Name: Inyección de insulina y extracción hemolinfa para medir la sensibilidad a la insulina en adultos Drosophila melanogaster /em (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-06-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 52 s
Description: Aprende a medir la sensibilidad a la insulina en Drosophila melanogaster mediante inyección de insulina y extracción de hemolinfa. Este método permite evaluar el aclaramiento de glucosa y estudiar trastornos metabólicos.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Este trabajo fue apoyado por subvenciones del Servicio Nacional de YW.CF (AG21068, AG31086).

1. La insulina preparación de la solución <ol><li> Prepare una solución fresca insulina bovina mediante la disolución de la insulina en PBS para alcanzar la concentración de 0,01 mg / ml. Tanto la insulina / PBS PBS y soluciones de control deben ser mantenidos en hielo durante todo el procedimiento de inyección. Estas soluciones deben prepararse con 0,5% (v / v) FD &amp; C Azul no. Un colorante de alimentos. </li></ol> 2. Aguja de preparación y la inyección Puesta en marcha <ol><li> Prepare agujas capilares de vidrio utilizando una micropipeta puller.The siguientes ajustes extractor producir agujas de calidad suficiente para la inyección: Heat, 345; Pull, 210; velocidad, 100; Tiempo, 200 (100 ms). Agujas recién sacó deben ser debilitados por presionando la punta a través de un tejido Kimwipe. Este proceso elimina el embotamiento de punta alargada de alta resistencia y produce una punta más gruesos con un diámetro de poro más grande. </li><li> Coloque las agujas punta roma en un tubo de microcentrífuga que contiene la insulina / PBS o solución de PBS. Capilar resultados de la acción en la parte trasera de llenado de cada aguja. Observe la punta de la aguja bajo un microscopio estereoscópico para asegurar que no queden burbujas de aire o restos aparecer en la punta. Deseche las agujas que no se llenen limpiamente. </li><li> Insertar las agujas se introducen en el porta-agujas manual de microinyector y la posición del titular de la aguja con un micromanipulador para que la punta de la aguja es visible a través de un microscopio estereoscópico. Aplique una presión positiva en la columna de líquido en la aguja girando el manual de perilla microinyector micrómetro unido al émbolo de la jeringa microinyector. </li><li> Verifique que la presión suficiente para el desplazamiento del fluido se ha aplicado al tocar un Kimwipe a la punta de la aguja y la confirmación de flujo de fluidos. </li><li> Una vez que la aguja ha sido preparado para la inyección, colocar una tabla de calibración para el eje de la aguja con cinta adhesiva transparente, y llevar la punta de la aguja en el foco a través de un microscopio estereoscópico con 20X. </li></ol> 3. Preparación volar <ol><li> Diez días de edad, las moscas hembras se utilizan para los experimentos de inyección. Recoger las moscas dentro de las 24 h de la eclosión. Anestesiar a las moscas con CO 2 humidificado en un cojín de gas, tipo de hombres y mujeres moscas a cabo en viales que contienen el patrón o la dieta para el tratamiento. Mantener las moscas hembras en dietas experimentales por 10 días. </li><li> En el décimo día después de la eclosión y la separación de las dietas experimentales, la transferencia de las moscas de sus alimentos que contienen los viales a los viales que contiene un tapón de 5 ml de 2% de agar y matarlos de hambre de 12 a 16 h. </li><li> Transferencia de las moscas de hambre viales que contienen 10% de filtros de la glucosa en remojo durante una hora antes de la inyección de insulina. </li><li> En pocas palabras anestesiar a las moscas con CO 2 humidificado glucosa después de comer y después inmovilizar frío en hielo. </li></ol> 4. Procedimiento de inyección <ol><li> Pellizque suavemente una mosca en frío inmovilizado con un par de pinzas finas y mantenerlo cerca de la punta de la aguja de modo que la punta es adyacente a la región anterior del lado izquierdo del tórax de la mosca. Llevar las dos de la punta de la aguja y el tórax de la mosca en el foco bajo el microscopio estereoscópico. </li><li> Suavemente mueva la marcha hacia la punta de la aguja de modo que la punta de la aguja toca el centro de la protuberancia de la región prescutum izquierda del tórax de la mosca (Fig. 1). Una vez que el vuelo esté debidamente orientados y alineados con la punta de la aguja, continuar avanzando en la marcha en la aguja de modo que la aguja empala el centro de la prescutum. </li><li> Aplicar presión positiva si es necesario mediante la mejora de émbolo de la jeringa con perilla micromanipulador la microinyector hasta 0,1 l de fluido se inyecta en la marcha. El flujo de líquido en hemocele de