Name: Métodos de evaluación de ECG de los indicadores de riesgo cardiaco, y la susceptibilidad a arritmias inducidas por aconitina en ratas después de Estado epiléptico (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-05T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 28 s
Description: Aprende a evaluar la función cardíaca eléctrica y la susceptibilidad a arritmias ventriculares en ratas tras estado epiléptico mediante ECG. Este método permite identificar riesgos de muerte súbita cardíaca.

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Esta investigación fue financiada por una beca de las Naciones Unidas para la Investigación de los ciudadanos en la Epilepsia (CURE) de SLB.

<p class="jove_title"&gt; 1. Materiales para construir</p&gt;<ol&gt;<li&gt; Un catéter de la vena yugular se construye a partir de una pieza (100 mm) de tubería de polietileno PE-50, biselada en un extremo, y se rellena con solución salina con heparina (50 U de heparina / ml de solución salina).</li&gt;<li&gt; Los electrodos de ECG se construyen a partir de dos longitudes de 100 mm de alambre de plata aislado (30AWG). Uno de los extremos de ambos cables se elimina y se sueldan a una microconnector, y el aislamiento se tuerce para formar un tercer cable que se utiliza como base. Cinco milímetros de aislamiento se extrae del extremo distal de los cables y se desecha.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 2. La implantación de catéter de la vena yugular</p&gt;<ol&gt;<li&gt; Se anestesia al animal mediante la administración de uretano, ip (1,2 g / kg).</li&gt;<li&gt; Comprobar con regularidad (intervalos de 10 minutos) la profundidad de la anestesia mediante la evaluación de la respuesta de retirada del pedal y / o reflejos oculares. Si es necesario, complementar la anestesia.</li&gt;<li&gt; Después de que el animal está en el plano adecuado de anestesia, se afeitan el lado derecho del cuello de la clavícula hasta el mentón.</li&gt;<li&gt; Haga una incisión longitudinal (10-15 mm) en la piel sobre la arteria carótida y abrir la incisión.</li&gt;<li&gt; Utilización de técnicas de disección roma, se extendió el músculo subyacente para localizar y aislar la vena yugular derecha.</li&gt;<li&gt; Coloque dos piezas de seda quirúrgica (# 2) en la vena yugular, y la posición de los puntos de sutura en las partes más rostral y caudal de la incisión. Lazo de la ligadura de interrumpir el flujo de rostral a través de la vena.</li&gt;<li&gt; Retirar la ligadura caudal para levantar el vaso de los tejidos subyacentes y hacer un pequeño corte. A continuación, inserte el extremo biselado de la heparina en aceite (50 U / ml de solución salina) catéter de polietileno PE-50 (100 mm de longitud), y avanzar en la punta de unos 8 mm para el nivel de la aurícula derecha.</li&gt;<li&gt; Con el fin de asegurar el catéter, la corbata de la ligadura caudal alrededor de los dos el buque y el catéter. Finalmente, cierra la herida con una herida o clips de sutura.</li&gt;<li&gt; Durante la implantación del catéter, el extremo opuesto está bien sujeta con una pinza hemostática o tapado para evitar el reflujo de sangre antes de la adhesión a una bomba de infusión.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 3. La implantación de electrodos CG</p&gt;<ol&gt;<li&gt; Colocar el animal sobre su espalda y afeitar el pecho.