Name: Grabaciones de patch clamp de neuronas de ratón de retina en una rebanada preparación adaptada a la oscuridad (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2010-09-12T19:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: Aprende a realizar grabaciones de patch clamp en neuronas de retina de ratón adaptadas a la oscuridad. Este método permite estudiar las vías de señalización retinianas y las respuestas electrofisiológicas a la estimulación lumínica.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este trabajo fue apoyado por el NIH subvención EY17606 (APS).

1. Electrodos de preparar <ol><li> Prepare los electrodos de registro y referencia a los dos por inmersión en NaCl 1 M y la conducción de 15V entre ellos utilizando una onda sinusoidal de 1 Hz ~ 20 s. </li><li> Hacer los electrodos de registro utilizando un extractor de micropipeta (Sutter Instrumentos P-97). Parche de pipetas de utilizar un vidrio de borosilicato con un diámetro exterior de 1,2 mm y un diámetro interior de 0,69 mm (Sutter Instruments, Cat. # B120-69-10). Medir la resistencia en serie a través de la punta del electrodo. Basándose en el tamaño de las células diana elegir un diámetro punta de la pipeta, porque los cuerpos celulares de aproximadamente 20 micras de diámetro en el uso de ~ 5 mW de los cuerpos celulares ~ 5 micras de diámetro en el uso de ~ 12 mW. </li><li> Preparar el terreno / electrodos de referencia. Con una jeringa de llenar un tubo de polietileno de sección pequeña (Intramedic, PE205) con 1 mM de NaCl, que incluye un 3,5% de agar (Sigma, Cat. # A7002) en NaCl 1M. Coloque el puente de agar sobre el electrodo de referencia Ag / AgCl. </li></ol> 2. La preparación de soluciones <ol><li> Solución de baño externo, "los medios de comunicación que contiene bicarbonato (1 litro): 1 botella de Ames Ames medio (Sigma, Cat. # A1420), 1,9 g de NaHCO 3, 7 ml de penicilina-estreptomicina (Sigma, Cat. # P0781) para evitar que las bacterias el crecimiento. Ajustar la osmolaridad a ~ 280 mOsm. </li><li> Corte de la solución, "los medios de comunicación que contiene el tampón HEPES pH (1 L): 1 botella de Ames Ames Medio, 0,887 g de NaCl, 2,38 g de HEPES, 7 ml de penicilina-estreptomicina. Ajustar el pH a 7.4 usando ~ 1M NaOH y / o HCl 1M. Ajustar la osmolaridad a ~ 280 mOsm. </li><li> -Aspartato de potasio (K-Asp) solución de la pipeta interna (en mm): 125 K-aspartato, 10 KCl, 10 HEPES, 5 NMG-HEDTA, 0,5 CaCl 2, 1 ATP-Mg, 0,2 GTP-Mg, pH se ajusta a ~ 7.3 con NMG-OH, y la osmolaridad se ajusta a ~ 280 mOsm. </li><li> Respaldo en agar para la estabilización de la temperatura de gelificación bajo agarosa que contiene la retina (5% en peso), 7,5 g de agar (Sigma, Cat. # A7002) fundido en 150 ml de dH 2 O. </li></ol> 3. Día del experimento <ol><li> Descongele ~ 1,5 ml de K-Asp solución interna y el fluoróforo de su elección del congelador. Diluir el fluoróforo a la concentración adecuada, que debe ser determinada empíricamente. </li><li> Vierta los medios de comunicación de Ames contiene NaHCO3 (~ 200 ml) en el recipiente de almacenamiento a prueba de luz y luego colocarlo en el baño de agua (30-32 ° C) y equilibrar con un 5% de CO 2 / 95% O 2 gas </li><li> Llene la botella con ~ 110 ml de los medios de comunicación de Ames contiene HEPES, lugar en el hielo y equilibrarlo con el 100% de O 2. </li><li> Coloque el resto de Ames los medios de comunicación que contiene NaHCO3 en un depósito de calefacción en la parte superior de la jaula de Faraday, y equilibrar con CO2 al 5% / 95% de gas O 2. Parafilm puede ser usado para atrapar el gas en el espacio por encima de la solución. </li><li> Prepare la baja temperatura de gelificación de agarosa (3%) mediante la adición de 0,75 g (Sigma, Cat. # A0701) a 25 ml de los medios de comunicación de Ames con HEPES y calentar la solución a ~ 115 ° C para fundir la agarosa. Revuelva hasta que la solución clara, sin burbujas, y guardar en un baño de agua (~ 42 ° C). </li><li> Llenar una pipeta de grabación con la solución de K-Asp interna de la sonda de punta. </li></ol> 4. Comience Experimento <ol><li> Practicar la eutanasia con el ratón y eliminar rápidamente los ojos con tijeras curvas. Gafas de infrarrojos debe ser utilizado para todos los procedimientos para prevenir la decoloración del pigmento visual. </li><li> Lugar de los ojos en un pedazo de papel de filtro para evitar que se mueva, y el uso de una fina lámina adhesiva de doble cara, haga un corte en la córnea mientras se mantiene el ojo con las pinzas. </li><li> Tan pronto el globo ocular es perforado, que la transferencia de los ojos en un plato lleno de los medios de comunicación de Ames. </li><li> Utilizando la ranura de la córnea como un punto de entrada, unas tijeras pequeñas se utilizan para cortar las porciones restantes de la córnea, después de lo cual el cristalino y