la mosca impartirá un color azul al lado izquierdo del tórax anterior. De vez en cuando hay que retirar y avanzar varias veces para desalojar cualquier obstrucción punta de la aguja y permitir el flujo de fluido. </li><li> Permitir moscas inyectadas a recuperarse en los viales de agar al 2% para los puntos de tiempo determinado antes de la extracción de hemolinfa. </li></ol> 5. Hemolinfa Colección <ol><li> En pocas palabras anestesiar las moscas con CO 2 humidificado en los puntos de tiempo deseado después de la inyección y la posición de cada vuelo dorsal-boca abajo en cinta de doble cara colocada en la superficie de una plataforma de CO 2. Organizar las moscas, incluso en las filas con cápsulas de la cabeza alineada. Se puede utilizar un aplicador de madera recortada para presionar por sus alas en la cinta adhesiva y asegurar la inmovilización. </li><li> Una vez que las moscas se fija a la cinta, sujete cada trompa mosca con unas pinzas finas y tire de él hacia la región ventral y posterior de la mosca de manera que la parte frontal de la cápsula de la cabeza es visible a través del microscopio estereoscópico. </li><li> Con la otra mano y mientras mantiene la trompa en su lugar, perfore el centro de la cápsula de la cabeza justo encima de la sutura ptilinal utilizando una aguja de tungsteno agudo (Fig. 2). Hay que tener cuidado de no insertar la aguja demasiado lejos ya que es fácil de perforar la punta de la aguja a través del otro lado de la cápsula de la cabeza y, posteriormente, perder control de flujo de hemolinfa. Punción todas las moscas en un grupo de la inyección antes de recoger la hemolinfa. </li><li> Una vez que la cápsula de la cabeza ha sido perforado, use un aplicador de madera recortada para aplicar suavemente presión sobre el abdomen de la mosca. Puede ser útil para rodar la marcha más de lo que se apoya en su parte ventral al aplicar presión. Este procedimiento produce una gota de hemolinfa en el sitio de punción cabeza cápsula. </li><li> Toque uno de los extremos de un tubo capilar se 1μl a la gota de hemolinfa emergentes del sitio de la punción cabeza cápsula. La hemolinfa se entre en el tubo a través de la acción capilar. Determinar y registrar la cantidad de hemolinfa recogidos por el control de la columna de líquido dentro del tubo capilar con una tabla de volumen se graduó. </li></ol> 6. Hemolinfa la determinación de glucosa <ol><li> Expulsión de las muestras de hemolinfa en pocillos de la microplaca con 100 l de reactivo de glucosa Infinity. Mantenga la placa de hielo durante la carga de las muestras de hemolinfa. </li><li> Establecer una curva estándar de carga por separado cada una l de soluciones de reserva de glucosa en 50 mM, 25 mm, 12,5 mm, y 6.25mM 3.125mM. </li><li> Incubar las muestras a 37 ° C durante 10 minutos. </li><li> Detectar la absorbancia a 340 nm. </li><li> Cuenta para el volumen de la hemolinfa recogidos y determinar la concentración de glucosa en la muestra sobre la base de la curva estándar con concentraciones de glucosa conocidos. </li></ol> 7. Resultados representante Una respuesta típica de tolerancia a la insulina se detecta en la insulina inyectada moscas cuando se detecta un descenso en los niveles circulantes de glucosa 15 minutos después de la inyección. Por el contrario, esa respuesta no se ve en las moscas de PBS inyectado (Fig. 3). Esta respuesta en la utilización de glucosa periférica continúa en la insulina inyectada vuela hasta 30 minutos después de la inyección. En forma rutinaria extraer 0.2-0.5 l de la hemolinfa por 4-5 moscas en cada grupo de la inyección. Tres grupos de inyección se incluyen en cada experimento. <img src="/files/ftp_upload/2722/2722fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. El lado izquierdo del tórax que muestra Drosophila sitio inserción de la aguja (Modificado de Demerec, 1950) 7. Insertar la aguja en el centro de la prescutum en la región anterior, dorsal del lado izquierdo del tórax. <img src="/files/ftp_upload/2722/2722fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Vista frontal de la cabeza de Drosophila que muestra la ubicación de punción para la extracción de hemolinfa (Modificado de Demerec, 1950) 7. Perforar la cápsula de la cabeza con una sonda de tungsteno finamente afiladas en el centro de la cápsula de la cabeza justo encima de la sutura ptilinal. <img src="/files/ftp_upload/2722/2722fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Una respuesta típica de tolerancia a la insulina detectada en el control de moscas adultas. Control de moscas w 1118 fueron inyectados con insulina bovina (1 ng en PBS) o PBS. Las moscas en los grupos de replicar fueron autorizados a recuperar los minutos 0, 15 ó 30 y niveles de glucosa circulante se midieron.

