéril. Durante el último enjuague, levante el cubreobjetos con unas pinzas y seque ambos lados. Transferir el portaobjetos a una placa de Petri de 35 mm. Conservar a temperatura ambiente durante un máximo de un mes.

cultivos neuronales primarios del cerebro de drosophila pupas etapa tardía

Primary Neuronal Cultures from the Brains of Late Stage Drosophila Pupae

En este vídeo, se demuestra la preparación de cultivos primarios de neuronas del cerebro de Drosophila finales de etapa de pupas. El procedimiento comienza con la eliminación de los cerebros de los animales en 70-78 horas después de la formación pupario. Los cerebros aislados se presentan después de la incubación breve en papaína seguido de varios lavados en medio de cultivo libre de suero. El proceso de separación mecánica de cada cerebro en una caída de 5 ul de los medios de comunicación en un cubreobjetos se ilustra. Los axones y las dendritas de las neuronas post-mitóticas son sheered cuando esté cerca del soma en la disociación, pero las neuronas comienzan a regenerarse los procesos dentro de unas horas de la siembra. Las imágenes muestran las culturas en vivo en 2 días. Las neuronas continúan elaborando los procesos durante la primera semana de la cultura. Poblaciones neuronales específicas, se pueden identificar en la cultura de uso de líneas GAL4 para dirigir la expresión específica de tejido de los marcadores fluorescentes, como las buenas prácticas agrarias o RFP. Grabaciones de células enteras han demostrado los cultivos de neuronas forman sinapsis funcionales, colinérgicas y GABAérgicas espontáneamente activo. Un segmento corto video ilustra la dinámica del calcio en las neuronas cultivadas con Fura-2 como un tinte indicador de calcio para controlar los transitorios espontánea de calcio y la nicotina respuestas evocadas de calcio en un plato de neuronas cultivadas. Estas culturas el cerebro de pupa son un modelo útil en el que las herramientas genéticas y farmacológicas se puede utilizar para identificar los factores intrínsecos y extrínsecos que influyen en la formación y función de las sinapsis centrales.

Este video muestra la preparación de cultivos primarios de neuronas del cerebro de Drosophila pupas etapa tardía. Puntos de vista de las culturas show en vivo de crecimiento de las neuritas y la imagen de los niveles de calcio con Fura-2.

Cultivos neuronales primarios del cerebro de Drosophila pupas etapa tardía

En este video, demostramos la preparación de cultivos neuronales primarios a partir de los cerebros de pupas de Drosophila en estadio avanzado. El procedimiento comienza con la...

