Name: La medición de la cohesión agregado por tensiometría tejido de la superficie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-04-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 49 s
Description: Aprende a medir la cohesión intercelular en agregados tisulares 3D mediante tensiometría de superficie. Este método cuantifica la tensión superficial tisular y su correlación con la invasividad tumoral en modelos de ingeniería tisular.

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1. La preparación de agregados para la medición de la tensión de los tejidos de la superficie. Para células adherentes, esferoides se pueden formar utilizando el método de colgar gota o mediante la generación de una hoja coherente de las células que luego se puede cortar en fragmentos de 1 mm. La formación de agregados por el método de gota: <ol><li> Casi confluente culturas de células adherentes deben ser cultivadas a 90% de confluencia, las monocapas con lo cual se deben enjuagar dos veces con PBS. Después de drenar bien, añadir 2 ml (para placas de 100 mm) de la tripsina-1 0.05% mM EDTA y se incuba a 37 ° C hasta que las células separar. Dejar de tripsinización mediante la adición de 2 ml de medio completo y con cuidado el uso de una pipeta de 5 ml para triturar la mezcla hasta que las células están en suspensión. La transferencia de células a un tubo cónico de 15 ml. </li><li> Añadir 40 ml de un 10 mg / ml de solución de DNAsa e incubar durante 5 minutos a temperatura ambiente. Vortex brevemente y centrifugar a 200 xg durante 5 minutos. </li><li> Desechar el sobrenadante y lavar pellet con 1 ml de medio completo de cultivo de tejidos. Repito, pues suspender las células en 2 ml de medio completo de cultivo de tejidos. </li><li> Contar las células con un hemocitómetro, o contador celular automático y ajustar la concentración de 2,5 x 10 6 células / ml. </li><li> Quite la tapa de un plato de cultivo de tejidos de 60 mm y colocar 5 ml de PBS en el fondo del plato. Esto actúa como una cámara de hidratación. </li><li> Invertir la tapa y el uso de una pipeta de 20 l de depósito l 10 gotas en la parte inferior de la tapa. Asegúrese de que las gotas se colocan lo suficientemente separados para que no toque. Es posible colocar al menos 20 gotas por plato. </li><li> Invertir la tapa sobre el PBS cámara llena de fondo y se incuba a 37 ° C / 5% CO 2 / 95% de humedad, controlar las gotas todos los días y se incuban hasta que las hojas de células o grupos, se han formado. </li><li> Una vez que forman las hojas, que pueden ser transferidos a fondo redondo coctelera frascos que contienen 3 ml de medio completo y se incubaron en un baño de agua agitando a 37 º C y 5% de CO 2 hasta que se formen esferoides. </li></ol> La formación de agregados por el método de capa celular: <ol start="9"><li> Suspensiones de células individuales se preparan como se describe más arriba, pero la concentración se ajusta a 1x10 6 células / ml. </li><li> La transferencia de 3 ml de la suspensión celular a 10 ml matraces de fondo redondo (Belco, Vineland, NJ). </li><li> Incubar los frascos en un baño de agua giratorio / agitador (New Brunswick Scientific, Edison, NJ) a 37 ° C, 5% de CO 2 durante 4 horas a 120 rpm hasta que las células a recuperarse de tripsina. </li><li> La transferencia de células a un tubo de vidrio de centrífuga de fondo redondo y se centrifuga a 200 g X en una fina pastilla. Incubar por otras 24 horas hasta que se forme la hoja coherente. </li><li> Agite suavemente el tubo de cultivo para sacar la hoja y vierta el contenido del tubo de la cultura en un plato pequeño, la cultura de vidrio estériles para tejidos. </li><li> Use bisturíes micro para cortar las hojas en fragmentos de diferentes tamaños. </li><li> Incubar fragmentos a 37 ° C en el agitador giratorio al baño maría a 120 rpm menos del 5% de CO 2 por 2 ó 3 días o hasta que se convierten esférica. </li></ol> 2. Medición de la tensión de la superficie total <ol><li> El tensiómetro de superficie del tejido. El aparato se muestra en las figuras. 1 y 2. La celda de compresión (Fig. 3) se compone de dos cámaras. La cámara exterior (CO) está conectado a una bomba de agua de 37 ° C en circulación, y sirve para regular la temperatura de la cámara interna (IC). Las cámaras están construidas con Delrin molido y contener ventanas de cuarzo para la visualización de los áridos. El menor de montaje (LA) tornillos en la base de la cámara interior y se utiliza para: 1) la posición del conjunto en la cámara interior, 2) el sello de la parte inferior de la cámara interior, 3) elevar la suma para iniciar la compresión, y (4 ) el control de la distancia entre las placas paralelas y por lo tanto, la compresión de los agregados. El núcleo central (CC) de la asamblea es ajustable. La punta del núcleo central (el pedestal) se compone de suaves de teflón y actúa como la placa de compresión más baja (LCP). La placa de compresión superior (UCP) es un cilindro de teflón de 15 mm de largo que