Name: Photobleaching ensayos (FRAP y FLIP) para medir la dinámica de la cromatina de proteínas en células vivas madre embrionarias (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-29T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 18 s
Description: Aprende a medir la dinámica de proteínas de cromatina en células madre embrionarias vivas mediante técnicas FRAP y FLIP. Este método permite observar la plasticidad cromatínica en tiempo real.

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Agradecemos a los miembros del laboratorio de Meshorer, especialmente Shai Melcer, Alajem Adi, Edupuganti Raghu Ram, Badi Sri Sailaja, Mattout Anna y Biran Alva, por comentarios críticos y ensayos de solución de problemas photobleaching sobre una base diaria. EM es una H. Joseph y Belle R. Braun Profesor titular de Ciencias de la Vida y con el apoyo de la Fundación Ciencias de Israel (ISF 943/09), el Ministerio de Salud de Israel (6007) de la Unión Europea (IRG-206872 y 238176), la Fundación para la Investigación del Cáncer de Israel, las subvenciones internas Aplicativo de Medicina de la Universidad Hebrea y del Instituto de Psicobiología Israel.

1. Revestimiento de las células madre embrionarias T = 0 horas MEF placas <ol><li> Escudo de la imagen en vivo de 8 y μ-Slides (ibidi, Munich, Alemania) con gelatina o en cámaras cubiertas de vidrio (Lab-Tek, Rochester, NY) o en placas de cultivo con fondo de cristal (MatTek, Ashland, MA). Deja de 5-30 min y aspirar lejos de la gelatina sin. </li><li> Semillas de 22.000 MEFs / pocillo en 250 l de volumen total de DMEM [complementado con fetal al 10% de suero bovino (FBS)]. Permiten a las células crecer en un cultivo de tejidos incubadora (37 ° C, 5% CO2). </li></ol> T = 6 horas ES recubrimiento celular <ol start="3"><li> Aspirar DMEM. </li><li> Semillas de cada MEF pozo cubierto con 15.000 células R1 / pocillo en 250 l de volumen total de los medios de comunicación de las células ES [complementado con ESC de grado 10% de suero fetal bovino (FBS), 1 mM piruvato de sodio, 0,1 mM de aminoácidos no esenciales, 0,1 mM de β- mercaptoetanol, y 1000 U / ml de factor inhibidor de leucemia (LIF)], para obtener un 30% a 50% de confluencia al día siguiente. </li></ol> 2. Transfección de las células madre embrionarias T = 24 horas Transfección transitoria <ol><li> Vuelva a colocar los medios de comunicación de las células ES, con 250 l / pocillo de nuevo los medios de comunicación de células ES. </li><li> En un tubo de ensayo 1,5 ml estéril, añadir 100 ml de suero libre de los medios de comunicación [Opti-MEM (Gibco)], a continuación, añadir 10 TransIT-LT1 l reactivo de transfección (Mirus) directamente en los medios de comunicación libres de suero. Mezclar por pipeteo suave e incubar a temperatura ambiente durante 50-20 min. </li><li> Añadir 1,5 g GFP ADN plásmido de fusión (H1E, H1o o HP1) de los gases de tránsito LT1 reactivo. Mezclar por pipeteo suave e incubar a temperatura ambiente durante 15-30 min. </li><li> Añadir 13,5 l / pocillo de la mezcla de transfección. Agitar el 8 y μ-Slides para asegurar una dispersión. Después de 24 horas reemplazar los medios de comunicación ES celulares viejos, con 250 l de nuevo los medios de comunicación de células ES. </li></ol> 3. Realización de FRAP y FLIP T = 48 a 72 hrs <ol><li> El experimento se puede realizar en cualquier microscopio láser confocal de barrido (CLSM) pero como en una normal FRAP / FLIP experimento, muchas imágenes consecutivas son adquiridos, se recomienda el uso de un microscopio confocal de disco giratorio, que permite que la velocidad de adquisición y asegura que no muestra no deseada decoloración se produce después de la inicial de eventos intencionales de blanqueo. En este caso, recomendamos el uso de la Revolución giro de disco del sistema confocal (www.Andor.com), con la Yokogawa CSU-X cabeza del disco giratorio. Este sistema tiene la doble capacidad de photobleach con un módulo especializado FRAPPA con un sistema de puntos de exploración, y cambiar rápidamente la luz de fondo para recoger las imágenes con el disco giratorio. Los tres proteínas fluorescentes más comunes utilizados para los experimentos se photobleaching GFP, YFP y Cherry. Si GFP o YFP se utilizan, a ~ 488 nm láser es necesario. Para Cherry, el uso de un láser ~ 560 nm. En todos los casos, recomendamos el uso de láseres de estado sólido. Tener una etapa automatizado es útil pero no necesario. Dado que las células vivas son imágenes, es fundamental utilizar una cámara de medio ambiente (se puede utilizar un LIS, Suiza), el control de oxígeno, humedad, CO 2 y la temperatura. FRAP se realiza con la intensidad del láser, mientras que el máximo de imágenes se hace con la potencia del láser mínimo requerido (por lo general en el área del 10%, cuando el nivel de fluorescencia es adecuada). Observar las células con luz fluorescente de la longitud de onda apropiada y seleccione una célula que expresa GFP usando un lente de 60x de inmersión en aceite. Asegurar una distribución subcelular correcta. En ocasiones, cuando los niveles de expresión son muy altos, la localización de la proteína puede "derrame" de otros compartimentos como el nucléolo. Estas células no se debe elegir. </li><li> Ahora establezca un protocolo de imagen: recolectar 5.3 cuadros antes que el photobleaching, entonces photobleach en eucromatina o heterocromatina (vistos como focos condensada GFP) y recoger 90 a 120 fotogramas después de la photobleach, con intervalos de 250 a 1.000 ms: H1E-GFP, 1000 ms, H1o y HP1-GFP, 250 ms (intervalo de tiempo los cambios de acuerdo a la dinámica de las proteínas, donde las proteínas altamente dinámicos requieren menor tiempo de intervalo). Normalmente se usan 80 a 100% la intensidad del láser para photobleaching con un pulso láser de μseconds 20-40 (1-2 repeticiones), pero estos números pueden cambiar de acuerdo a la proteína analizados y los niveles de expresión. Cuando photobleaching es apropiado, se debería observar un "agujero negro" en la fluorescencia de GFP. El agujero negro se va re-lleno de recuperación después de la fluorescencia. Aunque el disco giratorio se puede obtener un máximo de alrededor de 60 imágenes por segundo (con buena intensidad de la fluorescencia y el zoom en una sola célula), no se recomienda utilizar el sistema a una velocidad tan alta debido a la baja calidad de imagen y mayor potencial de fototoxicidad. </li><li> Para un experimento de la FLIP, establecer