</li&gt;<li&gt; Para la colocación de los electrodos, hacer dos incisiones longitudinales (≈ 10 mm), una en la parte superior derecha y uno en los cuadrantes inferiores izquierdo del pecho, y sin la piel que recubre para exponer los músculos del tórax.</li&gt;<li&gt; Sutura uno de los expuestos de 5 mm puntas de los electrodos de alambre de plata en los músculos del tórax en cada una de las zonas expuestas, y colocar el electrodo de tierra por vía subcutánea.</li&gt;<li&gt; Cierre de las incisiones con grapas de la herida y conecte el microconnector en el dispositivo de grabación.</li&gt;<li&gt; Ajuste el animal suelto en una toalla para mantener la temperatura corporal durante el procedimiento.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 4. Registro del ECG</p&gt;<ol&gt;<liGrabaciones&gt; se realizan mediante un sistema de adquisición de datos Powerlab y el ordenador Macintosh o equipos similares / software (amplificada, 50X, filtrada, 1000-1000 Hz).</li&gt;<li&gt; Después de un período de 20-30 minutos de equilibrio, registro ECG durante 20 minutos.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 5. La inducción de arritmias ventriculares</p&gt;<ol&gt;<li&gt; Conecte el catéter de la vena yugular con una jeringa remoto colocado en una bomba de infusión programable.</li&gt;<li&gt; Iniciar la infusión de aconitina, a una tasa de administrar una dosis constante de 5 ug / kg / min durante 7 minutos.</li&gt;<liLa fibrilación&gt; ventricular Después o al final del periodo de perfusión, la eutanasia de los animales mediante un procedimiento aprobado.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 6. El análisis de ECG</p&gt;<ol&gt;<li&gt; El intervalo QT representa la duración total de la actividad eléctrica ventricular. Fig. 1 muestra un modelo de registro de ECG y la duración del intervalo QT. Calcular el tiempo medio entre el inicio de la onda Q y la terminación de la onda T para todos los latidos del corazón registrados en un intervalo de cinco minutos obtenida durante el período de 20 minutos de grabación.</li&gt;<li&gt; Para corregir el intervalo QT por las diferencias en la frecuencia cardíaca (QTc), utilice la fórmula de Bazett, QTc = QT / (RR)<sup&gt; ½</sup&gt;, Donde RR es el intervalo entre los latidos del corazón. El intervalo RR se calcula como la duración entre sucesivas ondas Q obtenidos durante el período analizado.</li&gt;<li&gt; La dispersión del QT (QTd) se calcula restando el QT mínimo del intervalo QT máximo registrado para cada animal.</li&gt;</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 7. Análisis de la variabilidad del ritmo cardíaco</p&gt;<ol<li&gt; Los programas de software (es decir, LabChart 7, ADInstruments, Inc.) que analizan la variabilidad de los intervalos RR obtenidos durante el período de análisis se utilizan para el cálculo automático de variación temporal y / o espectral de la frecuencia cardíaca.</li</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 8. Análisis de la susceptibilidad a las arritmias ventriculares</p&gt;<ol<li&gt; Calcular la latencia del inicio de la infusión de aconitina a la contracción ventricular prematura primero (PVC, fig. 2, Grupo 1), taquicardia ventricular (VT, Fig. 2, Grupo 2) y la fibrilación ventricular (FV, la figura 2. Panel 3 ).</li</ol&gt;<p class="jove_title"&gt; 9. Resultados representante</p&gt;<p class="jove_content"&gt; La figura. 