cuelga del brazo de equilibrio (B) por una llama-se enderezó de alambre de níquel-cromo (NCW) *. Durante el curso de un experimento, el agregado de células (A) se coloca en la placa inferior y se crió hasta que haga contacto con la placa superior. La placa superior está conectado al brazo de equilibrio (B). La compresión de los agregados provocan un desplazamiento del brazo de equilibrio. El equilibrio es un Cahn / Ventron modelo 2000 electrobalanza grabación, que opera en el principio de equilibrio nulo. El punto de apoyo del brazo de la balanza tiene una armadura dentro de un campo magnético permanente. Cuando el equilibrio está en marcha, continuamente modula la corriente que pasa a través de la asamblea electromagnéticas, que a su vez mantiene el brazo de la balanza en posición horizontal. Cuando un objeto está suspendido del brazo de la balanza, la tensión, que el equilibrio se aplica para mantener el brazo en el horizoposición ntal, es proporcional al peso del objeto. Esta tensión se mide la fuerza externa aplicada a la compresión del agregado. La forma del conjunto es monitoreado por la observación visual a través de un estereoscopio de 25 x Nikon SMZ10A acoplado a un ordenador equipado con una tarjeta capturadora. A fin de minimizar la adherencia de los agregados de células a las placas de compresión, tanto en las placas de compresión inferior y superior fueron recubiertas con poli (2-hidroxietilo) {poli (HEMA)}, un material polimérico para que las células no se adhieren 16. * El cable se llama-se enderezó en la horca, una longitud de 15 pulgadas de alambre de un soporte vertical y un clip de sujeción cuaderno pequeño hasta el final. Un mechero de Bunsen es entonces correr arriba y abajo de la longitud del cable hasta que el cable se ilumina en rojo. El alambre enderezado puede ser cortada en la longitud apropiada. Un pequeño gancho se forma doblando el alambre alrededor de ¼ de pulgada de la final con dos hojas de afeitar. El otro extremo se inserta en el cilindro de la placa de compresión más baja. </li><li> La compresión global. <ol><li> La cámara interior está llena de pre-calentado CO 2-independiente medio de cultivo de tejidos (Gibco / BRL, NY). </li><li> Los agregados varían en tamaño de alrededor de 200-300 μ se colocan en la placa de compresión más baja (Fig. 4A). Los agregados son cargados por aspiración de un agregado en el medio de cultivo de tejidos a mitad de camino hasta la punta de una pipeta Pasteur provista de una bombilla de silicona, la transferencia de la pipeta a la cámara interior, y el posicionamiento de la punta de la pipeta por encima de la LCP. El agregado entonces expulsarlo lentamente en el LCP apretando suavemente el bulbo. Por otra parte, el conjunto se deja caer por gravedad en la LCP. </li><li> La placa de compresión superior (UCP) se coloca por encima de la suma y se deja reposar, el establecimiento de un pre-compresión de referencia aparente peso UCP. </li><li> El LCP se eleva entonces hasta que la suma se comprime contra la UCP (Fig. 4B). Ajuste de la altura del núcleo interno del aparato de control inferiores a los diferentes grados de compresión. La compresión se controla mediante la observación a través de un microscopio de disección equipado con una cámara de vídeo CCD. </li><li> Imágenes agregadas son capturados, digitalizados y analizados mediante el ImageJ. Cambio aparente de peso UCP se registra continuamente en un registrador de banda, el logro del equilibrio forma se designa con el estancamiento de la tensión de salida de la balanza Cahn. Cada conjunto se somete a dos diferentes grados de compresión. </li></ol></li><li> Cálculo de la tensión de la superficie total. En equilibrio, la forma, la cohesividad de un agregado de células comprimido entre dos placas paralelas a las que no se adhiere se puede obtener de la ecuación de Young-Laplace (Fig. 5), donde σ es cohesividad, F es la fuerza que actúa para comprimir el agregado , πr 3 2 es el área de la superficie de los áridos en la que se ejerce la fuerza F, y R2 y R3 son, respectivamente, el radio del ecuador de la suma comprimido y el radio de un arco de la definición de su perfil normal de la superficie a la compresión de las placas y se extiende entre ellos (Fig. 6). La medición de la fuerza de compresión y de la geometría en la fuerza y ​​el equilibrio y la forma de aplicar estas medidas a la ecuación de Young-Laplace genera valores numéricos de tensión aparente superficie del tejido. Al alcanzar el equilibrio y el cálculo de σ 1, los agregados se descomprimen y se les permite acercarse a un equilibrio de segundo y σ 2 se calcula como se describe anteriormente. </li><li> La confirmación de la liquidez global. La tensión de la superficie calculada de un total de líquido, cuando se somete a dos compresiones diferentes se mantendrá constante. En tales agregados la relación entre σ 2 / σ 1 será igual a 1 y será menor que la proporción de la fuerza aplicada en cada compresión sucesivas (F 2 / F 