Métodos de evaluación de ECG de los indicadores de riesgo cardiaco, y la susceptibilidad a arritmias inducidas por aconitina en ratas después de Estado epiléptico

El objetivo general de este procedimiento es evaluar la función cardíaca eléctrica y la susceptibilidad a arritmias ventriculares en animales experimentales tras sufrir convulsiones. Esto se logra primero insertando un catéter de infusión en una vena yugular de un animal que ha sufrido actividad convulsiva. A continuación, se implantan electrodos en los músculos torácicos para registrar electrocardiogramas cardíacos o ECG.

Posteriormente, se registran ECG en condiciones de control y durante la infusión intravenosa yugular de un agente que induce arritmias cardíacas. Finalmente, se evalúan los registros de ECG. En última instancia, se pueden obtener resultados que muestran que las convulsiones alteran la función cardíaca eléctrica y aumentan el riesgo de arritmias ventriculares letales.

Mediante el análisis de registros de ECG, los cambios inducidos por la crisis epiléptica en el ECG pueden servir como indicador pronóstico del riesgo de muerte cardíaca súbita. La principal ventaja de esta técnica es que estos procedimientos, que son no invasivos en humanos, producen registros de la actividad eléctrica del corazón que pueden utilizarse para predecir el riesgo de arritmias cardíacas letales. Además, en modelos animales, los cambios en la actividad cardíaca pueden relacionarse directamente con la susceptibilidad a arritmias.

Este método puede utilizarse para abordar la pregunta clave en el campo de los trastornos convulsivos: la relación entre los cambios en la actividad eléctrica del corazón y la muerte cardíaca súbita tras el estado epiléptico y una epilepsia. Estas técnicas tienen implicaciones para el tratamiento de los trastornos convulsivos, ya que permiten identificar a individuos con riesgo de disfunción cardíaca derivada de las convulsiones.

Mediante este procedimiento no invasivo, se podría iniciar una terapia cardioprotectora para reducir el riesgo de muerte cardíaca súbita. Aunque este método puede proporcionar información sobre las disfunciones cardíacas asociadas con trastornos convulsivos, también puede aplicarse a cualquier condición patológica que se caracterice por arritmias ventriculares letales y que pueda modelarse en animales. En general, las personas familiarizadas con las técnicas quirúrgicas y fundamentales en roedores u otros animales pequeños no deberían tener ningún problema con este método.

Primero tuvimos la idea de utilizar este método y estábamos buscando un procedimiento rápido, económico y fácil de realizar para evaluar la función cardíaca que también fuera aplicable al diagnóstico en humanos. Antes de implantar electrodos de ECG en la rata para la recopilación de datos y la inducción de arritmias durante la administración intravenosa de un agente arritmogénico como la aconitina, construya un catéter venoso yugular a partir de un trozo de tubo de polietileno PE 50 de 100 milímetros de longitud, afilando un extremo y luego embotando el bisel. A continuación, llene el catéter con solución salina heparinizada. Después, construya electrodos para el registro de ECG a partir de dos segmentos de 100 milímetros de alambre de plata aislado.

Pelar un extremo de ambos cables y soldarlos a un conector micro. Luego, torcer el aislamiento para formar un tercer cable que se utilizará como tierra. Después de soldar, los cables se sellan con epoxi. Pelar cinco milímetros de aislamiento del extremo distal de los cables y desechar para implantar el catéter en la vena yugular.

Primero anestesie al animal mediante una inyección intraperitoneal de uretano. Esta dosis es suficiente para mantener al animal en el plano anestésico adecuado durante toda la duración del procedimiento. Esta es una cirugía no superviviente.

Asegúrese de que el animal se encuentre en el plano adecuado de anestesia realizando una compresión del dedo del pie. Luego, afeite el lado derecho del cuello desde la clavícula hasta la barbilla y afeite el tórax. A continuación, desinfecte la zona afeitada del cuello con alcohol yodado y realice una incisión longitudinal en la piel por encima de la arteria carótida, abriendo la incisión con pinzas curvas de disección de punta fina.

Separar suavemente la piel del músculo subyacente y luego los músculos que recubren la vena yugular. Finalmente, utilizando técnicas similares, liberar la vena yugular del tejido subyacente. Colocar dos trozos de seda quirúrgica número dos debajo de la vena yugular, y posicionar los puntos en las extremidades rostral y caudal.

