Name: La disección y la tinción de Drosophila Larvas Ovarios (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-05-13T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 40 s
Description: Aprende a diseccionar y teñir ovarios de larvas de Drosophila para estudiar biología del desarrollo. Este método permite visualizar células madre germinales y sus nichos somáticos mediante microscopía confocal.

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IM es compatible con el Marie Curie reintegración subvención. Este trabajo fue apoyado por el Fondo de Ciencias de Israel no Grant. 1146-1108, por el Helen y Martin Kimmel Instituto para la Investigación de Células Madre en el Instituto Weizmann de la Ciencia y la Fundación Caritativa Leir.

1. La puesta de huevos <ol><li> Cinco días antes de la disección: permitir que las hembras apareadas para poner sus huevos durante 2-4 horas en los alimentos frescos complementado con la levadura. Para obtener larvas sincronizados y bien desarrollado, es importante no tener hacinamiento de cultivo (alrededor de 30 huevos / frasco de 25 mm). Por lo general, las mujeres se utilizan 7.16 por frasco, dependiendo de lo bien que estaba. </li></ol> 2. Selección de las larvas <ol><li> Prepare un plato de cristal de 9 y disección llena con un medio de Ringer (NaCl 128 mm, 2 mm KCl, CaCl2 1,8 mm, 4 mm de MgCl 2, 35.5mm de sacarosa, pH 5 mM Hepes 6,9). </li><li> Preparar filtros de células en una placa de seis pozos que contenían medio de Ringer y colocarlo sobre hielo. Por otra parte, se utilizan moldes hechos especialmente equipado con una malla de nylon. </li><li> Recoger las larvas de tiempo de las paredes del vial utilizando unas pinzas finas biológica (fórceps) y colóquelos en un plato que contiene la disección de la solución de Ringer. </li><li> Transferencia de una larva femenina a un pozo limpio. Se distinguen las hembras de los machos por las gónadas. Testículos masculinos son fácilmente identificables como grandes óvalos claros integrados en el tercio posterior de la grasa corporal. Ovarios femeninos, que se encuentra en la misma parte de la grasa corporal, se puede identificar como una mucho más pequeña, esferas claro, todo el año. </li></ol> 3. La disección de las larvas <ol><li> Mantenga la larva hasta justo por detrás del cerebro con las pinzas y retire la cabeza con un segundo par de pinzas. </li><li> Coloque la parte posterior restante en la parte dorsal, con la tráquea hacia abajo. </li><li> Mantenga la larva de los espiráculos posteriores con un par de pinzas y presionar hacia adentro lentamente mientras que el otro se desliza por detrás de la cutícula hasta la mitad de las larvas de grasa corporal emerge. </li><li> Sostenga firmemente el extremo posterior y utilizar el otro par de pinzas para sostener holgadamente la cutícula. Suave y lentamente alejarse del extremo posterior, para que la cutícula y la diapositiva adjunta intestino a través del hueco. Al final de este proceso, la grasa corporal deberá estar completamente separada del intestino y la cutícula. Desconecte el intestino de la parte anterior de la grasa corporal. Para realizar la tinción y el montaje más fácil, es importante que la grasa corporal se mantendrá intacto. </li><li> Moje una pipeta de pastos a fondo con medio de Ringer, preferiblemente de un pozo que contiene larvas disecadas. Esto ayuda a cubrir la pipeta y se evita que la grasa corporal se adhieran a ella. Use la pipeta para transferir los pastos de la grasa corporal en el medio Ringer fría en el filtro de la célula. </li></ol> 4. Fijación y tinción Todos los pasos se llevan a cabo a temperatura ambiente, a excepción de la incubación con el anticuerpo en primer lugar, a 4 ° C. <ol><li> Incubar la grasa corporal en un 5% de formaldehído en medio de Ringer. durante 20 minutos con agitación suave. </li><li> Lavar durante 5 minutos con un 1% PBT (1% Triton X-100 en PBS). Repita este paso durante 10 minutos y una tercera vez durante 45 minutos. 