Name: Cultivos de células primarias de Drosophila Gástrula embriones (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-02-28T17:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 55 s
Description: Aprende a preparar cultivos de células primarias de embriones de Drosophila para análisis de ARN interferente e imagen celular. Este protocolo permite estudiar procesos biológicos con precisión en neurociencia y biología celular.

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JB fue apoyada por el Damon Runyon Cancer Research Fellowship Foundation DRG-1716-02. JZ fue apoyado por el NIH / NIGMS F32 Fellowship GM082174-02. NP es un investigador del Instituto Médico Howard Hughes.

1. Preparación de las jaulas de vuelo <ol><li> Crecer Drosophila (cepas de tipo salvaje como Oregon-R o cualquier genotipo) en envases convenientes tales como tazas de insectos 32-oz. </li><li> Transferencia de las moscas recién eclosed a las grandes jaulas de recogida de embriones o volar jaulas población. </li><li> Mover las jaulas en una habitación con una temperatura de ~ 25 ° C y la humedad ~ 65% en una luz de 12 horas y un oscuro ciclo de 12 horas para facilitar la recolección de los embriones sincrónica. </li><li> Mantener a las moscas en las jaulas de la alimentación de ellos mató a pasta de levadura sembradas en placas de melaza. Cambiar las placas de melaza (con pasta de levadura muerta) una vez al día durante 2-3 d. </li></ol> 2. Recolección de los embriones síncrono <ol><li> El día de la primaria de preparación de células, se alimentan las moscas placas wth frescas bañadas en pasta de levadura muerto por un 1-2 h antes de poner punto. </li><li> Justo antes del ciclo de 12 horas de oscuridad, sustituir las placas de pre sentar con placas de melaza fresco rayado con una mínima cantidad de pasta de levadura. Deseche la colección pre sentar, que contiene asíncrono embriones más viejos. </li><li> Recoger los embriones durante un período de 1-2 h. </li><li> Quitar las placas que contienen a la población relativamente sincrónica de los embriones y guárdela a 25 ° C durante 5-6 h. Los embriones serán en la etapa avanzada de gástrula en este momento. </li></ol> 3. Recogida y lavado de embriones <ol><li> Afloje los embriones de las placas con un pincel húmedo, y enjuagar bien con agua corriente tibia a través de una serie de tamices apilados, de modo que los embriones se acumulan en el tamiz de malla más fina en la parte inferior. Enjuagar durante unos minutos para eliminar la levadura y los restos mucho volar como sea posible. </li><li> Consejo de los tamices para que los embriones se acumulan en un lado, y suavemente lave el tamiz en una cesta dechorionation. </li><li> Vaya al área de tejido campana cultura sin dejar que los embriones se sequen. </li></ol> 4. Homogeneización de los embriones y las células de revestimiento <ol><li> Esterilizar y dechorionate los embriones mediante la inmersión en un 50% (vol / vol) de cloro durante 5-10 minutos. Enjuague los embriones de la pared de la canasta con un 70% (vol / vol) de etanol. Por otra parte, lava con lejía de embriones con agua destilada antes del tratamiento de etanol. Desde este punto en adelante los embriones deben ser tratados en condiciones de esterilidad y en el capó de cultivo de tejidos. </li><li> Enjuague los embriones a fondo para eliminar el cloro y / o etanol con agua destilada en autoclave. </li><li> Durante el paso de dechorionation, llenar un homogeneizador Dounce con el volumen apropiado de medio M3 de la temperatura ambiente sobre la base de la cantidad de embriones. La relación entre el volumen de los embriones y la de los medios de comunicación no debe ser mayor de embriones de 0,5 ml: 40 ml de medios (o ~ 100-200 embriones / ml). </li><li> Colocar los embriones enjuagarse con un vaso de precipitados esterilizado con la cantidad de M3 medios de comunicación suficiente para sumergir los embriones. Deje que los embriones en remojo durante 2-5 min. </li><li> Desmontar la canasta dechorionation y seque la malla Nitex seca con toallas de papel esterilizado. </li><li> La transferencia de los embriones en el homogeneizador con un pincel esterilizados. </li><li> Homogeneizar suavemente con movimientos cortos y utilizando un mortero suelto, sin llegar a la parte inferior del tubo hasta que todos los embriones se suspenden. Luego, suavemente pero con firmeza, homogeneizar con ocho golpes por completo. No tuerza la mano del mortero, ya que se mueve hacia arriba y hacia abajo. </li><li> Transferir el homogeneizado en una solución estéril de 50 ml tubo de centrífuga cónico, ya sea por vertido o pipeta, y la tapa del tubo. </li><li> Centrifugar durante 10 minutos a 40 g, la temperatura ambiente para que sedimenten los restos de tejido, grandes grupos de células y las membranas vitelina. Transferir el sobrenadante que contiene las células y la yema de un tubo limpio y repetir el paso de centrifugación durante 5 min. </li><li> Transferir cuidadosamente el sobrenadante mediante el vertido o pipeta en un tubo limpio y girar durante 10 minutos a 360 gramos, la temperatura ambiente para precipitar las