un protocolo de imágenes diferentes: recolectar 5.3 cuadros antes del blanqueo, y comienza a repetir blanqueo en el mismo lugar durante la percepción de imágenes. Para H1E-GFP, lejía cada 5 segundos, para H1o-GFP, cloro cada 2 segundos, y para HP1-GFP cloro cada 1 seg. Bleach und recoger imágenes en repetidas ocasiones a lo largo de todo el experimento. </li><li> Para cualquiera de estas técnicas, repita el proceso en 20-30 células. A efectos estadísticos, repita el experimento 3 veces o más, preferentemente en días diferentes. En poblaciones homogéneas y configuración correcta, la desviación estándar es generalmente baja (&lt;5%). Por tanto FRAP y FLIP, el tamaño y la forma de la zona blanqueada influye en la dinámica de recuperación y debe permanecer constante dentro de un experimento. Además, cuando se comparan dos células, los protocolos debe ser idéntico y las células deben ser analizadas de forma secuencial en el mismo día que la potencia del láser y otras condiciones pueden variar y pueden afectar el resultado del experimento. </li></ol> 4. FRAP y Análisis de Datos FLIP <ol><li> En todos los cuadros recogidos FRAP, medir la intensidad de fluorescencia en el retorno de la inversión (ROI b = área blanqueada), el área de fondo (ROI bg), y el área de no proliferación nuclear, blanqueadas (ROI nb) como una función de tiempo antes y después del blanqueamiento. Cuando la región blanqueada es insignificante todo el núcleo puede ser seleccionado para fines de normalización. </li><li> Por cada punto del tiempo, normalizar los datos de acuerdo con la fórmula: (b ROI - ROI bg) / (ROI nb - ROI bg) / (b pbROI - pbROI bg) / (pbROI nb - pbROI bg), pb indica pre-blanqueado. Para pre-cloro imágenes que debería obtener un valor aproximado de 1. La primera imagen después de que el cloro se indica la profundidad de Bleach. Restar el valor de 1 para el valor de Bleach profundidad real. Repita la operación para todas las células y el promedio de 20 a 30 células de cada experimento. </li><li> En todos los cuadros recogidos FLIP, medir la intensidad de fluorescencia en la zona de no proliferación nuclear, blanqueados, y el área de fondo (ROI nb = no blanquea la zona, el ROI de fondo bg =). Cálculo de los datos de la FLIP es similar a una curva de FRAP, sólo el retorno de la inversión analizada (ROI nb) debe ser diferente de la propia región blanqueada, que no se utiliza para el cálculo: (ROI nb - ROI bg) / (pbROI nb - pbROI bg) . También es posible utilizar una celda contigua (ROI n celular vecino =) para fines de normalización: (ROI nb - ROI bg) / (ROI n - ROI bg) / (pbROI nb - pbROI bg) / (pbROI n - pbROI bg ). Tras la recogida de datos, es posible ajustar los datos experimentales a la simulación por ordenador. Esto permite calcular, con una buena proximidad, la fracción móvil, la fracción de inmovilidad y la mitad del máximo. No vamos a discutir los aspectos matemáticos y estadísticos de análisis FRAP aquí y remitimos al lector a otras publicaciones excelentes 4-9. La profundidad de cloro se refiere a la distancia (en el eje y) entre el pre-cloro (100%) de la señal y la primera imagen después de cloro, la fracción móvil se refiere a la distancia (en el eje y) entre la profundidad de cloro y la señal recuperada cuando la cinética alcanza una meseta, y la fracción inmóvil refiere a la distancia (en el eje y) entre la señal recuperada y la señal de pre-cloro (100%) (ver Figuras 1B y 2B). Más allá de este análisis, hay buenos modelos matemáticos para ajustar los datos. Para un exponente único, la ecuación  <img src="/files/ftp_upload/2696/eq0.jpg" alt="Ecuación" width="80" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Ecuación"> donde T es el tiempo, A es la fracción móvil, 1-A es la fracción inmóvil y fuera de k es la constante de disociación, se puede utilizar para ajustar los datos, y una estimación directa de la tasa de descuento de la unión (k off) se puede obtenidos, así como para el parámetro A, que se puede utilizar para calcular el tipo de asociación. </li></ol> 5. Los resultados representativos: <img src="/files/ftp_upload/2696/2696fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. A y B muestran las curvas de FRAP representante de HP1 (izquierda), H1o (centro) y H1E (derecha) en las células ES R1. La figura de la simplicidad y claridad 1A muestra los datos en bruto de una sola célula antes de que la normalización y el cálculo. La curva amarilla corresponde a la región blanqueada, la curva de color púrpura se corresponde con el área de no proliferación nuclear, blanqueadas (cuando la región blanqueada es insignificante todo el núcleo puede ser seleccionado para fines de normalización), y la línea roja corresponde a la fluorescencia de fondo, que es mínima en este caso. Flecha vertical representa el tiempo de blanqueo. Los datos normalizados y un promedio se muestra en la Figura 1B. Tenga en cuenta la recuperación más lenta de H1 (azul) en comparación con HP1 (rojo). También la variante H1E (azul oscuro) es más lenta que la variante H1o (azul claro). Fracciones móviles e inmóviles, y la profundidad de Bleach están indicados para HP1. <img src="/files/ftp_upload/2696/2696fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. A y B muestran las curvas de FRAP representante comparar eucromatina (izquierda) con la heterocromatina (derecha) de HP1 en las células ES R1. Al igual que en la Figura 1, Figura 2A muestra los datos en bruto de una sola célula, la curva amarilla corresponde a la región blanqueada, la curva de color púrpura se corresponde con el área de no proliferación nuclear, blanqueados, y la línea roja corresponde a la fluorescencia de fondo. Flecha vertical representa el tiempo de blanqueo. Los datos normalizados y un promedio se muestra en la Figura 2B. Tenga en cuenta la recuperación más lenta de la heterocromatina (rojo oscuro) en comparación con la eucromatina (luz roja). Fracciones móviles e inmóviles, y la profundidad de Bleach están indicados para la eucromatina. <img src="/files/ftp_upload/2696/2696fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3.. Un experimento típico de la FLIP H1o R1 células madre embrionarias se muestra en la Figura 3 (en bruto, sin normalizar los datos) y B (datos normalizados y medio). En este experimento, la curva de color púrpura se corresponde con el área nuclear no blanqueado, la línea verde corresponde a un núcleo de la célula vecina y la línea roja corresponde a la fluorescencia de fondo.