1% de Triton X-100 se requiere para perforar el ovario larval y permitir que los anticuerpos para penetrar en él. </li><li> Bloque con el 0,3% PBTB (0,3% Triton X-100 y el 1% de BSA en PBS) durante 1 hora con agitación suave </li><li> Incubar con el anticuerpo deseado º 1 diluido en el 0,3% PBTB durante la noche a 4 ° C con agitación suave. Este paso se realiza generalmente en tubos de 0,2 ml en un rodillo. </li><li> Transferencia de grasa en el cuerpo de vuelta a los tamices de la célula. </li><li> Lavar 3 veces, 30 minutos cada uno, con un 0,3% PBTB con agitación suave. </li><li> Bloque con el 0,3% PBTB suplementado con 5% de suero normal de burro durante 1 hora con agitación suave. </li><li> Se incuba con un anticuerpo secundario diluido apropiado (de acuerdo a las especificaciones del fabricante) en la solución de bloqueo (0,3% PBTB complementado con suero de burro 5% de lo normal en el 0,3% PBT) durante 2 horas con agitación suave. Si el anticuerpo es fluorescente, se incuban en la oscuridad, a partir de este punto. Este paso se realiza generalmente en tubos de 0,2 ml en un rodillo. </li><li> Lavar 3 veces durante 30 minutos cada uno con 0,3% de PBT con una suave agitación. </li></ol> 5. Montaje <ol><li> La transferencia de la grasa corporal a un tubo eppendorf limpio. Con mucho cuidado, eliminar todos los líquidos lejos y cubrir inmediatamente con los medios de comunicación Vectashield montaje. Usamos Vectashield rutinariamente, ya que no se endurece, mientras que los ovarios están siendo separados de la grasa corporal. Las muestras pueden ser almacenadas en un medio de montaje a 4 ° C durante un máximo de una semana. </li><li> Corte el extremo de una punta de la pipeta y utilizarlo para transferir cuidadosamente la grasa corporal con un volumen mínimo de medios de montaje (alrededor de 30 l para un cubreobjetos de 30 mm) en un portaobjetos de microscopio. </li><li> Utilice dos titulares niquelado pin, la celebración de pines 0,1 mm de diámetro para extender la grasa corporal. Los ovarios están ubicados en el tercio posterior de la grasa corporal. La grasa corporal que las rodea es por lo general en forma de "flor". Esto ayuda a identificar la ubicación de los ovarios. Diseccionar las 'flores' del resto de la grasa corporal y deseche el último. </li><li> Retire la grasa corporal Surroinanciamiento de la gónada, cruzando los dos pines con cuidado a su alrededor. Lugar de la gónada aislado en la diapositiva de distancia de los residuos de grasa corporal. </li><li> Cubrir con un cubreobjetos y sellar con esmalte de uñas. </li><li> Visualizar directamente a través de un microscopio confocal. Las muestras pueden ser almacenadas a 4 ° C durante un máximo de tres semanas. </li></ol> 6. Resultados representante Hemos utilizado el protocolo a seguir sobre el establecimiento de varios linajes de células somáticas en el ovario, incluyendo GSCS y sus nichos somáticas. Para ello se utilizan anticuerpos específicos y marcadores para distinguir entre los diferentes tipos de células en el desarrollo de la gónada. Aquí mostramos un ejemplo de dos ovarios LL3 teñidas con diferentes combinaciones de anticuerpos. Figura 1A destaca filamento terminal y las células de la PAC (verde), que en conjunto forman las células somáticas de los nichos. Figura 1 B, muestra que las células Mezclados (VA, magenta), que en contacto directo con las células germinales (azul). <img src="/files/ftp_upload/2537/2537fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. LL3 ovarios. (A) 1B1 anticuerpo monoclonal (magenta) se exponen las células somáticas y las manchas fusome, un orgánulo intracelular en PGCs (flechas). La trampa potenciador hh-lacZ (anti β-galactosidasa, verde) se expresa en los filamentos de la terminal. En la base de las células somáticas de filamentos cap (cabeza de flecha) se puede observar. (B) del anticuerpo 1B1 (verde) se exponen todas las células somáticas en el ovario. Anti-Vasa (azul) etiquetas de todos los PGCs. PGCs en contacto directo con las células Mezclados (VA, anti-atasco de tráfico, magenta). Bar (A y B) es de 20 micras.