células. Eliminar el sobrenadante. Resuspender el botón celular en 10 ml de medio de cultivo (medio libre de suero para los experimentos de RNAi). </li><li> Recuento de células viables mediante un hemocitómetro para estimar la densidad de las células. Mientras tanto, repita el paso 4.10 para precipitar las células. </li><li> Resuspender las células a la concentración deseada. Para empezar, pruebe con un rango de 1 ~ 5 x 10 6 células / ml y la placa a cabo en 1,7 a 2,5 x10 5 células / cm 2. </li></ol> 5. Primaria de las células RNAi para las células cultivadas en una placa de 384 pocillos <ol><li> Prescindir de 5 l de dsRNAs en cada pocillo a una concentración final de ~ 250 ng por pocillo en una placa de 384 pocillos. </li><li> Utilice una pipeta multicanal, dispensar 10 ml (1 ~ 4x106 células / ml) de pilas por pocillo en un medio libre de suero M3 en una placa de 384 pocillos que contiene un dsRNA diferentes en cada pozo. Alternativamente, las células pueden ser cultivadas en 8 y portaobjetos de vidrio de cámara para imagen confocal. </li><li> Centrifugar las placas durante 1 minuto a 300 g, la temperatura ambiente. Cultivar las células en medio libre de suero a 25 ° C durante 22 horas o menos 18 ° C durante 1-2 d. </li><li> Añadir 30 ml de medio de cultivo que contiene suero a cada pocillo. </li> Centrifugar las placas durante 1 minuto a 300 g, la temperatura ambiente. <li> Coloque las placas en una cámara húmeda y la cultura de las células primarias durante 5 ~ 7 días a 25 ° C. </li><li> Imagen de las células ya sea en directo o después de la tinción de inmunofluorescencia. </li></ol> 6. Los resultados representativos: En condiciones óptimas, las células de la cultura un aspecto saludable, con una morfología de todo el año. La cultura tendrá restos de células pequeñas, y de 50 a 80% confluente después de la siembra inicial. Estas células sufren cambios morfológicos después de haber sido cultivadas durante un período prolongado de tiempo. Por lo general, tarda unos 5-8 días para que las células en la cultura para ser totalmente diferenciadas a 25 ° C. Culturas de buena calidad primaria suelen ser juzgados por la forma en las células de interés se diferencian en la cultura. Por ejemplo, las células musculares primarias a menudo tienen una morfología similar a la rama y se convierten en miotubos multinucleados con banda-como las miofibrillas que consiste en una serie de sarcómeros. Miotubos completamente diferenciadas por lo general se mueven de forma espontánea en la cultura. Por el contrario, diferenciadas neuronas primarias formar grupos con sus cuerpos celulares, y conectarse con otros grupos con los cables de su axón. <img src="/files/ftp_upload/2215/2215fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Las células primarias sufren cambios morfológicos después de ser plateado en la cultura (A) Una imagen de campo claro de pilas después de que se colocaron en un pocillo de una placa de 384 pocillos. La mayoría de las células son redondas y intacta y bien separadas. (B) Una imagen brillante campo de cultivo de células primarias 20 horas después de la siembra. Las células primarias ya formar grupos (grandes punta de flecha) y los músculos con una morfología similar a la rama (flecha larga) se pueden reconocer en esta etapa. (C) Una imagen de contraste de fases de cultivo primario 5 días después de la siembra. La cultura se ve mucho más avanzado, con extensiones neuronal (flechas pequeñas), los grupos neuronales (puntas de flecha grande) y músculos (de tamaño mediano flecha). <img src="/files/ftp_upload/2215/2215fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Ejemplos de células primarias tratados con dsRNAs cultivaron en una placa de 384 pocillos Las células primarias fueron aisladas de los embriones que Dmef2-Gal4, D42-Gal4, UAS-mito-GFP transgenes, en el que Dmef2-Gal4 y D42-Gal4 expresión de la unidad de mito-GFP en los músculos y las neuronas motoras, respectivamente. Las células fueron tratadas con dsRNAs objetivo sea lacZ (AC) o exageradas (si) (DF). Tanto los músculos principales y las neuronas pueden ser vistos por las buenas prácticas agrarias (A, C, D, F). Las flechas blancas señalan las extensiones de las neuronas. Tinción phalloidin de actina (puntas de flecha) revela una estructura músculo-sucursal como en el cultivo tratado con lacZ dsRNAs (B y C), pero vuelta a la morfología del músculo en el cultivo tratado con si dsRNAs (E y F). En las imágenes fusionadas (C, F), los músculos son manchas amarillas, pero el rojo neuronas muestra negativa y sus extensiones (flechas blancas). <img src="/files/ftp_upload/2215/2215fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Micrografías confocal de los músculos principales cultivos en la salud humana vitronectina revestida de diapositivas cubierta de vidrio Principales músculos fueron teñidas con anti-immunofluorescently Drosophila Titin (KZ) (rojo en la mezcla) y con phalloidin para actina (verde en la fusión). Los paneles superiores son el control muscular de tipo salvaje y las de abajo son los préstamos para ajuste estructural (CG31374) músculo RNAi con sarcómeros acortados.