<ol><li>Phair, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+nature+of+dynamic+protein-chromatin+interactions+in+vivo%3A+three-dimensional+genome+scanning+and+dynamic+interaction+networks+of+chromatin+proteins%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Global nature of dynamic protein-chromatin interactions in vivo: three-dimensional genome scanning and dynamic interaction networks of chromatin proteins.</a> Mol Cell Biol. 24, 6393-6402 (2004).</li>
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<li>Lenser, T., Weisshart, K., Ulbricht, T., Klement, K., Hemmerich, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fluorescence+fluctuation+microscopy+to+reveal+3D+architecture+and+function+in+the+cell+nucleus%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Fluorescence fluctuation microscopy to reveal 3D architecture and function in the cell nucleus.</a> Methods Cell Biol. 98, 2-33 (2010).</li>
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<li>Poser, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BAC+TransgeneOmics%3A+a+high-throughput+method+for+exploration+of+protein+function+in+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">BAC TransgeneOmics: a high-throughput method for exploration of protein function in mammals.</a> Nat Methods. 5, 409-415 (2008).</li>
<li>Sigal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+a+fluorescently+labeled+endogenous+protein+library+in+living+human+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Generation of a fluorescently labeled endogenous protein library in living human cells.</a> Nat Protoc. 2, 1515-1527 (2007).</li>
<li>Cohen, A. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+proteomics+of+individual+cancer+cells+in+response+to+a+drug%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Dynamic proteomics of individual cancer cells in response to a drug.</a> Science. 322, 1511-1516 (2008).</li>
</ol>