<ol><li>Fuller, M. T., Spradling, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Male+and+female+Drosophila+germline+stem+cells%3A+two+versions+of+immortality%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Male and female Drosophila germline stem cells: two versions of immortality.</a> Science. 316, 402-404 (2007).</li>
<li>Li, L., Xie, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cell+niche%3A+structure+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+review+of+cell+and+developmental+biology%22%5BJournal%5D)">Stem cell niche: structure and function.</a> Annual review of cell and developmental biology. 21, 605-631 (2005).</li>
<li>Chen, D., McKearin, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+circuitry+controlling+a+stem+cell+niche%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Gene circuitry controlling a stem cell niche.</a> Curr Biol. 15, 179-184 (2005).</li>
<li>Kai, T., Spradling, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+empty+Drosophila+stem+cell+niche+reactivates+the+proliferation+of+ectopic+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">An empty Drosophila stem cell niche reactivates the proliferation of ectopic cells.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100, 4633-4638 (2003).</li>
<li>Kai, T., Spradling, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiating+germ+cells+can+revert+into+functional+stem+cells+in+Drosophila+melanogaster+ovaries%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Differentiating germ cells can revert into functional stem cells in Drosophila melanogaster ovaries.</a> Nature. 428, 564-569 (2004).</li>
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<li>Song, X., Zhu, C. H., Doan, C., Xie, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Germline+stem+cells+anchored+by+adherens+junctions+in+the+Drosophila+ovary+niches%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Germline stem cells anchored by adherens junctions in the Drosophila ovary niches.</a> Science. 296, 1855-1857 (2002).</li>
<li>Tazuke, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+germline-specific+gap+junction+protein+required+for+survival+of+differentiating+early+germ+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A germline-specific gap junction protein required for survival of differentiating early germ cells.</a> Development. 129, 2529-2539 (2002).</li>
<li>Xie, T., Spradling, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((decapentaplegic+is+essential+for+the+maintenance+and+division+of+germline+stem+cells+in+the+Drosophila+ovary%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">decapentaplegic is essential for the maintenance and division of germline stem cells in the Drosophila ovary.</a> Cell. 94, 251-260 (1998).</li>
<li>Xie, T., Spradling, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+niche+maintaining+germ+line+stem+cells+in+the+Drosophila+ovary%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">A niche maintaining germ line stem cells in the Drosophila ovary.</a> Science. , 290-328 (2000).</li>
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<li>Wang, X., Harris, R. E., Bayston, L. J., Ashe, H. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Type+IV+collagens+regulate+BMP+signalling+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Type IV collagens regulate BMP signalling in Drosophila.</a> Nature. 455, 72-77 (2008).</li>
<li>Godt, D., Laski, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+cell+rearrangement+and+cell+recruitment+in+Drosophila+ovary+morphogenesis+and+the+requirement+of+bric+a+brac%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of cell rearrangement and cell recruitment in Drosophila ovary morphogenesis and the requirement of bric a brac.</a> Development. 121, 173-187 (1995).</li>
<li>Sahut-Barnola, I., Godt, D., Laski, F. A., Couderc, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+ovary+morphogenesis%3A+analysis+of+terminal+filament+formation+and+identification+of+a+gene+required+for+this+process%5BTitle%5D)+AND+%22Developmental+biology%22%5BJournal%5D)">Drosophila ovary morphogenesis: analysis of terminal filament formation and identification of a gene required for this process.</a> Developmental biology. 170, 127-135 (1995).</li>
<li>Song, X., Call, G. B., Kirilly, D., Xie, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Notch+signaling+controls+germline+stem+cell+niche+formation+in+the+Drosophila+ovary%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Notch signaling controls germline stem cell niche formation in the Drosophila ovary.</a> 134, 1071-1080 (2007).</li>
<li>Zhu, C. H., Xie, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clonal+expansion+of+ovarian+germline+stem+cells+during+niche+formation+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Clonal expansion of ovarian germline stem cells during niche formation in Drosophila.</a> Development. 130, 2579-2588 (2003).</li>
<li>Ward, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cells+signal+to+the+niche+through+the+Notch+pathway+in+the+Drosophila+ovary%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Stem cells signal to the niche through the Notch pathway in the Drosophila ovary.</a> Curr Biol. 16, 2352-2358 (2006).</li>
<li>Gilboa, L., Lehmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repression+of+primordial+germ+cell+differentiation+parallels+germ+line+stem+cell+maintenance%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">Repression of primordial germ cell differentiation parallels germ line stem cell maintenance.</a> Curr Biol. 14, 981-986 (2004).</li>
<li>Gilboa, L., Lehmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soma-germline+interactions+coordinate+homeostasis+and+growth+in+the+Drosophila+gonad%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Soma-germline interactions coordinate homeostasis and growth in the Drosophila gonad.</a> Nature. 443, 97-100 (2006).</li>
</ol>