La mayor parte de la incisión ata la ligadura rostral para interrumpir el flujo a través de la vena. Retraiga la ligadura al para levantar el vaso del tejido subyacente y, utilizando tijeras microquirúrgicas o una aguja de calibre 23, haga un pequeño corte.

Luego, inserte el extremo romo biselado del catéter de polietileno PE 50 previamente construido y lleno de heparina, y avance la punta aproximadamente ocho milímetros hasta el nivel de la aurícula derecha. Fije el catéter atando la ligadura alrededor del vaso y del catéter. Finalmente, cierre la herida con grapas quirúrgicas o suturas.

Una vez implantado el catéter, coloque al animal boca arriba y desinfecte la zona afeitada del tórax. Para la colocación de los electrodos, realice dos incisiones longitudinales de 10 milímetros, una en el cuadrante superior derecho y otra en el cuadrante inferior izquierdo del tórax, y separe la piel sobrepuesta para exponer los músculos torácicos utilizando una sutura de seda quirúrgica relativamente fina. Introduzca una de las puntas expuestas de cinco milímetros de los electrodos de alambre de plata en los músculos torácicos de cada una de las áreas expuestas.

Cierre las incisiones con clips para heridas y conecte el microconector al dispositivo de registro. Las grabaciones de ECG se realizan mediante un sistema de adquisición de datos PowerLab y una computadora Macintosh o hardware y software similares, tras un período de equilibración de 20 a 30 minutos, durante el cual el animal se coloca sobre una lámina de metal conectada a tierra y se envuelve ligeramente con una toalla. Para mantener su temperatura corporal, registre el ECG durante 20 minutos y conecte el catéter de la vena yugular a una jeringa remota colocada en una bomba de infusión programable.

Inicie la infusión de aconitina para administrar una dosis constante de cinco microgramos por kilogramo por minuto durante siete minutos; marque el punto inicial de la infusión en el registro computarizado tras la fibrilación ventricular o al final del período de infusión. Eutanasiar al animal utilizando un procedimiento aprobado. El intervalo QT representa la duración total de la actividad eléctrica ventricular.

Esta figura muestra un registro modelo de ECG y la duración del intervalo QT. Calcule el tiempo promedio entre el inicio de la onda Q y la terminación de la onda T para todos los latidos cardíacos registrados durante un intervalo de cinco minutos obtenido en el período de registro de control de 20 minutos, para corregir el intervalo QT por diferencias en la frecuencia cardíaca. Utilice la fórmula de Bass mostrada aquí, donde RR es el intervalo promedio entre latidos cardíacos.

El intervalo RR se calcula como la duración entre ondas Q sucesivas obtenidas durante el período analizado. La dispersión QT se calcula restando el QT mínimo del QT máximo registrado para cada animal. Para analizar la variabilidad de la frecuencia cardíaca, utilice un programa de software como LabChart 7 que analice la variabilidad en los intervalos RR obtenidos durante el período de análisis y calcule tanto las variantes temporales como espectrales de la frecuencia cardíaca.

Para el análisis de la susceptibilidad a arritmias ventriculares, calcule la latencia desde la iniciación de la infusión de aconitina hasta la primera contracción ventricular prematura, taquicardia ventricular y fibrilación ventricular. Esta figura ilustra una medida de la variabilidad de la frecuencia cardíaca en el dominio espectral. La raíz cuadrada media de la desviación estándar del intervalo RR o R-M-S-S-D en ratas control y en animales que sufrieron SE una semana antes de la prueba.

Esta medida de la VRC, que representa los cambios en el control parasimpático de la función cardíaca, se encuentra significativamente disminuida en los animales tras el se. Esta figura muestra que tanto el intervalo QT corregido como la dispersión del QT están significativamente aumentados. Dos semanas después del se, estos datos en conjunto predicen que el se incrementa el riesgo de arritmias ventriculares.

Esta predicción se confirma con los hallazgos de que los períodos de infusión de aconitina necesarios para inducir las arritmias experimentales observadas en estos estudios fueron significativamente menores en los animales tras la SE. En general, este procedimiento puede realizarse en aproximadamente una hora y media cuando se lleva a cabo correctamente. Al intentar este procedimiento, es importante recordar que el catéter de la vena yugular debe mantenerse permeable y que los electrodos de ECG deben construirse e implantarse de manera que produzcan la señal más libre de ruido posible. Tras ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo evaluar la actividad eléctrica del corazón y relacionarla con la susceptibilidad a arritmias ventriculares letales.

En modelos de roedores de patologías asociadas con muerte cardíaca súbita.