<ol><li>Rulifson, E. J., Kim, S. K., Nusse, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ablation+of+insulin-producing+neurons+in+flies%3A+growth+and+diabetic+phenotypes%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Ablation of insulin-producing neurons in flies: growth and diabetic phenotypes.</a> Science. 296, 1118-1118 (2002).</li>
<li>Kim, S. K., Rulifson, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Conserved+mechanisms+of+glucose+sensing+and+regulation+by+Drosophila+corpora+cardiaca+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Conserved mechanisms of glucose sensing and regulation by Drosophila corpora cardiaca cells.</a> Nature. 431, 316-316 (2004).</li>
<li>Broughton, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longer+lifespan%2C+altered+metabolism%2C+and+stress+resistance+in+Drosophila+from+ablation+of+cells+making+insulin-like+ligands%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Longer lifespan, altered metabolism, and stress resistance in Drosophila from ablation of cells making insulin-like ligands.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 102, 3105-3105 (2005).</li>
<li>Haselton, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Partial+ablation+of+adult+Drosophila+insulin-producing+neurons+modulates+glucose+homeostasis+and+extends+life+span+without+insulin+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Cycle%22%5BJournal%5D)">Partial ablation of adult Drosophila insulin-producing neurons modulates glucose homeostasis and extends life span without insulin resistance.</a> Cell Cycle. 9, 3063-3063 (2010).</li>
<li>Haselton, A. T., Fridell, Y. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adult+Drosophila+melanogaster+as+a+model+for+the+study+of+glucose+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Aging+%28Albany+NY%29%22%5BJournal%5D)">Adult Drosophila melanogaster as a model for the study of glucose homeostasis.</a> Aging (Albany NY). 2, 523-523 (2010).</li>
<li>Belgacem, Y. H., Martin, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disruption+of+insulin+pathways+alters+trehalose+level+and+abolishes+sexual+dimorphism+in+locomotor+activity+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Disruption of insulin pathways alters trehalose level and abolishes sexual dimorphism in locomotor activity in Drosophila.</a> J Neurobiol. 66, 19-19 (2006).</li>
<li>Demerec, M. Biology of Drosophila. , John Wiley & Sons. New York. (1950).</li>
</ol>

La técnica descrita en este informe es potencialmente útil en cualquier estudio que investiga los procesos fisiológicos que resulta en alteraciones detectables en la composición de la hemolinfa de Drosophila. Mediante la combinación de la inyección y recolección de la hemolinfa de esta manera, es posible determinar los efectos inmediatos fisiológicamente relevantes de un determinado tratamiento experimental o manipulación. La principal ventaja de esta &quot;sangría&quot; técnica en la recolección de la hemolinf...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nombre del reactivo / equipo </th><th> Empresa </th><th> Número de catálogo </th></tr><tr><td> Insulina bovina </td><td> Sigma </td><td> I5500 </td></tr><tr><td> Infinito reactivo de glucosa </td><td> Thermo Electron Corporation </td><td> TR1541 </td></tr><tr><td> Manual microinyector </td><td> Sutter Instrumento </td><td></td></tr><tr><td> P-87 Flamming / Brown micropipeta extractor </td><td> Sutter Instrumento </td><td></td></tr><tr><td> Un solo cuerpo de vidrio de borosilicato capilares </td><td> AM Sistemas </td><td> 626000 </td></tr><tr><td> FD &amp; C Azul N º 1 </td><td> McCormick &amp; Company </td><td></td></tr><tr><td> Un tubo capilar se l </td><td> Drummond </td><td></td></tr><tr><td> Tres ejes manual de micromanipulador y la base </td><td> Mundial de Instrumentos de Precisión </td><td></td></tr></tbody></table>

inyección de insulina y extracción hemolinfa para medir la sensibilidad a la insulina en adultos drosophila melanogaster</em

