Name: La manipulación mecánica de las neuronas para controlar el desarrollo axonal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 2 s
Description: Aprende a manipular mecánicamente neuronas para controlar el desarrollo axonal usando agujas de vidrio calibradas. Este método permite medir fuerzas en el rango de microdinas y estudiar la biofísica de la elongación axonal.

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Agradecemos las importantes contribuciones del Dr. Robert E. Buxbaum en el desarrollo de esta metodología.

<ol><li>Zheng, J., Buxbaum, R. E., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurements+of+growth+cone+adhesion+to+culture+surfaces+by+micromanipulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Measurements of growth cone adhesion to culture surfaces by micromanipulation.</a> J Cell Biol. 127, 2049-2060 (1994).</li>
<li>Chada, S., Lamoureux, P., Buxbaum, R. E., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cytomechanics+of+neurite+outgrowth+from+chick+brain+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Cytomechanics of neurite outgrowth from chick brain neurons.</a> J Cell Sci. 110, 1179-1186 (1997).</li>
<li>Heidemann, S. R., Lamoureux, P., Buxbaum, R. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHeidemann%2C+SR+%22The+Neuron+in+Tissue+Culture%22">The Neuron in Tissue Culture</a>. Haynes, L. W. , J. Wiley and Sons. 105-119 (1999).</li>
<li>Lamoureux, P., Altun-Gultekin, Z. F., Lin, C., Wagner, J. A., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rac+is+required+for+growth+cone+function+but+not+neurite+assembly%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Rac is required for growth cone function but not neurite assembly.</a> J Cell Sci. 110, 635-641 (1997).</li>
<li>Lamoureux, P., Ruthel, G., Buxbaum, R. E., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+tension+can+specify+axonal+fate+in+hippocampal+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Mechanical tension can specify axonal fate in hippocampal neurons.</a> J Cell Biol. 159, 499-508 (2002).</li>
<li>Lamoureux, P., Heidemann, S. R., Martzke, N. R., Miller, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+and+elongation+within+and+along+the+axon%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Growth and elongation within and along the axon.</a> Dev Neurobiol. 70, 135-149 (2010).</li>
<li>Dennerll, T. J., Lamoureux, P., Buxbaum, R. E., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cytomechanics+of+axonal+elongation+and+retraction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">The cytomechanics of axonal elongation and retraction.</a> J Cell Biol. 109, 3073-3083 (1989).</li>
<li>Heidemann, S. R., Kaech, S., Buxbaum, R. E., Matus, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+observations+of+the+mechanical+behaviors+of+the+cytoskeleton+in+living+fibroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Direct observations of the mechanical behaviors of the cytoskeleton in living fibroblasts.</a> J Cell Biol. 145, 109-122 (1999).</li>
<li>Yoneda, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Force+Exerted+by+a+Single+Cilium+of+Mytilus-Edulis+.1%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Force Exerted by a Single Cilium of Mytilus-Edulis .1.</a> Journal of Experimental Biology. 37, (1960).</li>
<li>Bray, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+Tension+Produced+by+Nerve-Cells+in+Tissue-Culture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cell+Science%22%5BJournal%5D)">Mechanical Tension Produced by Nerve-Cells in Tissue-Culture.</a> Journal of Cell Science. 37, 391-410 (1979).</li>
<li>Pfister, B. J., Iwata, A., Meaney, D. F., Smith, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extreme+stretch+growth+of+integrated+axons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Extreme stretch growth of integrated axons.</a> J Neurosci. 24, 7978-7983 (2004).</li>
<li>Fass, J. N., Odde, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tensile+force-dependent+neurite+elicitation+via+anti-beta1+integrin+antibody-coated+magnetic+beads%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">Tensile force-dependent neurite elicitation via anti-beta1 integrin antibody-coated magnetic beads.</a> Biophys J. 85, 623-636 (2003).</li>
<li>Yang, S., Saif, M. T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfabricated+Force+Sensors+and+Their+Applications+in+the+Study+of+Cell+Mechanical+Response%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Mech%22%5BJournal%5D)">Microfabricated Force Sensors and Their Applications in the Study of Cell Mechanical Response.</a> Exp Mech. 49, 135-151 (2009).</li>
<li>Bernal, R., Melo, F., Pullarkat, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drag+Force+as+a+Tool+to+Test+the+Active+Mechanical+Response+of+PC12+Neurites%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Drag Force as a Tool to Test the Active Mechanical Response of PC12 Neurites.</a> Biophysical Journal. 98, 515-523 (2010).</li>
<li>Lamoureux, P., Buxbaum, R. E., Heidemann, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+evidence+that+growth+cones+pull%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Direct evidence that growth cones pull.</a> Nature. 340, 159-162 (1989).</li>
<li>Heidemann, S. R., Lamoureux, P., Buxbaum, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Growth+cone+behavior+and+production+of+traction+force%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Growth cone behavior and production of traction force.</a> J Cell Biol. 111, 1949-1957 (1990).</li>
<li>O'Toole, M., Lamoureux, P., Miller, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+physical+model+of+axonal+elongation%3A+force%2C+viscosity%2C+and+adhesions+govern+the+mode+of+outgrowth%5BTitle%5D)+AND+%22Biophys+J%22%5BJournal%5D)">A physical model of axonal elongation: force, viscosity, and adhesions govern the mode of outgrowth.</a> Biophys J. 94, 2610-2620 (2008).</li>
<li>Bray, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+growth+in+response+to+experimentally+applied+mechanical+tension%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Axonal growth in response to experimentally applied mechanical tension.</a> Dev Biol. 102, 379-389 (1984).</li>
<li>Heidemann, S. R., Lamoureux, P., Ngo, K., Reynolds, M., Buxbaum, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Open-dish+incubator+for+live+cell+imaging+with+an+inverted+microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Biotechniques%22%5BJournal%5D)">Open-dish incubator for live cell imaging with an inverted microscope.</a> Biotechniques. 35, 708-708 (2003).</li>
</ol>