Este vídeo demuestra un aislamiento y el protocolo de tinción de los ovarios a finales del tercer estadio larval. Para llevar a cabo este protocolo de forma rutinaria y segura, se debe prestar atención a los siguientes puntos: <ol><li> Para las larvas sincronizados y bien desarrollado, el hacinamiento se debe evitar. </li><li> Para evitar la pérdida de los ovarios translúcidos pequeños, asegúrese de analizar la grasa en el cuerpo intacto. Esto también le ayudará en la localización de los ovarios en la etapa de monta...

<table><tbody><tr><td>NaCl</td><td>JT Baker</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kcl</td><td>Merck &amp;amp; Co., Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Merck &amp;amp; Co., Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sacarosa</td><td>JT Baker</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hepes</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Albúmina bovina fracción V</td><td>MP Biomedicals</td><td>160069</td><td></td></tr><tr><td>Pinzas biológicas Dumont 5 dumstar pulidas</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td></td></tr><tr><td>Soporte de alfileres chapado en níquel</td><td>Fine Science Tools</td><td>26018-17</td><td></td></tr><tr><td>Alfileres minutien de acero inoxidable, diámetro 0,1 mm, largo 10 mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>26002-10</td><td></td></tr><tr><td>Placas de 9 pocillos, 85x100 mm, 22 mm de diámetro exterior x 7 mm de profundidad</td><td>Corning</td><td>7220-85</td><td></td></tr><tr><td>Micrós­copio estereoscópico MZ 16.5 con base estándar de luz transmitida TL ST</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Placas de 6 pocillos</td><td>Costar</td><td>3516</td><td></td></tr><tr><td>Portaobjetos</td><td>Menzel-Glaser</td><td>798</td><td></td></tr><tr><td>Cubreobjetos</td><td>Corning</td><td>2940-223</td><td></td></tr><tr><td>Medio de montaje</td><td>Vectashield</td><td>H-1200</td><td></td></tr><tr><td>Filtro celular</td><td>Falcon BD</td><td>FAL352350</td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpo 1B1</td><td>Banco de Hibridomas de Estudios del Desarrollo</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-Traffic Jam</td><td>Laboratorio del Dr. Dorothea Godt</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-Vasa</td><td>Laboratorio de la Dra. Ruth Lehmann</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-&amp;#946;-Galactosidasa</td><td>Cappel</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anticuerpos secundarios</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