humor vítreo se puede quitar. Tenga cuidado de que la retina permanece unido a la ojera, y almacenar el ocular en la oscuridad a 32 ° C en los medios de comunicación equilibrada con 5% de CO 2 / 95% O 2 de Ames. </li></ol> 5. Rebanar <ol><li> Hemisect uno de los oculares y disociar la retina del epitelio pigmentario de la retina. Quitar los bordes de la retina para que el tejido que se acueste. </li><li> Use una pequeña pipeta Pasteur de vidrio con una bombilla de látex para llenar una caja de Petri de 35 mm con agar fundido y arrastre a través de las pinzas a través del agar para comprobar su consistencia. </li><li> Cuando se puede empezar a ver el agar solidifique: <ol class="lalpha"><li> La transferencia de la retina en la parte superior del agar. </li><li> Use un trozo retorcido de Kimwipe para absorber el exceso de solución alrededor de la retina. </li><li> Colocar 2-3 gotas de Agar directamente sobre la retina y poner rápidamente un cilindro de plástico en la retina para formar un muro alrededor de él. Después dejar agar fundido adicionales a los lados del cilindro de plástico, mientras que el centrado de la retina en el agar. </li><li> La transferencia de la placa de Petri to un baño de agua helada para enfriar. </li></ol></li><li> Después de aproximadamente 45 segundos quitar el tejido del baño de agua helada y el uso de un émbolo para extruir el agar bloque del cilindro de plástico, presionando por el lado más alejado de la retina. </li><li> Use la hoja de afeitar de un solo lado para cortar un pequeño bloque de agar que contiene la retina y el pegamento del bloque en su lugar contra el tope de agar en la platina. </li><li> La transferencia de la platina hasta la bandeja vibrante microtomo y se vierte el hielo frío HEPES Ames en la bandeja que permite el bloque con la retina a estar completamente sumergido. </li><li> Rebanadas de la retina con un espesor de ~ 200 micras se pueden cortar a la tasa máxima de hoja de vibración y una velocidad de hoja anterior conjunto de tal forma que tarda de 4 a 5 segundos para cortar a través de la retina en cada rebanada. </li><li> Use una hoja de bisturí N º 11 para quitar cada una rebanada útil a la vez </li><li> Rebanadas de mercancía que contenga la retina se colocan en cámaras de grabación y son cargados con anclas de corte con hilo de nylon cruzarlas. Los hilos de nylon mantenga pulsado el agar que rodea la retina, dejando en la retina sin obstáculos para las grabaciones. </li><li> La transferencia de la cámara de grabación a la platina del microscopio en posición vertical, cerca de la cortina y encienda la fuente de luz infrarroja para ver el corte en una cámara sensible al infrarrojo. </li></ol> 6. Grabación <ol><li> Una vez que una buena tajada de retina (fotorreceptores intactos y con el ángulo de corte apropiado) se identifica iniciar la perfusión de la retina a un ritmo superior a 5 mL / min con los medios de comunicación climatizada de Ames que se calienta a 35 37 ° C y se equilibró con 5% de CO 2 / 95% O 2. </li><li> Algunos daños en la superficie puede ser evidente debido al proceso de corte. Esta capa delgada de células por lo general se puede eliminar con una pipeta con una punta rota, y con suavidad chupando los cuerpos de las células muertas. Esto normalmente se revelan las células vivas por debajo. Identificar un cuerpo saludable de las células, cuya posición se encuentra en los estratos de interés. </li><li> Llene una micropipeta con la solución interna KAsp y aplicar positiva (hacia fuera) la presión a través de la punta de la pipeta, y bajar la punta de la pipeta en la cámara de grabación y hasta el nivel de la célula mediante un micromanipulador. </li><li> Mueva la punta de la pipeta de tal manera que los hoyuelos de la membrana celular, y aplicar suavemente negativa (hacia adentro) la presión para hacer un sello de alta resistencia. De células enteras modo se puede lograr mediante la aplicación de presión negativa para el electrodo de entrar en la célula. </li><li> Estimular el tejido de la retina mediante LEDs puede evocar respuestas a la luz. </li><li> Fotografía de la célula de la cual se realizó la grabación, evocando la fluorescencia de los fluoróforos en la solución de la pipeta interna. </li></ol> 7. Resultados representante <img src="/files/ftp_upload/2107/2107fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Aquí, la luz potenciales evocados de una adaptada a la oscuridad de neuronas retinianas de destellos de luz para aumentar la fuerza se muestran. <img src="/files/ftp_upload/2107/2107fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Imagen de fluorescencia de una rebanada de la retina donde las células se han llenado con el fluoróforo, Lucifer amarillo. Fluorescencia evocado muestra la morfología de las células de las cuales se hicieron las grabaciones de parches.