Me llamo Diana Dowd y soy profesora en los departamentos de Anatomía y Neurobiología, y Biología del Desarrollo y Celular aquí en la UC Irvine. Hoy les hablaré sobre la preparación de cultivos neuronales a partir de pupas de Drosophila. Este procedimiento implica la extracción del cerebro de pupas en estadios tardíos, y generalmente cultivamos únicamente la región del cerebro central.Y en esta etapa, las principales estructuras anatómicas presentes en el cerebro adulto ya están formadas. Esto incluye los lóbulos antenales, donde existen neuronas de proyección que envían sus axones hasta la región del cuerpo de la seta, y las neuronas del cuerpo de la seta, las células de Kenyon, que han enviado sus axones hacia sus neuronas diana a través de los lóbulos alfa, beta y gamma. El día del cultivo, lo primero que hacemos es entrar en la cabina de flujo laminar y preparar de forma estéril la solución enzimática que utilizaremos para disociar el tejido.También preparamos el medio que vamos a utilizar para cultivar las células. Este medio se elabora a partir de tallos que hemos preparado con anterioridad. El siguiente paso consiste en recolectar las pupas que vamos a usar para esta disociación o para la disección.Y eso se realiza fuera de la campana, porque estos se cultivan en viales que contienen levadura y todo tipo de otras sustancias. Por lo tanto, realizamos las etapas iniciales de nuestra disección fuera de la campana. Estos son peepee que acabo de retirar de los costados de un vial, y en esta fila del lado izquierdo tenemos animales que tienen ojos rojos y que se encuentran en una etapa adecuada para el cultivo.Estos son ligeramente, estos PPP de aquí son ligeramente más jóvenes. Tienen ojos naranjas o amarillos, y esta es una línea 1 0 7 aceptable. Tienen ojos ligeramente más brillantes que los tipos salvajes comunes, cuyo color en estas etapas sería un poco más marrón.Todas estas etapas son adecuadas para el cultivo, para obtener cultivos cerebrales. Bien, el primer paso aquí consiste en colocar unas gotas de solución de disección justo al lado de las pupas que he extraído y alineado en mi placa de Petri. Utilizamos la parte superior de placas de Petri de 35 milímetros.Luego tomo con la mano izquierda un par de pinzas número cinco y una jeringa tuberculínica de un CC con una aguja de calibre 27 en el extremo. Estas son mis dos herramientas de disección. Para separar la cabeza del caso del pupilo o del pupi, básicamente debo usarlas: sostengo el pupi con las pinzas en la mano izquierda y luego uso la aguja en la mano derecha para retirar la parte frontal del caso del pupilo.Luego, retiro hacia atrás la cubierta de la cutícula y la cabeza sale por delante. Uso entonces mi aguja para seccionar el I en la región del cuello, tomo la cabeza y la coloco en la gota de solución salina de disección. Repetiré este procedimiento de 10 a 15 veces, ya que, para obtener un buen cultivo, prefiero tener de 10 a 15 animales de cada genotipo.Muy bien, voy a extraer el cerebro de la cabeza del animal. Para hacerlo, utilizo dos jeringas de tuberculina, cada una con una aguja de calibre 27. La aguja izquierda la coloco justo a través del opérculo del animal para fijar la cabeza al fondo de la placa de Petri.Luego, utilizo mi aguja derecha para abrir una hendidura en el lado derecho, y ahí es donde voy a expulsar el cerebro. Bien, y ahora, el siguiente paso consiste en colocar mi aguja izquierda sobre el ojo izquierdo. Ahora voy a ejercer presión hacia afuera y el cerebro debería salir por el lado derecho a través de la hendidura.Aquí viene. Puede verlo en el lado derecho, y ahora puedo usar simplemente mi aguja derecha para separarlo del resto de la cápsula cefálica y de los ojos. Muy bien. Ahora, antes de realizar la disección final, que consiste en retirar los lóbulos ópticos, transfiero el cerebro a una gota limpia de solución salina.Puedo usar una pipeta automática para hacer eso, y tomo la muestra en la punta misma de una pipeta automática de 20 microlitros, ajustada a cinco microlitros, o también puedo transferirla directamente con las agujas. Esta es la última etapa del procedimiento de disección. Se realiza en una gota fresca de solución salina, y generalmente tendría aquí alrededor de 10 a 15 cerebros.Luego, retiro los lóbulos ópticos de cada uno utilizando agujas de calibre 27 como herramientas de corte, y simplemente secciono el lóbulo óptico izquierdo y luego el lóbulo óptico derecho en cada cerebro. En este punto, todos los cerebros que han sido procesados de esta manera se transferirán a un tubo que contiene la solución enzimática, la cual se utilizará para la disociación enzimática. Todos los cerebros de un mismo genotipo se colocan en un tubo eppendorf con tapón de rosca que contiene un mililitro de la solución enzimática.Luego los colocamos simplemente en un portamatraces y los ponemos en un rotador, donde permanecen durante 10 a 15 minutos a temperatura ambiente. Ese es el tiempo real de disociación. Para completar el paso de disociación enzimática, en realidad debemos eliminar la enzima.Así que llevamos los tubos a una centrífuga EOR, colocamos los tubos en la centrífuga y los centrifugamos durante tres minutos a 3000 RPM. Después de centrifugar los cerebros, los llevamos ahora a nuestra cabina de flujo laminar. Aquí es donde comienza la parte estéril del procedimiento.Ahora no abrimos el tubo a menos que estemos en la cabina de flujo laminar, y ahora eliminaremos la solución enzimática. La reemplazaremos con solución de disección, y luego centrifugaremos y lavaremos varias veces con la solución de disección, terminando con un medio definido, que es en el que cultivamos las células. Muy bien.Lo primero que necesito hacer aquí es colocar una gota de cinco microlitros de solución salina sobre cada cubreobjeto que tengo en estas placas de Petri. Hay un solo cubreobjeto por placa de Petri, y ha sido recubierto con con A laminina, así que coloco una gota de cinco microlitros justo en el centro del cubreobjeto. Allí es donde está mi gota de laminina.Es muy importante porque se desea concentrar las células justo en el