la disección y la tinción de drosophila larvas ovarios

Dissection and Staining of Drosophila Larval Ovaries

Muchos órganos dependen de las células madre para su desarrollo durante la embriogénesis y para el mantenimiento o la reparación durante la vida adulta. La comprensión de cómo las células madre forman, y cómo interactúan con su medio ambiente es crucial para comprender el desarrollo, la homeostasis y las enfermedades. El ovario de la mosca de la fruta Drosophila melanogaster, ha servido como un influyente modelo para la interacción de las células germinales madre de línea (GSCS) con sus células de apoyo somáticas (nicho) 1, 2. La ubicación conocida del lugar y la GSCS, junto a la capacidad de manipularlos genéticamente, ha permitido a los investigadores para esclarecer una serie de interacciones entre las células madre y sus nichos 3-12. A pesar de la gran cantidad de información sobre los mecanismos de control de mantenimiento de la SGC y la diferenciación, se sabe relativamente poco sobre cómo GSCS y sus nichos de forma somática durante el desarrollo. Alrededor de 18 nichos somáticas, cuyos componentes celulares son filamentos de terminales y las células de la tapa (Figura 1), se forman durante el tercer estadio larval 13-17. GSCS originan de las células germinales primordiales (PGC). PGCs proliferan en las primeras etapas larvales, pero tras la formación del nicho de un subgrupo de PGCs se GSCS 7, 16, 18, ​​19. En conjunto, las células somáticas de nicho y la GSCS hacer una unidad funcional que produce óvulos durante la vida del organismo. Muchas preguntas sobre la formación de la unidad de GSC permanecen sin respuesta. Procesos tales como la coordinación entre las células precursoras de los nichos y los precursores de células madre, o la generación de la asimetría en PGCs a medida que se GSCS, mejor se pueden estudiar en la larva. Sin embargo, un estudio metódico de desarrollo del ovario larval es un reto físico. En primer lugar, los ovarios de las larvas son pequeñas. Incluso a finales de estadios larvarios son sólo 100μm de diámetro. Además, los ovarios son transparentes y están integrados en un cuerpo de grasa blanca. Aquí se describe un protocolo de paso a paso para el aislamiento de los ovarios de finales del tercer estadio (LL3) larvas de Drosophila, seguido de tinción con anticuerpos fluorescentes. Ofrecemos algunas soluciones técnicas a problemas como la localización de los ovarios, las manchas y el lavado de tejidos que no se hunden, y asegurarse de que los anticuerpos de penetrar en el tejido. Este protocolo se puede aplicar a las primeras etapas de larvas y larvas en los testículos también.

¿Cómo los nichos y las células madre se forman durante el desarrollo es una cuestión importante con implicaciones prácticas. En el<em&gt; Drosophila</emOvario&gt;, el germen de las células madre de línea y sus nichos somáticos se forman durante el desarrollo larvario. Este video muestra la forma de analizar, las manchas y montaje de las gónadas femeninas a partir de finales del tercer estadio (LL3)<em&gt; Drosophila</em&gt; Larvas.

La disección y la tinción de Drosophila Larvas Ovarios

Muchos órganos dependen de las células madre para su desarrollo durante la embriogénesis y para su mantenimiento o reparación durante la vida adulta. Comprender cómo las células madre...

El objetivo general de este procedimiento es visualizar ovarios aislados de larvas de drosófila de tercer estadio larval tardío mediante microscopía confocal. Esto se logra primero seleccionando larvas hembras de una población sincronizada. El segundo paso del procedimiento consiste en diseccionar un cuerpo graso intacto, separarlo del intestino y de la cutícula, y colocarlo en hielo.El tercer paso del procedimiento es fijar la tinción y lavar el cuerpo graso con ovarios incluidos. El paso final del procedimiento consiste en separar los ovarios del cuerpo graso durante el montaje. Finalmente, se pueden obtener resultados que muestren tinción específica de células mediante microscopía de inmunofluorescencia.Por lo general, las personas nuevas en este método tendrán dificultades porque las disecciones finas y el montaje requieren una gran cantidad de práctica. Cinco días antes de la disección, agregue levadura a un vial fresco de 25 milímetros de alimento para moscas. Coloque de siete a 16 moscas hembra fruteras apareadas en el vial.Deje que las hembras pongan huevos durante dos a cuatro horas o hasta que haya aproximadamente 30 huevos por vial. Incube los viales que contienen huevos

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Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Este video describe la anatomía general del ovario de Drosophila y presenta un método de disección de ovarios para obtener imágenes vivas o fijas.

Drosophila melanogaster Disección de ovarios: una técnica para la preparación de tejidos ex vivo

La inmunotinción es una técnica eficaz para visualizar tipos específicos de células y proteínas dentro de los tejidos. Al utilizar la sonicación, el protocolo descrito aquí alivia la necesidad de diseccionar tejidos de Drosophila melanogaster de embriones y larvas en fase avanzada antes de la inmunotinción. Proporcionamos una metodología eficiente para la inmunotinción de larvas enteras fijadas en formaldehído.