<ol><li>Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshburner%2C+M+%22Laboratory+culture+of+Drosophila%22">Laboratory culture of Drosophila</a>. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Cold Spring Harbor, New York. 588-599 (1999).</li>
<li>Bai, J., Hartwig, J. H., Perrimon, N. S. A. L. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((a+WH2-domain-containing+protein%2C+promotes+sarcomeric+actin+filament+elongation+from+pointed+ends+during+Drosophila+muscle+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Dev.+Cell%22%5BJournal%5D)">a WH2-domain-containing protein, promotes sarcomeric actin filament elongation from pointed ends during Drosophila muscle growth.</a> Dev. Cell. 13, 828-842 (2007).</li>
<li>Bai, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA+interference+screening+in+Drosophila+primary+cells+for+genes+involved+in+muscle+assembly+and+maintenance+%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">RNA interference screening in Drosophila primary cells for genes involved in muscle assembly and maintenance .</a> Development. 135, 1439-1449 (2008).</li>
<li>Sepp, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+of+neural+outgrowth+genes+using+genome-wide+RNAi%5BTitle%5D)+AND+%22PloS.+Genet%22%5BJournal%5D)">Identification of neural outgrowth genes using genome-wide RNAi.</a> PloS. Genet. 4, e1000111-e1000111 (2008).</li>
<li>Donady, J. J., Fyrberg, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+culturing+of+Drosophila+embryonic+cells+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22TCA+Manual%22%5BJournal%5D)">Mass culturing of Drosophila embryonic cells in vitro.</a> TCA Manual. 3, 685-687 (1977).</li>
<li>Seecof, R. L., Alleaume, N., Teplitz, R. L., Gerson, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+neurons+and+myocytes+in+cell+cultures+made+from+Drosophila+gastrulae%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Differentiation of neurons and myocytes in cell cultures made from Drosophila gastrulae.</a> Exp. Cell Res. 69, 161-173 (1971).</li>
<li>Bai, J., Sepp, K. J., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Culture+of+Drosophila+primary+cells+dissociated+from+gastrula+embryos+and+their+use+in+RNAi+screening%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Culture of Drosophila primary cells dissociated from gastrula embryos and their use in RNAi screening.</a> Nature Protocols. 4, 1502-1512 (2009).</li>
</ol>