centro del campo, ya que obtenemos aproximadamente 10.000 células por cerebro, y eso es lo que utilizamos para hacer un cultivo individual. Bien, ahora, observando al microscopio, aquí hay nueve cerebros que ya han sido sometidos al procedimiento de disociación enzimática. Pueden ver que aún están bastante intactos.No tienen sus lóbulos ópticos. Estos fueron eliminados, pero solo tenemos la región del cerebro central, y ahora voy a aspirar con la pipeta un solo cerebro y trasladarlo a la gota de cinco microlitros sobre un cubreobjetos. Y hago esto cuatro veces.Tomo dos jeringas de un CC y coloco agujas de calibre 27. Nuevamente, es muy importante tener en cuenta que estas son herramientas de disección muy económicas y desechables, por lo que los estudiantes de pregrado pueden utilizarlas sin preocuparse por el presupuesto. Bien, ahora tengo las dos agujas y voy a realizar la disociación mecánica inicial, que consiste simplemente en cortar este cerebro en varios trozos, lo que me permitirá aspirar estos fragmentos en una pipeta de vidrio en solo un minuto para completar la disociación final.Cuando hago esto, no los reduzco a trozos diminutos; solo quiero disminuir el tamaño total para poder obtener una porción un poco más pequeña, de modo que la pipeta, al realizar la disociación, aspire piezas ligeramente más pequeñas que el cerebro completo. También quiero hacerlo relativamente rápido porque se observa que las gotas de medio son pequeñas. Eso significa que tenemos una alta relación superficie-volumen, y tanto el pH como la osmolaridad de la solución pueden cambiar si la dejo expuesta durante un período de tiempo.Cuando empecé a hacer esto, en realidad solo realizaba dos cerebros a la vez, dos cultivos a la vez. Ahora suelo hacer cuatro, y ahora voy a romper la pipeta, pero no puedo hablar de eso ni de nada, ¿verdad? Este que acabo de terminar.La disociación, el tamaño de la pipeta fue bastante bueno. Pude aspirar el tejido hacia arriba y hacia abajo varias veces, y se pueden ver células individuales; aún tenemos agregados, pero eso está bien. Se eliminarán durante el lavado.Ahora, las cultivos, tan pronto como han sido sembrados, se colocan en una segunda placa de Petri y se introducen en el incubador de CO2 dentro de unos minutos porque queremos asegurarnos de mantener el pH y la osmolaridad en un nivel que favorezca su supervivencia. Así que los dejamos aquí durante 30 minutos antes de inundar la placa. Estos cultivos se prepararon a partir de cerebros de pupas en estadio tardío.El cultivo se ha incubado durante dos días en una incubadora de CO₂, y se pueden observar células individuales que han extendido prolongaciones. El grado de ramificación de las prolongaciones es menor al que se observaría a los cinco días y mayor al que se observaría a las 24 horas. Mi nombre es Jorge Ano.Trabajo en el laboratorio Doubts. Ahora les voy a mostrar cómo realizamos el experimento, el experimento de imagen de calcio en cultivos de células que acabamos de preparar. Este es un video de un experimento de imagen de calcio en el que se observan células azules que indican bajos niveles de calcio y células rojas que indican altos niveles de calcio.Veremos que hay algunas células que se vuelven rojas, lo que indica un aumento en los niveles de calcio intracelular. Estos eventos son espontáneos y transitorios. Con el tiempo, regresan a los niveles basales de calcio, y después de un tiempo, aplicaremos un fármaco, en este caso nicotina, y observarán que las células aumentan sus niveles de calcio intracelular.Aplicamos nicotina durante 100 segundos, luego retiramos la nicotina y, a continuación, las células regresan a niveles basales de calcio. Así, la verdadera ventaja de este sistema de cultivo es que podemos obtener nuestros cultivos tanto de líneas transgénicas como mutantes de moscas, diferentes líneas en las que distintas subpoblaciones de neuronas están marcadas con GFP. Este es el cerebro de una de las líneas que hemos utilizado, en la cual GFP se expresa en el cuerpo de la seta, células de Kenyon, neuronas implicadas en la mediación de comportamientos complejos, incluyendo el aprendizaje y la memoria.Los cuerpos celulares se encuentran en la región dorsal del cerebro, alrededor del área señalada por las flechas rojas. Y estas estructuras en forma de L que son positivas para GFP son en realidad las proyecciones axónicas de estas células Kenyon del cuerpo de la seta. Tras la disociación de este tejido cerebral.Las neuronas regeneran sus procesos en cultivo, y en este caso se pueden identificar fácilmente las células kenianas positivas para GFP. Estas células son accesibles tanto para grabaciones electrofisiológicas estándar como para estudios de imagen de calcio. Por lo tanto, estos cultivos son herramientas realmente útiles para explorar los factores genéticos y ambientales que son importantes en la regulación de la función de las neuronas, cuya importancia conocemos en la mediación de comportamientos complejos en el animal adulto.

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Biología

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Este artículo proporciona protocolos detallados para infligir lesión cerebral traumática penetrante (PTBI) a Drosophila adulta y examinar la neurogénesis resultante.

Estimulación y análisis de la neurogénesis adulta en el cerebro central de Drosophila

Se ha establecido un método para reactivar las células madre neurales inactivas en explantes cerebrales de Drosophila cultivados. Usando este método, el papel de las señales sistémicas se puede desacoplar de las señales intrínsecas del tejido en la regulación de la inactividad, entrada y salida de las células madre neurales.

Reactivación de células madre neurales en explantes cerebrales de Drosophila cultivados

Aprende a preparar cultivos neuronales primarios del cerebro de pupas tardías de Drosophila. Este método permite estudiar el desarrollo neuronal y la dinámica del calcio en neuronas cultivadas.

Cultivos neuronales primarios del cerebro de Drosophila pupas etapa tardía

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