La sonicación-facilitado Inmunofluorescencia tinción de etapa tardía embrionario y larval<em&gt; Drosophila</em&gt; Tejidos<em&gt; In Situ</em

Las estructuras adultas de Drosophila se derivan de estructuras en forma de saco llamadas discos imaginales. El análisis de estos discos proporciona información sobre muchos procesos de desarrollo, incluida la determinación de tejidos, el establecimiento de límites de compartimentos, la proliferación celular, la especificación del destino celular y la polaridad celular plana. Este protocolo se utiliza para preparar discos imaginales para microscopía óptica/fluorescente.

La disección y la inmunotinción de imaginal discos de Drosophila melanogaster

El método de imagen vertical descrito en este protocolo permite la visualización detallada de los polos de un huevo de Drosophila melanogaster en desarrollo.  Esta vista final proporciona una nueva perspectiva sobre la disposición y morfología de múltiples tipos de células en el epitelio folicular.

Imaging Upright de<em&gt; Drosophila</em&gt; Cámaras de huevo

Se presenta un protocolo de inmunotinción de montaje completo en embriones de pulgón, en el que se abordan las condiciones críticas para disminuir la tinción de fondo y aumentar la permeabilidad del tejido. Estas condiciones se han desarrollado específicamente para la detección eficaz de la expresión de proteínas en los tejidos embrionarios de los pulgones.

Identificación de las condiciones críticas para inmunotinción en el guisante áfido embriones: El aumento del tejido Permeabilidad y disminución de la tinción de fondo

Se describe un protocolo para la disección, la fijación y la inmunotinción de órganos androgénica en Drosophila larvas y adultos hembras para estudiar la biosíntesis de hormonas esteroideas y su mecanismo de regulación. Además de los órganos androgénica, visualizamos la inervación de los órganos androgénica, así como células diana androgénica, tales como las células madre de línea germinal.

Protocolos para la visualización androgénica, órganos y sus órganos interactivos con inmunotinción en la mosca de la fruta<em&gt; Drosophila melanogaster</em

El ovario del Drosophila es un sistema modelo excelente para estudiar el desarrollo del nicho de células madre. Aunque se han publicado métodos para disecar larvarios y adultos de los ovarios, disecciones de ovario pupa requieren técnicas diferentes que no han sido publicadas en detalle. Aquí describiremos un protocolo de disección, tinción y montaje pupas ovarios.

Disección y la coloración de los ovarios Pupal de Drosophila

Aquí se presentan métodos detallados para la disección y la tinción de gotas lipídicas de los enocitos en larvas de Drosophila utilizando BODIPY 493/503, un tinte fluorescente específico de gotas de lípidos.

Disección y tinción de gotas de lípidos de los ovenocitos en larvas de Drosophila

Aquí, proporcionamos un protocolo de disección requerido para obtener imágenes en vivo de la gónada masculina embrionaria tardía de Drosophila . Este protocolo permitirá la observación de procesos celulares dinámicos en condiciones normales o después de la manipulación transgénica o farmacológica.

Disección e imágenes en vivo de la Drosophila gonad embrionaria tardía

El objetivo de este protocolo es utilizar imágenes en vivo para visualizar los efectos del daño oxidativo en la localización y dinámica de las estructuras subcelulares en los ovarios de Drosophila.

Visualización de los efectos del daño oxidativo en las cámaras de huevos de Drosophila usando imágenes en vivo

La membrana basal es esencial para la morfogénesis de tejidos y órganos durante el desarrollo. Para comprender mejor los mecanismos que conducen a la colocación adecuada de esta estructura, el protocolo presentado describe métodos para visualizar y caracterizar el tráfico intracelular y la secreción de proteínas de la membrana basal en células epiteliales utilizando microscopía confocal y de superresolución.

Imágenes confocales y de superresolución del tráfico intracelular polarizado y la secreción de proteínas de la membrana basal durante la oogénesis de Drosophila

Aprende a diseccionar y teñir ovarios de larvas de Drosophila para estudiar biología del desarrollo. Este método permite visualizar células madre germinales y sus nichos somáticos mediante microscopía confocal.

La disección y la tinción de Drosophila Larvas Ovarios

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