3 ilustra una de las medidas de la VFC en el dominio espectral (Root Mean cuadrado de la desviación estándar del intervalo RR, RMSSD) en ratas control y en los animales que se sometieron a SE una semana antes de la prueba. Esta medida de la VFC, que representa los cambios en el control parasimpático de la función cardíaca<sup&gt; 26</sup&gt;, Es significativamente menor en los animales después de un estado epiléptico. Fig. 4 muestra que tanto el intervalo QT corregido (QTc, Grupo A) y la dispersión del intervalo QT (QTd, Grupo B) se incrementó significativamente dos semanas después de SE<sup&gt; 27</sup&gt;. En conjunto, estos datos predicen que la SE aumenta el riesgo de arritmias ventriculares. Esta predicción se confirma por el hallazgo de que los periodos de infusión de aconitina necesaria para inducir las arritmias experimental (PVC, TV, FV) observados en estos estudios fueron significativamente menores en los animales después de SE (Fig. 5)<sup&gt; 27</sup&gt;.</p&gt;<p class="jove_content"<img src="/files/ftp_upload/2726/2726fig1.jpg" alt="figure 1" /<br /<strong&gt; Figura 1.</strong&gt; Modelo de Registro de ECG de un latido del corazón normal con P, QRS y ondas T. El intervalo QT se calcula como el tiempo entre las líneas de puntos.</p&gt;<p class="jove_content"<img src="/files/ftp_upload/2726/2726fig2.jpg" alt="figure 2" /<br /<strong&gt; Figura 2. Grupo 1)</strongContracciones&gt; ventriculares prematuras (CVP) se aíslan las contracciones de los ventrículos (B) que se producen entre los latidos cardíacos normales (A). Grabaciones de PVC se caracteriza por la ausencia de ondas P y T.<strong&gt; Panel 2</strongTaquicardia&gt; ventricular (VT) es una serie de contracciones ventriculares múltiples (C) que se producen con los latidos del corazón no intervenir normal (A).<strong&gt; Panel 3</strongLa fibrilación&gt; ventricular (FV) es la falta de ritmo apreciable y no hay asociación entre QRS y ondas P (D).</p&gt;<p class="jove_content"<img src="/files/ftp_upload/2726/2726fig3.jpg" alt="figure 3" /<br /<strong&gt; Figura 3.</strong&gt; La media de la raíz cuadrada de la desviación estándar (RMSSD; ms) de los intervalos entre los latidos del corazón en ratas control y en los animales sometidos a estado de mal epiléptico (SE) 1 semana antes de la prueba. ** P &lt;0.01 en comparación con el control.</p&gt;<p class="jove_content"<img src="/files/ftp_upload/2726/2726fig4.jpg" alt="figure 4" /<br /<strong&gt; Figura 4.</strong&gt; La media de intervalo QT corregido (Grupo A) y la dispersión del intervalo QT (Grupo B) calculado a partir de registros de ECG obtenida de los animales de control (Cont.) y de ratas sometidas a estado de mal epiléptico (SE), dos semanas antes de la prueba. * P &lt;0,05 en comparación con cont. (Metcalf, et al., Am. J. Physiol. Corazón y Circ de 2009, Am Soc Physiol, usado con permiso de<sup&gt; 27</sup&gt;).</p&gt;<p class="jove_content"<img src="/files/ftp_upload/2726/2726fig5.jpg" alt="figure 5" /<br /<strong&gt; Figura 5.</strong&gt; Latencias (s) entre el inicio de la infusión de aconitina y la contracción primera ventricular prematura (CVP), taquicardia ventricular (TV) y fibrilación ventricular (FV) en los animales control (Cont.) y ratas sometidas a estado de mal epiléptico (SE) dos semanas antes de la prueba. * P &lt;0,05, ** p &lt;0,01 en comparación con cont. (Metcalf, et al., Am. J. Physiol. Corazón y Circ de 2009, Am Soc Physiol, usado con permiso de<sup&gt; 27</sup&gt;).</p&gt;