El patrón de desarrollo de los cultivos primarios de células de Drosophila puede variar mucho, posiblemente debido a las diversas variables durante el proceso de preparación de células primarias. En primer lugar, las moscas utilizadas para la puesta de huevos deben ser pequeños (menos de una semana de edad) y sanos (libres de la infección viral o bacteriana). Embriones fertilizados o infectado se debe evitar, ya que son inútiles, y las células derivadas de los embriones que no se puede diferenciar y sólo podrá ...

<table><tbody><tr><td>Medio Shields y Sang M3</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3652</td><td></td></tr><tr><td>Suero bovino fetal</td><td>JRH Biosciences</td><td>12103-500M</td><td></td></tr><tr><td>Insulina de páncreas bovino</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I-6634</td><td></td></tr><tr><td>Jaulas grandes para recolección de embriones</td><td>Genesee Scientific</td><td>59-101</td><td></td></tr><tr><td>Criba de prueba estándar #25 de EE. UU.</td><td>VWR international</td><td>57334-454</td><td></td></tr><tr><td>Criba de prueba estándar #45 de EE. UU.</td><td>VWR international</td><td>57334-462</td><td></td></tr><tr><td>Criba de prueba estándar #120 de EE. UU.</td><td>VWR international</td><td>57334-474</td><td></td></tr><tr><td>Molinillo de tejidos Dounce, Wheaton 7 mL</td><td>VWR international</td><td>62400-620</td><td></td></tr><tr><td>Molinillo de tejidos Dounce, Kontes 40 mL</td><td>VWR international</td><td>KT885300-0040</td><td></td></tr><tr><td>Molinillo de tejidos Dounce, Kontes 40 mL</td><td>VWR international</td><td>KT885300-0100</td><td></td></tr><tr><td>Placa Costar de 384 pocillos</td><td>VWR international</td><td>29444-078</td><td></td></tr><tr><td>Cubrebocados con cámaras Lab-Tek II</td><td>Fisher Scientific</td><td>171080</td><td></td></tr></tbody></table>

cultivos de células primarias de drosophila gástrula embriones

Primary Cell Cultures from Drosophila Gastrula Embryos

Aquí se describe un método para la preparación y el cultivo de células primarias disociada de Drosophila embriones gástrula. En resumen, una gran cantidad de embriones de moscas de la escena joven y saludable son recolectados, esterilizados, y luego físicamente disocia en una suspensión de células individuales usando un homogeneizador de vidrio. Después de estar chapada en placas de cultivo o la cámara de diapositivas en una densidad adecuada en medio de cultivo, estas células pueden diferenciarse en más de varios tipos de células morfológicamente distintas, que pueden ser identificados por sus marcadores celulares específicos. Además, se presentan las condiciones para el tratamiento de estas células con doble cadena (ds) RNA para obtener caída de genes. Eficiente ARNi en células Drosophila primaria se logra simplemente impregnando las células en medio de cultivo que contienen dsRNA. La capacidad para llevar a cabo eficaz perturbación RNAi, junto con otros molecular, análisis bioquímicos, imágenes de células, que permiten una variedad de preguntas a ser respondidas en las células de Drosophila primaria, especialmente las relacionadas con musculares diferenciadas y las células neuronales.