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserva los mecanismos de detección de nutrientes existen entre los mamíferos y mosca de la fruta que se asemeja péptidos de mamíferos insulina y el glucagón, respectivamente, la función de mantener la homeostasis de la glucosa durante el desarrollo de 1,2 estadios larvarios. Los estudios sobre las moscas adultas en gran medida post-mitótico han puesto de manifiesto la perturbación de la homeostasis de la glucosa como resultado de la ablación genética de la insulina-like peptide (ILP) que producen las células (IPC) 3. Por lo tanto, las moscas adultas frutas son una gran promesa como un sistema modelo adecuado genética de los trastornos metabólicos como la diabetes tipo II. Para seguir desarrollando el sistema de mosca de la fruta, comparable pruebas fisiológicas para medir la tolerancia a la glucosa y la sensibilidad a la insulina en los mamíferos se debe establecer. Con este fin, recientemente se ha descrito un nuevo procedimiento para medir la respuesta de tolerancia oral a la glucosa en la mosca adulta y han demostrado la importancia de la IPC para adultos en el mantenimiento de la homeostasis de la glucosa 4,5. Aquí, se ha modificado el procedimiento descrito anteriormente para la inyección de insulina 6 y lo combinó con un método de extracción de hemolinfa novela para medir la sensibilidad periférica a la insulina en la mosca adulta. Excepcionalmente, el protocolo permite dirigir las mediciones fisiológicas de la capacidad de la mosca adulta de disponer de una carga de glucosa periférica tras la inyección de insulina, una metodología que hace que sea factible para caracterizar mutantes señalización de la insulina y las posibles intervenciones que afectan la tolerancia a la glucosa y la sensibilidad a la insulina en la mosca adulta.

Señalización de la insulina conserva las vías se encuentran en la mosca de la fruta<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Hacer de este organismo una herramienta potencial para el modelado de los trastornos metabólicos como la diabetes tipo II. Con este fin, es fundamental para establecer pruebas fisiológicas para medir efectivamente la acción sistémica a la insulina en la utilización de glucosa periférica en la mosca adulta.

Inyección de insulina y extracción hemolinfa para medir la sensibilidad a la insulina en adultos Drosophila melanogaster</em

Existen mecanismos conservados de detección de nutrientes entre los mamíferos y la mosca de la fruta, donde péptidos similares a la insulina y al glucagón de los mamíferos, respectivamente, funcionan...