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Dos aspectos de los procedimientos descritos son de importancia crítica. En primer lugar, la velocidad de administración de aconitina para el corazón debe ser equivalente a través de los animales. Esto requiere la colocación consistente de las puntas de catéter de vena yugular en relación con el corazón, y un cuidadoso ajuste de la velocidad de infusión. La tasa de partos aconitina a los corazones deben ser iguales a fin de evaluar adecuadamente la aparición de arritmias ventriculares en relación con la susceptibilidad ...

métodos de evaluación de ecg de los indicadores de riesgo cardiaco, y la susceptibilidad a arritmias inducidas por aconitina en ratas después de estado epiléptico

Methods for ECG Evaluation of Indicators of Cardiac Risk, and Susceptibility to Aconitine-induced Arrhythmias in Rats Following Status Epilepticus

Arritmias cardíacas mortales contribuyen a la mortalidad en una serie de condiciones patológicas. Varios parámetros obtenidos de una manera no invasiva, electrocardiograma de fácil acceso (ECG) se han establecido, bien validados indicadores de pronóstico de riesgo cardíaco en pacientes que sufren de una serie de cardiopatías. Aumento del ritmo cardíaco, disminución de la variabilidad del ritmo cardíaco (HRV), y el aumento de la duración y la variabilidad de la actividad eléctrica cardíaca ventricular (intervalo QT) son indicativos de un mayor riesgo cardíaco 1-4. En modelos animales, es interesante comparar estos ECG derivados de las variables y la susceptibilidad a las arritmias inducidas experimentalmente. La infusión intravenosa de la aconitina agente arritmogénica ha sido ampliamente utilizada para evaluar la susceptibilidad a las arritmias en una serie de condiciones experimentales, incluyendo los modelos animales de depresión y la hipertensión 5 6, 7 y después del ejercicio la exposición a contaminantes del aire 8, así como la determinación de los antiarrítmicos eficacia de los agentes farmacológicos 9,10. Cabe señalar que la dispersión del intervalo QT en el ser humano es una medida de la variación del intervalo QT en el conjunto de los cables de un estándar de ECG de 12 derivaciones. En consecuencia, la medida de la dispersión del intervalo QT en el ECG de dos derivaciones en la rata se describe en este protocolo es diferente a la calculada a partir de registros de ECG humanos. Esto representa una limitación en la traducción de los datos obtenidos de los roedores a la medicina clínica humana. Estado de mal epiléptico (SE) es un ataque o una serie de convulsiones recurrentes continua de más de 30 min 11,12 11,12, y los resultados de la mortalidad en un 20% de los casos 13. Muchas personas sobreviven de la SE, pero mueren dentro de 30 días 14,15. El mecanismo (s) de este retraso en la mortalidad no se entiende completamente. Se ha sugerido que las arritmias ventriculares letales contribuir a muchas de estas muertes 14-17. Además de la SE, los pacientes que experimentan convulsiones se repiten espontáneamente, la epilepsia, es decir, están en riesgo de muerte súbita prematura e inesperada asociadas con la epilepsia (SUDEP) 18. Al igual que con SE, los mecanismos precisos de mediación SUDEP no se conocen. Se ha propuesto que las anomalías ventriculares y las arritmias que resulta hacer una contribución significativa 18-22. Para investigar los mecanismos de las convulsiones relacionadas con la muerte cardiaca, y la eficacia de las terapias cardioprotectoras, es necesario obtener tanto los indicadores de ECG derivados de los riesgos y evaluar la susceptibilidad a las arritmias cardiacas en modelos animales de trastornos convulsivos 23-25. A continuación se describen los métodos para la implantación de electrodos de ECG en ratas Sprague-Dawley de laboratorio (Rattus norvegicus), después de SE, recopilación y análisis de registros de ECG, y la inducción de arritmias durante la infusión intravenosa de aconitina. Estos procedimientos se pueden utilizar para determinar directamente las relaciones entre los ECG derivado de las medidas de la actividad eléctrica cardiaca y la susceptibilidad a las arritmias ventriculares en modelos de rata de los trastornos convulsivos, o cualquier otra patología asociada con mayor riesgo de muerte cardiaca repentina.

Técnicas para la medición de la actividad eléctrica del corazón mediante el electrocardiograma (ECG), y el análisis de factores de riesgo cardíaco y la susceptibilidad a las arritmias siguiente estado de mal epiléptico (SE) en la rata se describen.

Métodos de evaluación de ECG de los indicadores de riesgo cardiaco, y la susceptibilidad a arritmias inducidas por aconitina en ratas después de Estado epiléptico

Las arritmias cardíacas letales contribuyen a la mortalidad en diversas afecciones patológicas. Varios parámetros obtenidos mediante un método no invasivo y sencillo...