Ofrecemos un protocolo detallado para la preparación de las células primarias disociada de<em&gt; Drosophil</em&gt; A los embriones. La capacidad de llevar a cabo la efectiva perturbación RNAi, junto con otros métodos de imagen molecular, bioquímica y celular permite una variedad de cuestiones que deben abordarse en<em&gt; Drosophila</em&gt; Células primarias.

Cultivos de células primarias de Drosophila Gástrula embriones

Aquí describimos un método para preparar y cultivar células primarias disociadas de embriones de gástrula de Drosophila. En resumen, una gran cantidad de embriones en etapa...

El objetivo general de este procedimiento es mostrar cómo preparar células primarias disociadas de embriones de drosófila para análisis de ARNi y de imágenes celulares. Esto se logra primero preparando jaulas para moscas. Luego se recolectan embriones sincrónicos, se lavan y se homogenizan para disociar las células.Las células primarias se siembran y se transfectan luego con constructos de ARNi. Finalmente, los resultados pueden obtenerse mediante microscopía de inmunofluorescencia que muestra los efectos del ARNi en células primarias diferenciadas. Mi nombre es Namo.Soy profesor en el Departamento de Genética de la Escuela de Medicina de Harvard y investigador del Instituto Médico de Sobreuso. Hoy, yo, Jonathan, un becario en el laboratorio, así como un antiguo becario profesional en el laboratorio, vamos a presentarles la técnica para generar células primarias a partir de órganos o embriones. Esta técnica es importante porque tiene numerosas aplicaciones en biología celular y del desarrollo, y en particular, como Janu mostró hace algunos años, la metodología puede utilizarse para realizar cribados genómicos completos con IA en células musculares primarias.La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como el análisis de líneas celulares inmortalizadas establecidas es que el cultivo de células primarias refleja con mayor precisión la biología del organismo. En general, las personas que empleen este método podrían tener dificultades porque varios pasos no pueden aprenderse simplemente mediante la lectura del procedimiento. Para preparar la pasta de levadura muerta, primero muela el gránulo de levadura viva hasta obtener un polvo fino utilizando un molinillo de café, luego colóquelo en un vaso de precipitados y autoclave mediante un ciclo seco de 20 minutos. Inmediatamente después de la autoclave.Añada suficiente agua estéril caliente a la levadura para formar una pasta con la consistencia de la pasta dental. Para preparar células primarias disociadas de embriones de mosca, cultive una cepa silvestre de Drosophila, como orgon R, en frascos frescos para moscas y transfiera las moscas ELO recién emergidas a jaulas grandes para recolección de embriones o jaulas de población de moscas. A continuación, para facilitar la recolección de embriones sincrónicos, coloque las jaulas en una habitación con aproximadamente 25 grados Celsius y 65% de humedad, con un ciclo de 12 horas de luz y 12 horas de oscuridad, y alimente a las moscas con alimento muerto.Siembra de levadura en placas con melaza. Reemplace las placas de alimento una vez al día durante dos o tres días. En el día de la preparación de células primarias, alimente a las moscas con placas frescas durante un período previo a la puesta de una a dos horas.Poco antes del ciclo oscuro de 12 horas, reemplace las placas previas a la puesta por placas frescas con melaza. Inocule con una cantidad mínima de pasta de levadura. Deseche la recolección previa a la puesta, que contiene embriones mayores asincrónicos.Recoger embriones durante un período de una a dos horas. Retirar las placas que contienen la población relativamente sincrónica de embriones y almacenarlas a 25 grados Celsius durante cinco a seis horas. En este momento, los embriones estarán en estadio de gástrula avanzada para la recolección de embriones.Después de la incubación de cinco a seis horas, use un pincel húmedo para desprenderlos de las placas. Luego colóquelos en un conjunto de tamices apilados y enjuáguelos completamente para eliminar la mayor cantidad posible de levadura y restos de moscas. Permita que los embriones se acumulen en el