A diferencia de la mayoría de las técnicas disponibles, que incluyen la cromatina purificada a partir de poblaciones de células o células fijadas, los experimentos FRAP seguir los cambios en la dinámica de las proteínas de la cromatina en las células vivas. Encontramos dinámica de la cromatina proteínas para ser un buen indicador de la plasticidad de la cromatina. Sin embargo, debido a que requiere la fusión del gen de interés con las buenas prácticas agrarias, la adición de la etiqueta fluorescente puede interferir con...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nombre del reactivo </th><th> Empresa </th><th> Número de catálogo </th></tr><tr><td> DMEM </td><td> Sigma </td><td> D5671 </td></tr><tr><td> Gelatina </td><td> Merck </td><td> 1,04078 </td></tr><tr><td> Opti-MEM </td><td> Gibco </td><td> 31985 </td></tr><tr><td> TransIT-LT1 </td><td> Mirus </td><td> MIR2300 </td></tr><tr><td> 8 y μ-Diapositivas </td><td> ibidi </td><td> 80826 </td></tr></tbody></table>

photobleaching ensayos (frap y flip) para medir la dinámica de la cromatina de proteínas en células vivas madre embrionarias

Photobleaching Assays (FRAP &amp; FLIP) to Measure Chromatin Protein Dynamics in Living Embryonic Stem Cells

La recuperación de fluorescencia después de photobleaching (FRAP) y la pérdida de fluorescencia en photobleaching (FLIP) permiten el estudio de la dinámica de proteínas en las células vivas con una buena resolución espacial y temporal. Aquí se describe cómo llevar a cabo ensayos FRAP y FLIP de proteínas de la cromatina, como H1 y HP1, en madre embrionarias de ratón (ES) las células. En un experimento FRAP, las células son transfectadas, ya sea transitoria o estable, con una proteína de interés fusionada con la proteína verde fluorescente (GFP) o sus derivados (YFP, PPC, cerezo, etc.) En las células transfectadas, fluorescentes, un intenso haz de láser enfocado blanqueadores una región relativamente pequeña de interés (ROI). La longitud de onda se selecciona de acuerdo a la proteína fluorescente utilizado para la fusión. La luz del láser irreversiblemente blanquea la señal fluorescente de moléculas en el retorno de la inversión, e inmediatamente después de blanqueo, la recuperación de la señal fluorescente en la zona blanqueada - mediado por la sustitución de las moléculas de blanqueado con las moléculas de crudo - se vigila por medio de imágenes de lapso de tiempo. Las curvas de fluorescencia generada recuperación de proporcionar información sobre la movilidad de la proteína. Si las moléculas fluorescentes son inmóviles, no hay recuperación de fluorescencia se observó. En un enfoque complementario, la pérdida de fluorescencia photobleaching (FLIP), el rayo láser blanquea el mismo lugar varias veces y la intensidad de la señal se mide en otras partes de la célula de fluorescencia. Experimentos FLIP por lo tanto, medir la descomposición de la señal en lugar de la recuperación de la fluorescencia y son útiles para determinar la movilidad de proteínas, así como proteínas y venir entre los compartimentos celulares. Unión transitoria es una característica común de las proteínas asociadas a la cromatina. Aunque la mayor fracción de cada proteína de la cromatina se une a la cromatina en un momento dado en el estado estacionario, la unión es temporal y la mayoría de las proteínas de la cromatina tienen una alta rotación en la cromatina, con un tiempo de residencia en el orden de segundos. Estas propiedades son cruciales para la generación de alta plasticidad en la expresión del genoma 1. Photobleaching experimentos son particularmente útiles para determinar la plasticidad de la cromatina mediante la fusión GFP-versiones de la cromatina proteínas estructurales, especialmente en las células madre embrionarias, donde el intercambio dinámico de las proteínas de la cromatina (incluyendo la proteína de heterocromatina 1 (HP1), la histona H1 y enlazador histonas) es mayor que en las células diferenciadas 2,3.