El objetivo general de este procedimiento es evaluar la función cardíaca eléctrica y la susceptibilidad a arritmias ventriculares en animales experimentales tras sufrir convulsiones. Esto se logra primero insertando un catéter de infusión en una vena yugular de un animal que ha sufrido actividad convulsiva. A continuación, se implantan electrodos en los músculos torácicos para registrar electrocardiogramas cardíacos o ECG.Posteriormente, se registran ECG en condiciones de control y durante la infusión intravenosa yugular de un agente que induce arritmias cardíacas. Finalmente, se evalúan los registros de ECG. En última instancia, se pueden obtener resultados que muestran que las convulsiones alteran la función cardíaca eléctrica y aumentan el riesgo de arritmias ventriculares letales.Mediante el análisis de registros de ECG, los cambios inducidos por la crisis epiléptica en el ECG pueden servir como indicador pronóstico del riesgo de muerte cardíaca súbita. La principal ventaja de esta técnica es que estos procedimientos, que son no invasivos en humanos, producen registros de la actividad eléctrica del corazón que pueden utilizarse para predecir el riesgo de arritmias cardíacas letales. Además, en modelos animales, los cambios en la actividad cardíaca pueden relacionarse directamente con la susceptibilidad a arritmias.Este método puede utilizarse para abordar la pregunta clave en el campo de los trastornos convulsivos: la relación entre los cambios en la actividad eléctrica del corazón y la muerte cardíaca súbita tras el estado epiléptico y una epilepsia. Estas técnicas tienen implicaciones para el tratamiento de los trastornos convulsivos, ya que permiten identificar a individuos con riesgo de disfunción cardíaca derivada de las convulsiones.Mediante este procedimiento no invasivo, se podría iniciar una terapia cardioprotectora para reducir el riesgo de muerte cardíaca súbita. Aunque este método puede proporcionar información sobre las disfunciones cardíacas asociadas con trastornos convulsivos, también puede aplicarse a cualquier condición patológica que se caracterice por arritmias ventriculares letales y que pueda modelarse en animales. En general, las personas familiarizadas con las técnicas quirúrgicas y fundamentales en roedores u otros animales pequeños no deberían tener ningún problema con este método.Primero tuvimos la idea de utilizar este método y estábamos buscando un procedimiento rápido, económico y fácil de realizar para evaluar la función cardíaca que también fuera aplicable al diagnóstico en humanos. Antes de implantar electrodos de ECG en la rata para la recopilación de datos y la inducción de arritmias durante la administración intravenosa de un agente arritmogénico como la aconitina, construya un catéter venoso yugular a partir de un trozo de tubo de polietileno PE 50 de 100 milímetros de longitud, afilando un extremo y luego embotando el bisel. A continuación, llene el catéter con solución salina heparinizada. Después, construya electrodos para el registro de ECG a partir de dos segmentos de 100 milímetros de alambre de plata aislado.Pelar un extremo de ambos cables y soldarlos a un conector micro. Luego, torcer el aislamiento para formar un tercer cable que se utilizará como tierra. Después de soldar, los cables se sellan con epoxi. Pelar cinco milímetros de aislamiento del extremo distal de los cables y desechar para implantar el catéter en la vena yugular.Primero anestesie al animal mediante una inyección intraperitoneal de uretano. Esta dosis es suficiente para mantener al animal en el plano anestésico adecuado durante toda la duración del procedimiento. Esta es una cirugía no superviviente.Asegúrese de que el animal se encuentre en el plano adecuado de anestesia realizando una compresión del dedo del pie. Luego, afeite el lado derecho del cuello desde la clavícula hasta la barbilla y afeite el tórax. A continuación, desinfecte la zona afeitada del cuello con alcohol yodado y realice una incisión longitudinal en la piel por encima de la arteria carótida, abriendo la incisión con pinzas curvas de disección de punta fina.Separar suavemente la piel del músculo subyacente y luego los músculos que recubren la vena yugular. Finalmente, utilizando técnicas similares, liberar la vena yugular del tejido subyacente. Colocar dos trozos de seda quirúrgica número dos debajo de la vena yugular, y posicionar los puntos en las extremidades rostral y caudal.La mayor parte de la incisión ata la ligadura rostral para interrumpir el flujo a través de la vena. Retraiga la ligadura al para levantar el vaso del tejido subyacente y, utilizando tijeras microquirúrgicas o una aguja de calibre 23, haga un pequeño