1). Por el contrario, la tensión superficial de un agregado calculado elástica obedece la ley de Hooke y aumentan de forma proporcional a la fuerza aplicada. Para los agregados de la relación de elasticidad de σ 2 / σ 1 no será igual a 1, sino que se acercará a la relación de F 2 / F 1. La tensión superficial de los agregados de líquido también será independiente del tamaño total de 2,17. Mediciones único en el que la tensión superficial es independiente de la fuerza aplicada y el tamaño se utilizan para calcular σ promedio para cada línea celular. </li></ol> 3. Los resultados representativos: A continuación se muestra una tabla de resultados TST típica de los agregados de los fibroblastos de próstata de la rata (FPR) y la rata células del músculo liso de próstata (RPSMC). Como se puede observar en la figura. 7 agregados de células del FPR tienen una tensión superficial de 22,8 ± 1,1 dinas / cm. Por otra parte, los valores promedio de la superficie la tensión medida después de la compresión y un después de la compresión 2 fueron estadísticamente identiCal, en comparación con una prueba t pareada. También se compararon las proporciones de σ 2 / σ 1 y F 2 / F 1 para garantizar que estos agregados no obedecer la ley de Hooke, como lo harían si se comportaban como sólidos elásticos. Como se demuestra en la Tabla 1, la relación entre σ 2 / σ 1 no llegáis a 1,0. Por otra parte, la proporción de F 2 / F 1 fue significativamente mayor que σ 2 / σ 1 (prueba t pareada, p &lt;0,05), que confirma que estos agregados no obedecen la ley de Hooke y, de hecho, se comportan como líquidos. En contraste RPSMCs obedecido la ley de Hooke. Como es evidente en la Tabla 1, la proporción de σ 2 / σ 1 es significativamente mayor que 1 y no fue estadísticamente diferente a la de F 2 / F 1. Para demostrar aún más líquidos-como el comportamiento, se exploró la relación entre la tensión superficial (σ) y al volumen total. Como se puede observar en la figura. 8, el volumen es independiente de la sigma para las células del FPR (línea de regresión de color rojo, r 2 = 0,002), mientras que parece que hay cierta dependencia de la sigma en el volumen de RPSMCs (línea de regresión azul, r 2 = 0,146). Estos datos confirman que los agregados del FPR se comportan de una manera semi-líquido, mientras que las de RPSMCs parecen comportarse más como sólidos elásticos. Sólo aquellos mesurements obtenidos a partir de los agregados se comportan como líquidos se utilizan para calcular la tensión superficial. <img src="/files/ftp_upload/2739/2739fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Descripción del tensiómetro superficie del tejido. <img src="/files/ftp_upload/2739/2739fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Una visión más detallada de la cámara de tensiómetro (panel derecho). <img src="/files/ftp_upload/2739/2739fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Representación esquemática de la cámara del tensiómetro. <img src="/files/ftp_upload/2739/2739fig4.jpg" alt="Figura 4" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 4"> Figura 4. Imágenes de vídeo de alta (A) y se comprime (B) agregados. <img src="/files/ftp_upload/2739/2739fig5.jpg" alt="Figura 5" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 5"> Figura 5. La ecuación de Laplace. <img src="/files/ftp_upload/2739/2739fig6.jpg" alt="Figura 6" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 6"> Figura 6. Esquema de una gota de líquido comprimido entre dos placas paralelas a las que se adhiere mal, en el equilibrio de forma. R 1 y R 2 son los dos radios de curvatura primaria, en el ecuador de la gota y en un plano a través de su eje de simetría, respectivamente. R3 es el radio del área circular de la gota de contacto con placa de compresión sea. H es la distancia entre las placas de compresión superior e inferior. X es uno de los lados de un triángulo rectángulo con hipotenusa R 2 se extiende hasta un punto de contacto entre la superficie de la gota y, o bien la placa de compresión. <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> σ 1 (dinas / cm ± SEM) </td><td> σ 2 (dinas / cm ± SEM) </td><td> Pσ 1 vs 2 σ </td><td> σ 1,2 (dinas / cm ± SEM) </td><td> σ 2 / σ 1 </td><td> F 2 / F 1 </td><td> Pσ 2 / σ 1 y F 2 F 1 </td></tr><tr><td> RPF </td><td> 22,6 ± 1,7 </td><td> 22,9 ± 1,4 </td><td> &gt; 0,05 * </td><td> 22,8 ± 1,1 </td><td> 1,04 ± 0,04 </td><td> 1,47 ± 0,06 </td><td> &lt;0,05 </td></tr><tr><td> RPSMC </td><td> 15,0 ± 2,8 </td><td> 23,0 ± 3,2 </td><td> 0.039 </td><td> NA </td><td> 1,9 ± 0,3 </td><td> 1,6 ± 0,1 </td><td> 0,16 * </td></tr></tbody></table> Figura 7. TST mediciones y la confirmación de liquidez agregada para los agregados de los fibroblastos de próstata de la rata y células musculares lisas. <img src="/files/ftp_upload/2739/2739fig8.jpg" alt="Figura 8" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 8"> Figura 8. Relación entre el sigma y el volumen de los agregados del FPR (línea roja) y RPSMCs (línea azul).