tamiz inferior.Incline la criba de modo que los embriones se acumulen en un lado y lávelos suavemente desde la criba hacia un canasto de decoración. A continuación, esterilice y recubra los embriones sumergiéndolos en lejía al 50% volumen por volumen durante cinco a 10 minutos mientras los embriones incuban.Llénelo hasta el homogenizador con temperatura ambiente. M tres medios para alcanzar un volumen no mayor de 0,5 mililitros de embriones por 40 mililitros de medio. Luego, enjuague los embriones de la pared del cesto con etanol al 70 % volumen por volumen.Utilizando agua destilada esterilizada en autoclave, enjuague los embriones cuidadosamente para eliminar la lejía o el etanol. A continuación, sumerja los embriones enjuagados en medio M three. En un vaso de precipitados esterilizado, deje que el embrión se remoje durante dos a cinco minutos mientras los embriones incuban; desarme la canasta de decocción y seque la malla NYX con toallas de papel esterilizadas.Después de que los embriones hayan permanecido en remojo en el medio M tres, transfiéralos al homogenizador con un pincel esterilizado, homogenícelos suavemente con movimientos cortos utilizando un pistilo suelto y evite empujarlo hasta el fondo del tubo; cuando todos los embriones estén suspendidos, homogenícelos firmemente pero con suavidad mediante ocho movimientos completos. No gire el pistilo mientras se mueve hacia arriba y hacia abajo. Transfiera el homogenato a un tubo cónico estéril de 50 mililitros para centrífuga, ya sea vertiendo o pipeteando, y tape el tubo. Centrifugue durante 10 minutos a 40 cheese a temperatura ambiente para sedimentar los restos de tejido, los agregados grandes de células y las membranas fatel.Transfiera el sobrenadante que contiene las células y la yema a un tubo limpio y repita el paso de centrifugación durante cinco minutos. A continuación, transfiera cuidadosamente el sobrenadante vertiéndolo o pipeteándolo hacia un tubo limpio y centrifugue durante 10 minutos a 360 Gs a temperatura ambiente para obtener el pellet celular; deseche el sobrenadante. Re suspenda el pellet celular en 10 mililitros de medio de cultivo libre de suero para experimentos de ARNi.Para estimar la densidad celular, cuente las células viables utilizando un hemocitómetro. Luego, nuevamente, pelete las células a 360 GS stg. Re suspenda las células en medio M tres sin suero a una concentración de uno a cinco veces 10 de las seis células por mililitro y siembrelas a 1,7 a 2,5 veces 10 de la quinta células por centímetro cuadrado en cada pocillo de una 3 84.En la placa de pocillos, dispense cinco microlitros de ARN bicatenarios a una concentración final de aproximadamente 250 nanogramos por pocillo. Utilizando una pipeta multicanal, agregue 10 microlitros de una a cuatro veces 10 a la seis células por mililitro de células primarias en medio M3 sin suero a cada pocillo de la placa de 384 pocillos. Alternativamente, las células pueden cultivarse en portaobjetos con ocho cámaras de vidrio para imágenes confocales.Centrifugar las placas durante un minuto a 300 Gs a temperatura ambiente. Incubar las placas a 25 grados Celsius durante 22 horas o a 18 grados Celsius durante uno o dos días. Añadir 30 microlitros adicionales de suero que contenga medio de cultivo M tres a cada una.Centrifugar bien las placas durante un minuto a 300 Gs a temperatura ambiente. Incubar las células primarias durante cinco a siete días adicionales a 25 grados Celsius en una cámara húmeda. Finalmente, obtener imágenes de las células, ya sea en estado vivo o después de la tinción por inmunofluorescencia.Bajo condiciones óptimas, las células y el cultivo tendrán un aspecto saludable. Con una morfología redondeada, el cultivo presentará pocos restos celulares y estará entre un 50 y un 80 % confluyente. Después del siembra inicial, las células experimentarán cambios morfológicos y se diferenciarán completamente tras aproximadamente cinco a ocho días en cultivo a 25 grados Celsius; esta imagen de campo brillante muestra un ejemplo de células primarias justo después de la siembra.La mayoría de las células son redondas, intactas y están bien separadas 20 horas después de la siembra. Las células primarias ya forman cúmulos y