El objetivo general de este procedimiento es medir los efectos de la insulina inyectada sobre los niveles de glucosa en la hemolinfa de drosophila melanogaster adulta. Esto se logra primero permitiendo que las moscas ayunadas ingieran una solución concentrada de glucosa. El segundo paso del procedimiento consiste en inyectar insulina en moscas alimentadas con glucosa.El tercer paso del procedimiento consiste en recolectar una muestra de hemolinfa no contaminada. El paso final del procedimiento es determinar la concentración de glucosa en la hemolinfa. En última instancia, se pueden obtener resultados que demuestran que la insulina exógena facilita la eliminación de glucosa en Esof la Melan gaster mediante espectrometría.La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como la sangría por decapitación de adultos es que este procedimiento minimiza el contenido intestinal. Contaminación de la muestra de linfa hémica. Recolecte moscas dentro de las 24 horas posteriores a la oclusión, anestesiándolas con dióxido de carbono humidificado. Separe las moscas hembra y colóquelas en viales que contienen dieta estándar.Deje que las moscas envejezcan durante 10 días. Después de 10 días, transfiera las moscas a viales que contengan un tapón de 5 mililitros de aros al 2% y ayúnelas durante 12 a 16 horas. Transfiera las moscas ayunadas a viales que contengan papel de filtro empapado en glucosa al 10% durante una hora antes de la inyección de insulina; para preparar la solución de insulina para inyección, disuelva insulina bovina en solución salina tamponada con fosfato hasta una concentración final de 0,01 miligramos por mililitro.Prepare también una solución control que contenga solo PBS. Añada colorante alimentario azul a ambas soluciones, la de insulina y la control, hasta una concentración final de 0,5 % y mantenga ambas soluciones en hielo durante todo el procedimiento. Embotar las puntas de las agujas de vidrio recién preparadas presionándolas a través de una toalla Kim.Para crear una punta resistente con un diámetro de poro más grande, coloque la punta romada de la aguja hacia arriba dentro de un tubo microcentrífugo que contenga la solución de insulina o la solución control, y permita que la acción capilar rellene las agujas desde atrás. Revise cada aguja en busca de burbujas bajo un microscopio estereoscópico y deseche aquellas que no se hayan llenado uniformemente. Inserte las agujas llenas en el portaagujas del microinyector manual y coloque el portaagujas con un micromanipulador de modo que la punta de la aguja sea visible a través de un microscopio estereoscópico.Aplique presión positiva sobre la columna de fluido en la aguja girando el botón micrométrico conectado al émbolo de la jeringa microinyectora. Toque la punta de la aguja con una toallita química para verificar una presión suficiente para el flujo de fluido. Una vez que la aguja haya sido preparada para la inyección, fije una tabla de calibración al vástago de la aguja con cinta transparente y enfoque la punta de la aguja mediante un microscopio estereoscópico con una ampliación de 20 x.Anestesie brevemente las moscas alimentadas con glucosa con dióxido de carbono humedecido y colóquelas sobre una placa con hielo para continuar la anestesia bajo el microscopio estereoscópico. Tome una mosca con un par de pinzas finas y sosténgala cerca de la aguja de modo que la punta quede adyacente a la región anterior del lado izquierdo de la mosca. Enfoque simultáneamente la punta de la aguja y el tórax de la mosca.Mueva suavemente la mosca hacia la punta de la aguja para que esta toque el centro de la protuberancia de la región presum del lado izquierdo de la mosca. Continúe avanzando el tórax de la mosca sobre la aguja para que esta atraviese el centro del presum. Aplique presión positiva avanzando el émbolo de la jeringa con el botón del micromanipulador del microinyector hasta 0,1.Se ha inyectado un microlitro de la solución de insulina o de la solución control en la mosca. La inyección conferirá un color azul al lado izquierdo del tórax anterior. Permita que las moscas inyectadas se recuperen en grupos replicados en Aros al 2% durante cero, 15 y 30 minutos antes de la extracción del hemolinfa y fije un trozo de cinta de doble cara en la almohadilla de dióxido de carbono durante el tiempo.Anestesie los grupos cero y colóquelos sobre la cinta con el lado dorsal hacia abajo, en filas uniformes y con las cápsulas cefálicas alineadas. Una vez que las moscas estén fijadas a la cinta, sujete el probóscide de una mosca con pinzas finas y tire suavemente hacia la región ventral y luego posterior, de modo que quede visible la parte frontal de la cápsula cefálica. Mientras mantiene el probóscide en posición, punzónela la cápsula cefálica por encima de la sutura frontal utilizando una aguja fina de tungsteno, teniendo cuidado de no atravesar completamente la cabeza.Después de que todas las moscas hayan sido perforadas, utilice un aplicador de madera recortado para aplicar presión suave sobre el abdomen de la mosca. Esto producirá una pequeña gota de hemolinfa en el sitio de perforación de la cápsula cefálica. Toque el extremo de un tubo capilar micro de un microlitro con la gota de hemolinfa.Determine y registre la cantidad de hemolinfa recolectada verificando la columna de líquido dentro del tubo capilar contra una tabla de volumen graduado; mediante un espectrofotómetro, detecte la absorbancia a 340 nanómetros y determine la concentración de glucosa. Las moscas tratadas con la solución de insulina bovina mostraron niveles reducidos de glucosa en la hemolinfa a los 15 y 30 minutos posteriores a la inyección, en comparación con las moscas inyectadas con la solución control. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo inyectar pequeños volúmenes de solución en drosófila adulta, cómo extraer hemolinfa de drosófila adulta y cómo determinar la concentración de glucosa en la hemolinfa de drosófila adulta siguiendo este procedimiento.Se pueden realizar otros experimentos, como la concentración de proteínas, su determinación y la determinación de la concentración de triglicéridos en hemolinfa, para responder preguntas como: ¿cómo afecta la insulina a aspectos relacionados del metabolismo de nutrientes en Drosophila adulta?

insulin-injection-hemolymph-extraction-to-measure-insulin-sensitivity

Research

Investigación

JoVE Journal

Biology

Biología

Hemocitos Drosophila se dispersan sobre la totalidad del embrión en desarrollo. Este protocolo demuestra cómo montar y la imagen de estas migraciones el uso de embriones con hemocitos marcados con fluorescencia.