Se describen los métodos de photobleaching incluyendo recuperación de fluorescencia después de photobleaching (FRAP) y la pérdida de fluorescencia en photobleaching (FLIP) para controlar la dinámica de la cromatina de proteínas en células madre embrionarias (ES) las células. Dinámica de la cromatina proteína, que es considerado como uno de los medios para estudiar la plasticidad de la cromatina, es mayor en las células pluripotentes.

Photobleaching ensayos (FRAP y FLIP) para medir la dinámica de la cromatina de proteínas en células vivas madre embrionarias

La recuperación de fluorescencia después del fotoblanqueo (FRAP) y la pérdida de fluorescencia en el fotoblanqueo (FLIP) permiten estudiar la dinámica de las proteínas en células vivas con...

El objetivo general del siguiente experimento es monitorear la dinámica de las proteínas de la cromatina en células madre embrionarias. Esto se logra mediante la transfección de células ESL con ADN plasmídico que codifica una fusión GFP para expresar una proteína de la cromatina marcada con fluorescencia en las células transfectadas; luego, se realiza FRAP o FLIP para medir la recuperación o pérdida de fluorescencia. Tras el fotoblanqueamiento, se monitorea el comportamiento dinámico de la proteína y se determinan las fracciones móviles e inmóviles de la proteína.Se obtienen resultados que muestran diferencias en la dinámica de las proteínas de la cromatina basadas en ensayos FRAP y FLIP. La principal ventaja de esta técnica frente a los métodos existentes, como la extracción de proteínas de la cromatina mediante detergentes salsa, es que se aplica a células vivas individuales. Por lo tanto, se observa en tiempo real la asociación entre la cromatina y las proteínas de la cromatina, y se puede determinar la heterogeneidad dentro de una población dada.Comience por sembrar fibroblastos embrionarios de ratón o células meth utilizando técnica estéril. En una campana de cultivo, prepare

photobleaching-assays-frap-flip-to-measure-chromatin-protein-dynamics

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Investigación

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Biología

FRAP se ha utilizado para cuantificar la movilidad de la proteína verde fluorescente (GFP) de etiquetado proteínas en células cultivadas. Se examinaron las fracciones móviles / inmóviles de la GFP mediante el análisis del porcentaje de recuperación después de fluorescencia photobleaching. En este estudio, FRAP llevó a cabo en las espinas de las neuronas del hipocampo.

La recuperación de fluorescencia después de photobleaching (FRAP) de fluorescencia de proteínas marcadas en las espinas dendríticas de las neuronas del hipocampo cultivadas

ARN polimerasa II cinética de transcripción se miden en genes específicos en células vivas. ARNm transcrito a partir del gen de interés están marcados con fluorescencia y el uso de recuperación de fluorescencia después de photobleaching (FRAP), la vivo en la cinética de la elongación de la transcripción se obtienen.

La medición de la cinética de la transcripción de ARNm en las células vivas solo

Se describe aquí el uso de una variante de proteína fluorescente verde sensible al pH, pHluorin, para estudiar la dinámica espacio-temporal de los receptores de guía de axones que se trafficking en la superficie celular. El receptor marcado con pHluorin se expresa tanto en cultivo celular como in vivo,utilizando la electroporación del embrión de pollito.