<ol><li>Weblin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transmission+along+and+between+rods+in+the+tiger+salamander+retina%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Transmission along and between rods in the tiger salamander retina.</a> J Physiol. 280, 449-470 (1978).</li>
<li>Wu, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+connections+among+retina+neurons+in+living+slices%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Synaptic connections among retina neurons in living slices.</a> J Neurosci Methods. 20, 139-149 (1987).</li>
<li>Rieke, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+contrast+adaptation+in+salamander+bipolar+cell%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Temporal contrast adaptation in salamander bipolar cell.</a> J Neurosci. 21, 9445-9454 (2001).</li>
<li>Armstrong-Gold, C., &amp, R. ieke, F, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bandpass+filtering+at+the+rod+to+second-order+cell+synapse+in+salamander+%28Ambystoma+tigrinum%29+retina%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Bandpass filtering at the rod to second-order cell synapse in salamander (Ambystoma tigrinum) retina.</a> J Neurosci. 23, 3796-3806 (2003).</li>
<li>Masland, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fundamental+plan+of+the+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">The fundamental plan of the retina.</a> Nat Neurosci. 4, 877-886 (2001).</li>
<li>Wassle, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parallel+processing+in+the+mammalian+retina%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Parallel processing in the mammalian retina.</a> Nat Rev Neurosci. 5, 747-757 (2004).</li>
</ol>

Grabación de sector a partir de las retinas de vertebrados se han hecho durante décadas 1,2, y han tenido bastante éxito en la prestación de un mejor entendimiento de cómo los circuitos de la retina codifica la luz incidente. Las ventajas del corte con un micrótomo de vibración en lugar de hacerlo directamente con una hoja de afeitar es que las rodajas de la retina incurrir en un menor daño en la superficie. Con una pipeta de succión que es fácil de quitar estos daños y las células diana sano debajo de la sup...