Imágenes en directo de Drosophila melanogaster Migraciones hemocitos embrionarias

Este video describe cómo realizar una inyección de moscas adultas vivas e incluye un protocolo de ejemplo en el que se inyectan partículas marcadas y azul de tripano en el abdomen de las moscas para analizar la fagocitosis.

Inyección de moscas Drosophila adultas: un método de administración de compuestos o etiquetas

La hemolinfa de Drosophila sirve como sangre y líquido intersticial, circulando por todo el cuerpo durante las etapas de larva y adulto. En este vídeo se describe un protocolo de recogida de hemolinfa larvaria con el fin de cuantificar las células circulantes.

Disrupción de la cutícula: un método para recolectar hemolinfa de larvas de Drosophila

Este artículo describe un método para la medición de la oxidación del combustible en Drosophila melanogaster en el que se alimentan a moscas con trazas de sustratos metabólicos radiomarcados específicos. Se recoge y mide elCO2 radiomarcado exhalado que se produce a partir de la oxidación del combustible.

La medición de la producción de dióxido de carbono a partir de sustratos radiomarcados en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

El ensayo CApillary FEeder (CAFE) es un método sencillo, económico y altamente fiable para investigar los mecanismos que subyacen a la ingesta de alimentos. Utilizado con el organismo modelo genético altamente versátil Drosophila melanogaster, proporciona un poderoso medio para obtener nuevos conocimientos sobre los mecanismos reguladores de la ingesta de alimentos.

El alimentador de ensayo capilar para analizar el consumo de alimentos en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Este método muestra cómo visualizar la invasión del patógeno en las células de los insectos con modelos tridimensionales (3D). Hemocitos de larvas de Drosophila estaban infectadas con patógenos virales o bacterianos, o ex vivo o en vivo. Hemocitos infectados luego fijados y teñidos para la proyección de imagen con un microscopio confocal y la posterior reconstrucción celular 3D.

Extracción de hemocitos de larvas de Drosophila melanogaster para infección microbiana y análisis

Este papel describe un protocolo para ex vivo calcio la proyección de imagen del cerebro de Drosophila . En este método, compuestos naturales o sintéticos pueden aplicarse en el búfer para poner a prueba su capacidad para activar las neuronas particular en el cerebro.

Ex Vivo Proyección de imagen de calcio para la visualización de las respuestas cerebrales a la señalización endocrina en Drosophila

Este protocolo describe un ensayo de fagocitosis in vivo en adultos de Drosophila melanogaster para cuantificar fagocito reconocimiento y liquidación de las infecciones microbianas.

Evaluar el Cellular la respuesta inmune de la mosca de la fruta, Drosophila melanogasterutilizando un ensayo de fagocitosis en Vivo

La integridad de la barrera hematoencefálica es fundamental para la función del sistema nervioso. En Drosophila melanogaster, la barrera hematoencefálica se forma por células gliales durante la embriogénesis tardía. Este protocolo describe los métodos para el ensayo para la formación y el mantenimiento de barreras hematoencefálicas en embriones D. melanogaster y larvas de tercera estrella.

Ensayo para la integridad de la barrera hematoencefálica en Drosophila melanogaster

Este protocolo describe un ensayo in vivo de fagocitosis utilizado para evaluar y cuantificar la capacidad de los hemocitos de Drosophila melanogaster jóvenes y envejecidos a las bacterias fagocitosas..

Evaluación de la capacidad fagocítica específica por edad de los hemocitos de Drosophila melanogaster adultos utilizando un ensayo de fagocitosia In Vivo

Las moscas adultas de Drosophila melanogaster se han utilizado ampliamente como organismos modelo para investigar los mecanismos moleculares subyacentes a las respuestas inmunes innatas antimicrobianas del huésped y las estrategias de infección microbiana. Para promover la etapa de larva de D. melanogaster como un sistema modelo adicional o alternativo, se describe una técnica de inyección larvaria.

Drosophila melanogaster Protocolo de inyección de larvas

Aprende a medir la sensibilidad a la insulina en Drosophila melanogaster mediante inyección de insulina y extracción de hemolinfa. Este método permite evaluar el aclaramiento de glucosa y estudiar trastornos metabólicos.

Inyección de insulina y extracción hemolinfa para medir la sensibilidad a la insulina en adultos Drosophila melanogaster

Explorar más videos