Técnicas a aplicar y medir fuerzas celulares tienen una larga historia 9. Nuestro método fue motivada inicialmente por el trabajo de Dennis Bray, que utiliza agujas de vidrio similar a la nuestra a &#39;remolque&#39; las neuronas a un ritmo constante, utilizando un dispositivo motorizado hidráulico 10. Hay muchos medios alternativos de la aplicación de fuerzas a las células que son: motores paso a paso 11, 12 bolas magnéticas, rayos microfabricated 13 y los flujos de fluidos <...

<table><tbody><tr><td>Tubo capilar R-6</td><td>Drummond Scientific</td><td>9-000-3111</td><td>Tubo de vidrio R-6, OD 0,9 mm, ID 0,6 mm, 8&quot;</td></tr><tr><td>Extractor BB-CH</td><td>Mecanex S.A., Ginebra, Suiza</td><td>BB-CH puller</td><td>Utilice el modo 4 Alt con CP=100, PP=10, SP1=1000, SP2=1000</td></tr><tr><td>Alambre de cromel 0,001&quot;</td><td>Omega Engineering, Inc.</td><td>SPCH-001-50</td><td>Alambre para termopar sin funda, carrete de 50 pies, ahora llamado Chromega</td></tr><tr><td>Alambre de constantán 0,003&quot;</td><td>Omega Engineering, Inc.</td><td>SPCI-003-50</td><td>Alambre para termopar sin funda, carrete de 50 pies</td></tr><tr><td>Pinzas finas</td><td>Fine Science Tools</td><td>91150-20</td><td>Dumont Inox n.º 5</td></tr><tr><td>Soporte universal para microscopio con brazo articulado</td><td>Nikon Instruments</td><td>76135 o 90430</td><td>La mayoría de las marcas o tipos de soportes con brazo articulado funcionarán para este uso</td></tr><tr><td>Micromanipulador mecánico</td><td>Narishige International</td><td>M-152</td><td>Micromanipulador grueso de accionamiento directo de tres ejes</td></tr><tr><td>Micromanipulador hidráulico</td><td>Narishige International</td><td>MO-203</td><td>Ahora disponible como MMO-203, tipo de tres ejes móviles</td></tr><tr><td>Portaabrazaderas</td><td>Leica Microsystems</td><td>11520145</td><td>Juego de 3</td></tr><tr><td>Soporte individual para instrumentos</td><td>Leica Microsystems</td><td>11520142</td><td></td></tr><tr><td>Soporte doble para instrumentos</td><td>Leica Microsystems</td><td>11520143</td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulador mecánico</td><td>Leica Microsystems</td><td>39430001</td><td>Montaje sobre poste, 1 soporte para probeta, modelo RH 430001</td></tr><tr><td>Micromanipulador mecánico con joystick</td><td>Leica Microsystems</td><td>11520137</td><td></td></tr><tr><td>Leica DM IRB</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Microscopio invertido</td></tr><tr><td>Mesa de aislamiento Vibraplane</td><td>Kinetic Systems</td><td>serie 1200</td><td>El nuestro es el modelo 1201-02-12</td></tr><tr><td>Ringcubador</td><td>Hecho en casa (ver referencia 19)</td><td></td><td>Referencia 19, requiere el controlador actualizado que se indica más abajo</td></tr><tr><td>Controlador de temperatura programable</td><td>Instrumart.com</td><td>Fuji Electric PXR3</td><td>Sustituye al controlador de temperatura PXV3 retirado</td></tr><tr><td>Nikon Diaphot TMD</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td>Microscopio invertido, aproximadamente de 1980</td></tr><tr><td>Nikon SMZ-10, binocular para disección</td><td>Nikon Instruments</td><td></td><td>Otros microscopios para disección funcionarán</td></tr></tbody></table>