<table><tbody><tr><td>Extractor de micropipetas</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>vidrio borosilicato</td><td>Sutter Instrument Co.</td><td>B120-69-10</td><td></td></tr><tr><td>tubos de polietileno</td><td>Intramedic</td><td>PE205</td><td></td></tr><tr><td>agar</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A7002</td><td></td></tr><tr><td>agarosa de baja temperatura de gelificación</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A0701</td><td></td></tr><tr><td>Medio de Ames&amp;rsquo;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A1420</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina-Estreptomicina</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P0781</td><td></td></tr></tbody></table>

grabaciones de patch clamp de neuronas de ratón de retina en una rebanada preparación adaptada a la oscuridad

Patch Clamp Recordings from Mouse Retinal Neurons in a Dark-adapted Slice Preparation

Nuestra experiencia visual se inicia cuando el pigmento visual en nuestra fotorreceptores de la retina absorbe fotones de energía de la luz e inicia una cascada de eventos intracelulares que llevan a la clausura de nucleótidos cíclicos, los canales con compuertas en la membrana celular. El cambio resultante en el potencial de membrana a su vez conduce a una reducción en la cantidad de la liberación de neurotransmisores de los dos terminales de la barra y cono sináptica. Para medir cómo el cambio de luz-evocada en el potencial de membrana del fotorreceptor conduce a la actividad posterior de la retina, los científicos han hecho registros electrofisiológicos de las preparaciones parte de la retina para 1,2 años. En el pasado estos cortes se han reducido de forma manual con una hoja de afeitar en el tejido de la retina que se une a un papel de filtro, en los últimos años otro método de corte ha sido desarrollado por el cual el tejido retinal está incrustado en agar de baja temperatura de gelificación y en rodajas en una solución fría con un vibración micrótomo 3,4. Esta preparación produce cortes de la retina con menos daños en la superficie y las respuestas evocadas por la luz muy fuerte. Aquí se documenta cómo este procedimiento puede realizarse bajo la luz infrarroja para evitar la decoloración del pigmento visual.

Aquí se describe un procedimiento para la generación adaptada a la oscuridad rebanadas de la retina del ratón de los registros electrofisiológicos.

Grabaciones de patch clamp de neuronas de ratón de retina en una rebanada preparación adaptada a la oscuridad

Nuestra experiencia visual se inicia cuando el pigmento visual de nuestros fotorreceptores retinales absorbe fotones de energía lumínica e inicia una cascada de...

