Why does Nile Red emission shift to yellow-gold wavelengths?

Nile Red emission shifts to yellow-gold wavelengths when bound to neutral lipids like triacylglycerols in the hydrophobic core of lipid droplets, indicating low polarity environments.

How does isopropanol fixation enable lipid droplet visualization?

Isopropanol fixation permeabilizes the worm's cells, allowing Nile Red dye to access intracellular lipid droplets throughout the fixed animal for staining.

What quantitative measurement does green channel fluorescence provide?

Green channel fluorescence measures Nile Red's emission from neutral lipid environments, enabling quantification of lipid droplet abundance and distribution.

Why are replication requirements important for lipid staining?

Replication ensures consistent lipid visualization across samples, supporting reliable data generation for cross-functional target validation and assay development.

What statistical analysis is needed before implementing Nile Red staining?

Basic fluorescence intensity comparison and co-localization analysis are required to validate lipid droplet staining specificity and normalize across experimental conditions.

Tinción de rojo del Nilo de C. elegans: un método para visualizar gotas de lípidos en animales fijos

JoVE Encyclopedia of Experiments

Biología

0 vistas • 3:34 min • April 30th, 2023

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- Al visualizar las gotas de lípidos, los orgánulos de almacenamiento intracelular para los lípidos neutros, comience agregando una solución de detergente, como una que contenga Triton X-100, a la muestra. Esto permeabilizará las células del gusano. A continuación, fije la muestra en la concentración adecuada de isopropanol, por ejemplo 40%.

A continuación, añade el rojo del Nilo a la muestra y protégela de la luz, ya que el tinte es sensible a la luz. La fijación permite que el tinte acceda a las gotas de lípidos en todo el animal. El rojo del Nilo es un colorante lipofílico cuyo espectro de emisión de fluorescencia depende de la polaridad del entorno lipídico local.

Cuando se expone a lípidos polares, como los fosfolípidos, el espectro de emisión del rojo del Nilo se encuentra en las longitudes de onda rojas más altas. Cuando se expone a lípidos neutros, como triacilgliceroles y ésteres de esteroles en el núcleo neutro de las gotas de lípidos, el espectro de emisión del rojo del Nilo cambia a las longitudes de onda más bajas, de oro amarillo.

Por lo tanto, use el canal verde de un microscopio fluorescente, que recogerá las emisiones de longitud de onda de oro amarillo, para visualizar la tinción de gotas de lípidos en todo el animal. En el protocolo de ejemplo, veremos un procedimiento de tinción de rojo del Nilo y la obtención de imágenes de gotas de lípidos en muestras fijas.

- Para llevar a cabo la tinción de lípidos del Rojo Nilo, coloque lombrices en placas en un medio de crecimiento de nematodos, o NGM, sembrados con E. coli de registro tardío OP50, y cultive los gusanos a 20 grados Celsius hasta la etapa L4 temprana. Lave los gusanos con 1 mililitro de solución PBST y transfiera la suspensión del gusano a un tubo de microfuga de 1,5 mililitros.

Centrifuga las lombrices a 560 veces la gravedad durante un minuto, luego retira el sobrenadante y repite el lavado PBST hasta que la E. coli se elimine de la suspensión. A continuación, al gránulo de gusano, agregue 100 microlitros de isopropanol al 40%, o 60% para la tinción ORO, e incube la muestra a temperatura ambiente durante tres minutos.

- La adición de isopropanol es crucial para la correcta permeabilización de los gusanos antes de la tinción.

- Centrifugar los gusanos a 560 veces la gravedad durante un minuto y eliminar el sobrenadante sin alterar la pelletza del gusano.

- Es importante minimizar la exposición a la luz durante las etapas de centrifugación.

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Última actualización: 1 agosto 2026

Tinción de rojo del Nilo de C. elegans: un método para visualizar gotas de lípidos en animales fijos

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