la manipulación mecánica de las neuronas para controlar el desarrollo axonal

Mechanical Manipulation of Neurons to Control Axonal Development

Manipulación de células y la extensión de los axones neuronales se puede lograr con vidrio calibrado micro fibras capaces de medir y la aplicación de fuerzas en el rango de 1,2 10-1000 μdyne. Las medidas de fuerza se obtienen mediante la observación de la Hookean flexión de las agujas de cristal, que son calibrados por un método directo y empírico 3. Necesidades de equipo y procedimientos para la fabricación, la calibración, el tratamiento y el uso de las agujas de las células se describen con detalle. La fuerza de los regímenes anteriores, los diferentes tipos de células a las que estas técnicas se han aplicado pruebas de la flexibilidad de la metodología y se dan como ejemplos para la investigación futura 4.6. Las ventajas técnicas son las continuas &#39;visualización&#39; de las fuerzas producidas por la manipulación y la capacidad de intervenir directamente en una variedad de procesos celulares. Estos incluyen la estimulación directa y regulación del crecimiento axonal y la retracción del 7, así como el desprendimiento y mediciones mecánicas en cualquier tipo de cultivo celular 8.

Mediciones y la aplicación directa de las fuerzas sobre las neuronas en el rango de Microdyne 2000-1000 se logran con alta precisión utilizando agujas de vidrio calibrado. Esta metodología se puede utilizar para controlar y medir varios aspectos del desarrollo axonal, incluyendo la iniciación axonal, la tensión axonal, la velocidad de elongación axonal, y vectores de fuerza.

La manipulación mecánica de las neuronas para controlar el desarrollo axonal

Las manipulaciones celulares y la extensión de los axones neuronales pueden lograrse mediante microfibras de vidrio calibradas, capaces de medir y aplicar fuerzas en el...