Nuestra experiencia visual comienza cuando el pigmento visual en los fotorreceptores de la retina absorbe fotones de energía luminosa, lo que finalmente conduce al cierre de los canales activados por nucleótidos cíclicos en la membrana celular. Esto suprime la liberación del neurotransmisor glutamato tanto en bastones como en conos. El glutamato liberado es detectado por células retinianas descendentes para estudiar las señales posteriores.Los ojos se extraen de un ratón sacrificado. Los S se aíslan, se incluyen en un bloque de agar y se cortan utilizando un microtomo vibrante. A continuación, los cortes retinianos se colocan bajo un microscopio y se estimulan con iluminación LED.Mientras se realizan grabaciones mediante el método de "patch clamp" para medir las corrientes o potenciales sinápticos generados, generalmente las personas nuevas en esta técnica tendrán dificultades debido a las complejidades adicionales de trabajar en la oscuridad. Por lo tanto, poder visualizar todo el proceso proporcionará una sensación que de otro modo sería difícil de describir.Comience este procedimiento recubriendo los electrodos de alambre de grabación y de referencia que se utilizarán con una capa de cloruro de plata. Sumerja los electrodos en cloruro de sodio uno molar. Luego, utilizando una fuente de alimentación de 15 voltios con una onda senoidal de un hercio, aplique 15 voltios entre ellos durante aproximadamente 20 segundos.Utilizando un tirador de micropipetas, prepare pipetas para registro del tipo patch a partir de vidrio de sílice BO pulido con llama, eligiendo una resistencia de punta de pipeta según el tamaño de las células objetivo, para cuerpos celulares de aproximadamente 20 micrones de diámetro. Utilice una pipeta con una resistencia de punta de cinco a 10 megaohmios para cuerpos celulares. Para células de alrededor de cinco micrones de diámetro, utilice una resistencia de punta de 12 a 15 megaohmios.Para preparar los electrodos de referencia de tierra, use una jeringa para llenar un tubo de polietileno con una solución de agar al 3,5 % preparada en cloruro de sodio de un milimolar. A continuación, prepare las siguientes soluciones según las instrucciones del protocolo escrito adjunto: solución externa de baño, solución de corte, solución interna de pipeta de aspartato de potasio y el tope de agar.Guarde todas las soluciones a cuatro grados Celsius hasta que sean necesarias. El día del experimento, retire alrededor de 1,5 mililitros de solución interna de aspartato de potasio. Luego agregue Fluor diluido.Vierta aproximadamente 50 mililitros de medio aims que contenga bicarbonato de sodio en un recipiente de almacenamiento opaco a la luz. Conecte el tubo de plástico a un tanque de gas que contenga 5% de dióxido de carbono y 95% de oxígeno para equilibrar el medio aims con el gas, y luego coloque el recipiente en un baño de agua a 30-32 grados Celsius. A continuación, llene un frasco con 110 mililitros de medio aims que contenga he peas y colóquelo en hielo.Igualar el medio burbujeando la solución con gas oxígeno al 100 %. Coloque el medio aimes restante que contiene bicarbonato de sodio en un depósito calentado encima de la jaula de Faraday. Envuelva con parafina el tubo y la tapa del frasco para atrapar el gas en el espacio por encima de la solución y equilibrar con una mezcla de 5 % de dióxido de carbono y 95 % de oxígeno.Utilizando un tubo de dispersión de aire de vidrio, prepare agar al 3 % de baja temperatura de gelificación añadiendo 0,75 gramos a 25 mililitros de medio AIM con calor intenso. La solución alcanza aproximadamente 115 grados Celsius mientras se agita. Cuando la solución esté clara y sin burbujas, coloque la solución de agar fundida en un baño de agua a 42 grados Celsius.Configure la cámara de registro sobre el microscopio invertido. Deslice un puente de agar de cinco centímetros sobre el electrodo de referencia de plata y cloruro de plata y colóquelo en la cámara de registro. La resistencia de la punta de la pipeta se puede medir llenando una pipeta con solución interna, colocándola en el porta-pipetas, introduciendo el porta-pipetas en la etapa de cabezal del amplificador y bajando la pipeta hasta sumergirla en la solución; para preservar el pigmento visual durante las grabaciones fisiológicas, todos los procedimientos deben realizarse bajo luz infrarroja utilizando gafas de infrarrojos, aunque aquí todos los procedimientos se mostrarán bajo luz ambiente.Después de que el ratón haya sido sacrificado, use tijeras curvas para extraer rápidamente los ojos. Coloque los ojos sobre un trozo de papel de filtro para evitar que rueden. Luego sostenga un ojo en su lugar con pinzas y use una hoja delgada de doble filo para hacer una incisión en la córnea.En