Uso De pHluorin Para Evaluar La Dinámica De Los Receptores De Orientación Axón En El Cultivo Celular Y En El Embrión De Polluelo

La cuestión de cómo los reguladores y los estados de la cromatina cromatina afecta al genoma in vivo es fundamental para nuestra comprensión de cómo los primeros se toman las decisiones del destino celular en el embrión en desarrollo. Chip-Sec-el método más popular para investigar las características de la cromatina en un nivel se describe aquí mundial para los embriones de Xenopus.

Instantánea de todo el genoma de los Reguladores de la cromatina y los Estados en<em&gt; Xenopus</em&gt; Los embriones por chip-Sec

Imágenes de la morfogénesis de los embriones de insectos con microscopía de fluorescencia basada en la hoja de luz se ha convertido en estado de la técnica. Este protocolo describe y compara tres técnicas de montaje adecuadas para los embriones Tribolium castaneum, introduce dos nuevos líneas transgénicas medida muy adecuado para imágenes en vivo, discute los controles de calidad esenciales e indica limitaciones experimentales actuales.

Microscopía de fluorescencia de vida o fijadas y teñidas a base de hoja de luz<em&gt; Tribolium castaneum</em&gt; Los embriones

Microirradiation láser es una herramienta útil para estudios de reparación del ADN en las células vivas. Se muestra un enfoque metodológico para el uso de láseres de rayos UVA para inducir varias lesiones del ADN. Hemos optimizado un método para microirradiation local que mantiene el ciclo normal de la célula; así, las células irradiadas proceden a través de mitosis.

Avanzadas técnicas de Microscopía Confocal para estudiar las interacciones proteína-proteína y cinética en las lesiones del ADN

Flojedad de cromatina parece estar involucrada en el desarrollo potencial de blastómeros. Sin embargo, no se sabe si flojedad de la cromatina puede utilizarse como un índice confiable para el potencial desarrollo de embriones. Aquí, se ha descrito un sistema experimental en el que pueden desarrollar cigotos evaluados flojedad de cromatina a término.

Recuperación de fluorescencia cigóticos después del blanqueamiento foto análisis de cromatina holgura que permite el desarrollo del Full-term

Describimos cómo técnicas de micro - y Fotomanipulación como FRAP y fotoactivación permiten la determinación de los parámetros de motilidad y la dinámica espacio-temporal de las proteínas a migración de las células. Lecturas experimentales incluyen la dinámica subcelular y facturación de los reguladores de la motilidad o subyacente del citoesqueleto de actina.

Técnicas de micromanipulación que permite el análisis de las dinámicas morfogenéticas y facturación de los reguladores citoesqueléticos

Aquí, presentamos un protocolo para el uso simultáneo de Förster Resonancia Sensores de tensión basado en la transferencia de energía para medir recuperación de carga y de la fluorescencia de la proteína después de photobleaching para medir la dinámica de la proteína que permite la medida de fuerza-sensible dinámica de proteínas dentro de células vivas.

Medición de la proteína sensible a la fuerza dinámica en células vivas usando una combinación de técnicas fluorescentes

Reportamos la electroporación del ARN mensajero (ARNm) como un método que permite la expresión rápida y eficiente de múltiples proteínas en el sistema modelo de embriones de codorniz. Este método se puede utilizar para etiquetar fluorescentes las células y registrar sus movimientos in vivo mediante microscopía de lapso de tiempo poco después de la electroporación.

Expresión rápida y eficiente de múltiples proteínas en embriones aviares utilizando la electroporación de ARNm

Este proceso utiliza microscopía confocal junto con un núcleo marcado fluorescentemente y una línea de marcadores de cromatina en Arabidopsis thaliana para registrar simultáneamente la dinámica del núcleo y la cromatina en raíces de Arabidopsis e investigar cambios en estas dinámicas en respuesta a señales de desarrollo y ambientales.

Imagen cuantitativa de células vivas de la forma nuclear y la dinámica de la cromatina durante el desarrollo y el estrés ambiental en la raíz de Arabidopsis thaliana

Aprende a medir la dinámica de proteínas de cromatina en células madre embrionarias vivas mediante técnicas FRAP y FLIP. Este método permite observar la plasticidad cromatínica en tiempo real.

Photobleaching ensayos (FRAP y FLIP) para medir la dinámica de la cromatina de proteínas en células vivas madre embrionarias

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