El objetivo de este experimento consiste en alargar un axón mientras se miden con precisión las fuerzas. Esto se logra mediante la elaboración de una aguja de referencia de alambre directamente calibrada; a continuación, se preparan agujas de referencia de alambre, calibradas, intermedias y de trabajo en el rango de fuerza deseado. Posteriormente, se remolcan conos de crecimiento con una aguja de trabajo para alargar un axón.La elongación axonal resultante se registra y las fuerzas se miden en función de la flexión de la aguja calibrada. Este método puede responder preguntas clave sobre la biofísica de la elongación axonal. Comience este procedimiento utilizando un extractor de micropipetas ajustable y tubos capilares de vidrio para fabricar agujas con puntas cónicas de aproximadamente cuatro milímetros de longitud.Guarde las agujas en una placa de Petri de 160 milímetros con tapa. A continuación, prepare una aguja de calibración de alambre insertando un alambre de cromel de 0,001 pulgadas a través del interior de una aguja de vidrio cuya punta ha sido quebrada. Saque el alambre por la punta hasta una longitud de 26 milímetros y fíjelo en su lugar con pegamento instantáneo.Doble el milímetro distal del alambre en forma de gancho. Luego, se fabrican micro pesas a partir de un metro de alambre de 0,003 pulgadas de grosor constante. Para medir el alambre, sujételo con cinta adhesiva a una regla métrica.Para ayudar a que quede lo más recto posible, pese el alambre de un metro y córtelo con precisión en trozos de un centímetro. Doble varios trozos del alambre en forma de jarrón.La calibración de las agujas de alambre requiere un microscopio estereoscópico con escala vertical y un micromanipulador. El microscopio se coloca inclinado 90 grados sobre su costado. Se utiliza un soporte universal con brazo articulado para observar la deflexión hacia abajo de la aguja de alambre.Monte la aguja de alambre en un soporte de herramientas sobre un micromanipulador de modo que quede perpendicular al eje óptico del microscopio. Alinee el gancho de la aguja de alambre con una marca radical. Cuelgue el micro peso de un centímetro en el gancho y registre la deflexión.La constante de flexión del alambre de referencia es igual a la masa del micro peso dividido por la deflexión observada. Después de calibrar, prepare la aguja para el siguiente paso cortando el gancho en el punto de ruta con la cuchilla de afeitar para calibrar las agujas intermedias de vidrio. Se requiere un microscopio invertido con un ocular micrométrico.En un lado de la platina del microscopio hay un micromanipulador mecánico utilizado para sostener la aguja de alambre. En el otro lado hay un micromanipulador hidráulico empleado para mover la aguja intermedia de vidrio. Calibre ambos micromanipuladores acercando las dos agujas hasta el centro del campo óptico formando un ángulo de 45 grados, dentro de una placa de Petri de 160 milímetros por 30 milímetros llena de agua y bajo un aumento de 10x. A continuación, realice una serie de desviaciones para cada una de estas desviaciones.Observe la cantidad inicial desviada y la posición final sin carga del aguja de vidrio tras la liberación. Esto genera 10 pares de puntos de datos. Para preparar los 10 pares de datos para una regresión lineal, se resta la desviación inicial del segundo número de los pares registrados.Agregue cinco pares de control de cero cero a los 10 pares de datos experimentales para anclar la regresión lineal en cero, lo que corresponde a desviación cero, a fuerza cero. Calcule la regresión lineal con estos 15 pares de datos.La constante del resorte de la aguja de vidrio intermedia es igual a la constante de flexión conocida de las agujas de alambre dividida por la pendiente de la línea de regresión. A continuación, calibre las agujas de vidrio de trabajo frente a la aguja de vidrio intermedia tal como se acaba de describir. Las agujas de vidrio con menos de dos micrones por micrómetro pueden acortarse ligeramente para llevarlas a un rango de rigidez adecuado.Presione las agujas que se van a recubrir contra el lateral de un trozo de arcilla sostenido sobre un vaso de precipitados de 10 mililitros con la solución del factor de adhesión, de modo que solo la punta de la aguja se sumerja secuencialmente en la solución. Sumerja las agujas en una solución de polilisina al 0,1 % durante 30 minutos. Luego, sumerja las agujas en conval y a durante 30 minutos mientras se tratan las agujas con factores de adhesión.Encienda el sistema de calentamiento del incubador o del portaobjetos del microscopio para que el portaobjetos alcance el equilibrio térmico. La estación de trabajo para arrastre sobre una mesa de aislamiento de vibraciones consta de un microscopio invertido equipado con un manipulador hidráulico que sostiene una extensión personalizada contrapesada, en la cual se inserta el portaherramientas doble.Inserte una aguja de referencia sin calibrar en un portaagujas de modo que sobresalga lo más posible. Coloque este conjunto en el lado derecho del portaherramientas doble. Luego, inserte la aguja de trabajo tratada en un portaagujas de modo que sobresalga la mitad de lo que sobresale la aguja de referencia, y colóquela en el lado izquierdo del portaherramientas doble.Configure previamente el micromanipulador hidráulico de modo que el control vertical esté completamente hacia arriba. Luego acerque las puntas de las dos agujas utilizando el tornillo de ajuste de lado a lado. Coloque la aguja.Por lo tanto, revise visualmente el par desde un costado y utilice el tornillo derecho arriba-abajo para alinear las puntas en el mismo plano. Gire el soporte de la herramienta y coloque las puntas de las agujas