cuanto se perfore el globo ocular, transfiera el ojo a una placa de Petri de 60 milímetros llena con medio aims. Utilizando la hendidura en la córnea como punto de entrada, use tijeras pequeñas para cortar las porciones restantes de la córnea.Luego retire la lente y el humor vítreo, asegurándose de que la retina permanezca adherida a la copa del ojo. Colóquela en un recipiente opaco a la luz lleno con medio AMS equilibrado con 5% dióxido de carbono en 95% oxígeno a 32 grados Celsius.Corte hemis sec. de una de las copas oculares utilizando una hoja de bisturí número 10. Separe la retina del epitelio pigmentario de la retina.Retire los bordes de la retina para permitir que el tejido quede plano. Utilice una pipeta de vidrio pequeña para pasta con una perilla de látex para llenar una placa de Petri de 35 milímetros con agar fundido de baja temperatura de gelificación y arrastre la pinza a través del agar para probar su consistencia. Una vez que el agar comience a solidificarse, transfiera la retina a la superficie del agar.Luego, sin tocar la retina, use un trozo enrollado de toalla de papel Kim para absorber la solución excedente alrededor de ella. Coloque dos o tres gotas adicionales de agar directamente sobre la retina y coloque rápidamente un cilindro de plástico para formar una pared alrededor de esta, manteniendo la retina cerca del centro del cilindro; agregue gotas adicionales de agar fundido, transfiera la placa de Petri a un baño de hielo y agua para enfriar. Después de 30 segundos, retire el tejido y use un émbolo para expulsar el bloque de agar, empujando desde el lado más alejado de la retina.Utilice una cuchilla de un solo filo para cortar un pequeño bloque de agar que contenga la retina y pegue el bloque en su lugar contra el tope de agar en el disco de la muestra con pegamento instantáneo. Transfiera el disco de la muestra al portaobjetos del microtomo vibrante y vierta abundante medio AIM frío en el portaobjetos, dejando que el bloque con la retina quede completamente sumergido. Corte secciones retinianas con un grosor de aproximadamente 200 micrones utilizando la velocidad máxima de vibración de la cuchilla y una velocidad de avance ajustada de modo que tarde entre cuatro y cinco segundos en atravesar la retina completamente.Utilice una hoja de bisturí número 11 para cortar cada sección utilizable del bloque, una a la vez. Coloque las secciones que contengan la retina en cámaras de registro y fíjelas. Utilizando los anclajes de secciones, los hilos de nailon cruzan el anclaje de la sección.Sujete firmemente el agar alrededor de la retina, dejando la retina sin obstrucciones. Para las grabaciones, transfiera la cámara de grabación a la platina del microscopio vertical.Cierre la cortina y encienda la fuente de luz infrarroja para visualizar el corte en una cámara sensible al infrarrojo. Bajo el microscopio, identifique un corte retiniano con fotorreceptores intactos en el ángulo de corte adecuado. Puede observarse algún daño superficial debido al proceso de corte.Utilizando una pipeta con la punta rota, aspire suavemente los cuerpos celulares muertos. Para eliminar esta capa delgada de células, una vez que se haya expuesto una capa saludable de células vivas, identifique un cuerpo celular cuya posición se encuentre en las estratos de interés. Desplace la punta de la pipeta de manera que hunda ligeramente la membrana celular y aplique una presión negativa o interna suave para formar un sello de alta resistencia. El modo de célula completa se puede lograr aplicando presión negativa al electrodo para penetrar en la célula.A continuación, estimule el tejido retiniano con luz utilizando LED para evocar respuestas. Al final de la grabación, capture una imagen usando la luz de excitación adecuada para el fluoróforo que se dializó dentro de la célula desde la solución interna de la pipeta. Aquí se muestran los potenciales evocados por la luz de una neurona retiniana adaptada a la oscuridad frente a destellos de luz de intensidad creciente.Esta figura es una imagen de fluorescencia tomada de un corte retiniano en el que las células se han llenado con el fluoróforo Lucifer amarillo; la fluorescencia inducida muestra la morfología de las células de las cuales se realizaron grabaciones mediante parche. Después de ver este video, debería tener una mejor comprensión de algunas de las complejidades de realizar grabaciones de parche en cortes retinianos adaptados a la oscuridad. El objetivo de este procedimiento es medir las respuestas inducidas por la luz bajo iluminación controlada.Para hacer esto, primero debemos aislarel a retina, incrustarla en agar y luego preparar secciones retinianas a partir de las cuales podemos realizar grabaciones de una sola célula.