músculos con una morfología similar a ramificaciones que pueden reconocerse en esta etapa. En esta fase, las imágenes de contraste de células primarias cultivadas durante cinco días se ven mucho más avanzadas, con extensiones neuronales, cúmulos neuronales y músculos.En estos ejemplos, se aislaron células primarias de embriones que portaban los transgenes DMF dos GAL cuatro D 42 G cuatro y UAS mito GFP, en los cuales DMF dos G cuatro y D 42 G cuatro inducen la expresión de MIT GFP en músculos y neuronas motoras, respectivamente. Las células fueron tratadas con ARN de doble cadena dirigidos contra LA C o inflated. Esta imagen de fluorescencia muestra tanto músculos primarios diferenciados como neuronas que expresan GFP en el cultivo transfectado con ARN de doble cadena de control dirigidos contra LA C; la flecha blanca señala extensiones neuronales, mientras que la cabeza de flecha indica una estructura muscular con forma de rama. Cuando el músculo diferenciado se tiñe con Phin, más de la mitad de los músculos presentan una estructura ramificada, mientras que el resto muestra una morfología redondeada.En la imagen fusionada, los músculos están teñidos de amarillo y las estructuras neuronales están teñidas de verde. Esta imagen de fluorescencia muestra tanto músculos primarios diferenciados como neuronas que expresan GFP en el cultivo que contiene ARN de doble hebra dirigidos contra inflated o si la flecha blanca apunta a prolongaciones neuronales mientras que la punta de la flecha apunta al músculo cuando se visualiza con tinción phin. A diferencia de los controles de tipo salvaje que presentan algunos músculos con aspecto ramificado, todos los músculos en esta imagen fusionada están redondeados; los músculos están teñidos de amarillo mientras que las estructuras neuronales aparecen en verde.Téngase en cuenta que solo puede observarse una morfología muscular redondeada en este cultivo tratado con ARN bicatenarios. Aunque las extensiones neuronales se asemejan a las de los controles de tipo salvaje, estas imágenes muestran células musculares primarias teñidas fluorescentemente con anti-drosophila titan en rojo y Phin que marca la actina en verde. Estos paneles muestran el músculo de control de tipo salvaje y representan células musculares tratadas con ARNi, que se desarrollaron en músculos con sarcomeros acortados.Al intentar este procedimiento, es importante recordar seguir el protocolo de manera consistente para obtener resultados comparables entre sus experimentos. Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en un período de dos a cuatro horas si se lleva a cabo correctamente.

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Biología

Este video muestra la preparación de cultivos primarios de neuronas del cerebro de Drosophila pupas etapa tardía. Puntos de vista de las culturas show en vivo de crecimiento de las neuritas y la imagen de los niveles de calcio con Fura-2.

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Este video muestra la preparación de cultivos primarios de neuronas de midgastrula etapa embriones de Drosophila. Puntos de vista de las culturas show en vivo de las células de una hora después de la siembra y las neuronas diferenciadas después de 2 días de crecimiento en un medio de bicarbonato definido. Las neuronas son eléctricamente excitables y forman conexiones sinápticas.

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Es muy deseable un método de conservación a largo plazo para las cepas de Drosophila como alternativa a la transferencia frecuente de moscas adultas a viales de alimentos frescos. Este protocolo describe la criopreservación de células germinales primordiales de Drosophila y la reactivación de cepas a través de su trasplante a embriones de huésped agavésico.

Criopreservación de células germinales primordiales y reactivación de cepas de Drosophila

Aprende a preparar cultivos de células primarias de embriones de Drosophila para análisis de ARN interferente e imagen celular. Este protocolo permite estudiar procesos biológicos con precisión en neurociencia y biología celular.

Cultivos de células primarias de Drosophila Gástrula embriones

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