corte.Luego, inserte el extremo romo biselado del catéter de polietileno PE 50 previamente construido y lleno de heparina, y avance la punta aproximadamente ocho milímetros hasta el nivel de la aurícula derecha. Fije el catéter atando la ligadura alrededor del vaso y del catéter. Finalmente, cierre la herida con grapas quirúrgicas o suturas.Una vez implantado el catéter, coloque al animal boca arriba y desinfecte la zona afeitada del tórax. Para la colocación de los electrodos, realice dos incisiones longitudinales de 10 milímetros, una en el cuadrante superior derecho y otra en el cuadrante inferior izquierdo del tórax, y separe la piel sobrepuesta para exponer los músculos torácicos utilizando una sutura de seda quirúrgica relativamente fina. Introduzca una de las puntas expuestas de cinco milímetros de los electrodos de alambre de plata en los músculos torácicos de cada una de las áreas expuestas.Cierre las incisiones con clips para heridas y conecte el microconector al dispositivo de registro. Las grabaciones de ECG se realizan mediante un sistema de adquisición de datos PowerLab y una computadora Macintosh o hardware y software similares, tras un período de equilibración de 20 a 30 minutos, durante el cual el animal se coloca sobre una lámina de metal conectada a tierra y se envuelve ligeramente con una toalla. Para mantener su temperatura corporal, registre el ECG durante 20 minutos y conecte el catéter de la vena yugular a una jeringa remota colocada en una bomba de infusión programable.Inicie la infusión de aconitina para administrar una dosis constante de cinco microgramos por kilogramo por minuto durante siete minutos; marque el punto inicial de la infusión en el registro computarizado tras la fibrilación ventricular o al final del período de infusión. Eutanasiar al animal utilizando un procedimiento aprobado. El intervalo QT representa la duración total de la actividad eléctrica ventricular.Esta figura muestra un registro modelo de ECG y la duración del intervalo QT. Calcule el tiempo promedio entre el inicio de la onda Q y la terminación de la onda T para todos los latidos cardíacos registrados durante un intervalo de cinco minutos obtenido en el período de registro de control de 20 minutos, para corregir el intervalo QT por diferencias en la frecuencia cardíaca. Utilice la fórmula de Bass mostrada aquí, donde RR es el intervalo promedio entre latidos cardíacos.El intervalo RR se calcula como la duración entre ondas Q sucesivas obtenidas durante el período analizado. La dispersión QT se calcula restando el QT mínimo del QT máximo registrado para cada animal. Para analizar la variabilidad de la frecuencia cardíaca, utilice un programa de software como LabChart 7 que analice la variabilidad en los intervalos RR obtenidos durante el período de análisis y calcule tanto las variantes temporales como espectrales de la frecuencia cardíaca.Para el análisis de la susceptibilidad a arritmias ventriculares, calcule la latencia desde la iniciación de la infusión de aconitina hasta la primera contracción ventricular prematura, taquicardia ventricular y fibrilación ventricular. Esta figura ilustra una medida de la variabilidad de la frecuencia cardíaca en el dominio espectral. La raíz cuadrada media de la desviación estándar del intervalo RR o R-M-S-S-D en ratas control y en animales que sufrieron SE una semana antes de la prueba.Esta medida de la VRC, que representa los cambios en el control parasimpático de la función cardíaca, se encuentra significativamente disminuida en los animales tras el se. Esta figura muestra que tanto el intervalo QT corregido como la dispersión del QT están significativamente aumentados. Dos semanas después del se, estos datos en conjunto predicen que el se incrementa el riesgo de arritmias ventriculares.Esta predicción se confirma con los hallazgos de que los períodos de infusión de aconitina necesarios para inducir las arritmias experimentales observadas en estos estudios fueron significativamente menores en los animales tras la SE. En general, este procedimiento puede realizarse en aproximadamente una hora y media cuando se lleva a cabo correctamente. Al intentar este procedimiento, es importante recordar que el catéter de la vena yugular debe mantenerse permeable y que los electrodos de ECG deben construirse e implantarse de manera que produzcan la señal más libre de ruido posible. Tras ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo evaluar la actividad eléctrica del corazón y relacionarla con la susceptibilidad a arritmias ventriculares letales.En modelos de roedores de patologías asociadas con muerte cardíaca súbita.

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