patch-clamp-recordings-from-mouse-retinal-neurons-dark-adapted-slice

Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

Este vídeo muestra el proceso de células enteras grabaciones pinza de voltaje en la porción de retina de la salamandra tigre acuático. Se demuestra la preparación de la corte, así como la forma de realizar grabaciones de patch clamp durante la estimulación visual de la retina.

De células enteras grabaciones de la Luz evocados excitatorios de las corrientes sinápticas en la porción de retina

Este artículo proporciona una descripción de cómo analizar y record de la preparación aislada de la retina en el ratón. En particular, se describe la forma de registrar las respuestas de la luz de una población de células ganglionares marcados con fluorescencia y, posteriormente, identificar y analizar su morfología.

Una preparación aislada de retina para registrar la respuesta de la luz a partir de semillas etiquetadas las células ganglionares retinianas

A continuación se describe un protocolo para la preparación de agar-incrustados trozos de retina que son adecuados para la electrofisiología y la Ca2 + imágenes. Este método permite estudiar la cinta del tipo de sinapsis en la retina utilizando microcircuitos directa patch-clamp grabaciones de una sola terminales nerviosas presinápticas.

Patch-clamp mediciones de capacitancia y Ca 2 + Imágenes en las terminaciones nerviosas individuales en rebanadas de retina

Se describe un método relativamente simple de transretinal electrorretinograma (ERG) para la obtención de grabaciones photoresponses conos y bastones de la retina del ratón intacto. Este enfoque se aprovecha del bloque de la transmisión sináptica de fotorreceptores para aislar sus respuestas de luz y grabar usando electrodos colocados sobre el terreno a través de la aislada plana montada en la retina.

Transretinal Grabaciones ERG de retina del ratón: Rod y el Cono Photoresponses

Este video muestra una técnica de patch-clamp de celda completa para el registro electrofisiológico de la retina de un ratón de montaje plano. Se utiliza una pipeta de vidrio delgada con un electrodo para acercarse a las células amacrinas (SAC) dentro de la retina. Después de formar un sello, se aplica succión para romper la membrana y formar la configuración de abrazadera de parche de celda completa. Finalmente, se mide el flujo de iones a través de los receptores sinápticos SAC utilizando la...

Establecimiento de una pinza de parche de celda completa para el registro electrofisiológico de una retina de ratón de montaje plano

Este video muestra el registro de respuestas postsinápticas evocadas por la luz en una preparación de corte de tejido retiniano de ratón adaptado a la oscuridad. El corte de retina se coloca en una cámara de registro y se utiliza una pipeta de registro para establecer la continuidad eléctrica con una célula ganglionar de la retina. Se aplican pulsos de luz para generar potenciales postsinápticos excitatorios en las células ganglionares, que son registrados por la pipeta.

Respuestas postsinápticas evocadas por la luz en neuronas de cortes de retina de ratón

Se describe la preparación de rodajas finas de la retina acuáticos salamandras tigre...

Simultáneas registros de células de fotorreceptores y las neuronas de segundo orden en una rebanada preparación retina Anfibios

Este artículo de vídeo ilustra los set-up, los procedimientos para remendar los cuerpos celulares y cómo implementar clamp grabaciones dinámicas de las células ganglionares de todo el montaje del ratón retinas. Esta técnica permite la investigación de la contribución precisa de entradas sinápticas excitatorias e inhibitorias, y su magnitud relativa y el momento para spiking neuronal.

Implementar Clamp dinámico con conductancias sinápticas y artificiales en células de ratón ganglionares retinianas

Demostraremos cómo preparar cortes de retina a partir del ojo del ratón y registrar las respuestas a la luz en las neuronas de la retina. Todo el procedimiento se lleva a cabo en condiciones adaptadas a la oscuridad.

Grabación Luz evocó-Respuestas postsinápticos en las neuronas en adaptadas oscuro, Preparaciones ratón retina Slice Uso de técnicas Patch Clamp

Este protocolo muestra cómo realizar la grabación de células enteras patch clamp en neuronas de la retina de una preparación plana de montaje.

Patch Clamp grabación de células amacrinas Starburst en un plano de montaje Preparación de Deafferentated retina del ratón

Hemos desarrollado una preparación rebanada horizontal de la retina de mamíferos adultos con el plano de seccionamiento en paralelo a la superficie de la retina. campos dendríticas de las neuronas de la retina orientadas nonradially no fueron truncados, lo que permite el estudio de las técnicas de procesamiento de señales con patch-clamp y de imagen.

Preparación de cortes horizontales de ratón adulto Retina de Estudios electrofisiológicos

Aprende a realizar grabaciones de patch clamp en neuronas de retina de ratón adaptadas a la oscuridad. Este método permite estudiar las vías de señalización retinianas y las respuestas electrofisiológicas a la estimulación lumínica.

Grabaciones de patch clamp de neuronas de ratón de retina en una rebanada preparación adaptada a la oscuridad

Explorar más videos