en el trayecto de luz por encima de la superficie del medio. Inclínelas hacia abajo pronunciadamente.Ajuste el tornillo de la junta esférica en la base. Enfoque hacia arriba, por encima de las células, en la parte inferior de la placa utilizando el objetivo de 10 x. Baje las agujas en el medio para localizar las puntas de las agujas en el campo visual del microscopio.Antes de introducirlos demasiado en la placa de cultivo. Mueva la aguja de un lado a otro hacia atrás o hacia adelante y busque su sombra. Una vez que la aguja esté a la vista, gire el tornillo de lado a lado para identificar cuál aguja se ha encontrado.Si se mueve junto con el tornillo, es la aguja de referencia. Si no se mueve, es la aguja calibrada. Una vez ubicadas ambas agujas, utilice los controles finos del soporte doble de herramientas para alinearlas.El objetivo consiste en que las puntas de las agujas estén separadas aproximadamente 50 micrómetros, o cerca de una pulgada en el monitor. El referente debe estar más arriba respecto al platillo de cultivo y, por lo tanto, ligeramente desenfocado. Cuando la aguja de tracción esté enfocada sobre el platillo, registre la imagen de esta posición final ajustada.La separación de las agujas es la distancia de referencia cero. Eleve las agujas por encima del plano del espécimen y colóquelas en el borde del campo visual. Seleccione un axón experimental siguiendo las pautas indicadas en el protocolo escrito.Mueva las agujas cerca del cono de crecimiento del axón y registre nuevamente la distancia cero. A continuación, active la mesa de aislamiento de vibraciones para manipular un cono de crecimiento hacia la aguja. Coloque la aguja de tracción junto al cono de crecimiento debajo de este, y luego baje la aguja contra el fondo del recipiente.Esto hará que la aguja se desvíe hacia arriba, doblando y deslizándose a lo largo del recipiente hacia el cono de crecimiento, y luego desprendiendo el cono de crecimiento y moviéndolo hacia arriba. Presione la aguja contra el fondo del recipiente lo suficiente como para que el cono de crecimiento se enganche alrededor de la punta de la aguja, pero no tanto como para que se deslice por encima de la aguja y retroceda. Espere 20 minutos para permitir que el agarre se establezca.Cuando el cono de crecimiento esté sobre la aguja, ejerza una ligera tensión sobre él. Mueva la aguja hacia la derecha y levántela ligeramente; compense el movimiento descendente de la aguja moviéndola un poco hacia adelante mientras se eleva. Levante la aguja en etapas hasta que el proceso adherido se extienda perpendicularmente desde la aguja y por encima de la superficie del recipiente. El remolque se logra moviendo las agujas lejos del cuerpo celular.En incrementos pequeños, se observan fuerzas como un aumento progresivo de la separación entre las agujas mientras se incrementa gradualmente la tensión. Observe cuidadosamente cualquier signo de desprendimiento del cono de crecimiento desde la aguja. Mantenga el nivel del medio en la placa añadiendo agua cada hora para contrarrestar la evaporación.Utilizando una marca en el lateral del recipiente para indicar la profundidad inicial, agregue lentamente agua con una pipeta larga en el lateral del recipiente, lejos de las agujas, al final de un experimento. Antes de retirar las agujas del recipiente, verifique nuevamente la distancia cero. Lea las posiciones de las agujas a lo largo del eje horizontal en la pantalla.También registre la posición del cuerpo celular y los momentos en que la distancia de separación de las agujas menos la distancia cero sin carga, multiplicada por la constante de flexión de la aguja, equivale a las micras de fuerza que se están aplicando. Se muestra un ejemplo de un campo de células con varias opciones posibles para controlar el desarrollo axonal. El axón horizontal con un cono de crecimiento grande es una buena selección.El cuerpo celular se posiciona cerca del borde de la pantalla y las agujas se acercan al cono de crecimiento. Se toma una imagen de la separación de las agujas sin carga, que corresponde a la distancia cero. Antes de comenzar el experimento, se coloca la aguja de tracción contra el cono de crecimiento para verificar si puede lograrse un acoplamiento espontáneo.Luego, la aguja se introduce un poco más en el cono de crecimiento. La maniobra de avance se realiza bajando la aguja contra el fondo del recipiente, lo que provoca que la aguja se doble y se deslice dentro del cono de crecimiento, desprendiéndolo. También se ha añadido un pequeño incremento de tensión hacia adelante.Después de 15 minutos, el axón parece haberse extendido con el movimiento hacia adelante de la aguja. A continuación, se aplica más tensión a la aguja de tracción y comienza la elevación de la aguja. Se añade tensión adicional, indicada por el mayor separación entre las agujas.En este momento, el axón se está extendiendo claramente. La aguja de referencia no ha avanzado, pero el axón ha crecido hacia ella, reduciendo la tensión. Además, las agujas han sido levantadas ligeramente.Aquí todavía, se añade más tensión a la aguja de remolque. Ha ocurrido un crecimiento significativo en respuesta a la tensión aplicada en la aguja de remolque flexionada. Al final del experimento, se realiza una verificación final de cero.Todo el proceso se demuestra en esta secuencia de lapso de tiempo. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo calibrar agujas, manipular el cono de crecimiento hacia una aguja y medir las fuerzas mientras se extiende un axón.

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Research

Investigación

JoVE Journal

Neuroscience

Neurociencia

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