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</ol>

Medir la cohesión global de la prueba resulta relativamente sencillo. Hay, sin embargo, los pasos clave que hay que dominar con el fin de generar información útil TST; 1) Los agregados deben ser &quot;saludables&quot;. Esto puede ser controlado por asegurar que la formación de agregados se inicia con las células que están en la confluencia óptima antes de la separación. Tamaño de los agregados y el tiempo en la cultura también debe ser controlada para minimizar el desarrollo de un núcleo necrótico en el agregado, 2) Otr...

<ul><li> baño / agua agitador (New Brunswick Scientific, Edison, NJ) </li><li> 10 ml matraces de fondo redondo (Belco, Vineland, NJ) </li></ul>

la medición de la cohesión agregado por tensiometría tejido de la superficie

Measurement of Aggregate Cohesion by Tissue Surface Tensiometry

Medición rigurosa de la energía de enlace intercelular sólo puede realizarse con métodos basados ​​en principios de la termodinámica en los sistemas en equilibrio. Hemos desarrollado tensiometría tejido de la superficie (TST) específicamente para medir la energía libre superficial de la interacción entre las células. Los conceptos biofísicos subyacentes TST han sido descritas previamente en 1,2 detalle. El método se basa en la observación de que las células entre sí coherente, si se mantiene en un cultivo agitado, espontáneamente, se reunirán en grupos. Con el tiempo, estos grupos se redondeará hacia arriba para formar esferas. Este comportamiento redondeo imita el comportamiento característico de los sistemas de líquido. Energía de enlace intercelular se mide mediante la compresión de los agregados esféricos entre placas paralelas en un tensiómetro de tejidos diseñados a la superficie. La misma ecuación matemática utilizada para medir la tensión superficial de una gota de líquido se utiliza para medir la tensión superficial de 3D, como los tejidos agregados esféricos. El equivalente celular de la tensión superficial líquido intercelular es la energía de unión, o más generalmente, cohesividad del tejido. Estudios anteriores de nuestro laboratorio han demostrado que la tensión del tejido superficial (1) predice cómo dos grupos de células embrionarias van a interactuar entre sí 1-5, (2) pueden influir fuertemente en la capacidad de los tejidos para interactuar con biomateriales 6, (3) puede ser alterada, no sólo a través de la manipulación directa de la cadherina-basado cohesión intercelular 7, sino también por la manipulación de las principales moléculas ECM como la FN 8.11 y 4) se correlaciona con el potencial invasivo de cáncer de pulmón 12, 13 fibrosarcoma, tumor cerebral 14 y tumor de próstata líneas celulares 15. En este artículo vamos a describir el aparato, el detalle de los pasos necesarios para generar esferoides, para cargar los esferoides en la cámara de tensiómetro, para iniciar la compresión de conjunto, y para analizar y validar las mediciones de la superficie del tejido tensión generada.

Se describe un método para medir la energía de enlace, expresable como la tensión del tejido de la superficie, entre las células en 3D como el tejido de agregados. Las diferencias en la tensión de los tejidos superficiales se ha demostrado que se correlaciona con la invasión de los pulmones, los músculos y los tumores cerebrales, y son determinantes fundamentales del establecimiento de las relaciones espaciales entre los diferentes tipos de células.

La medición de la cohesión agregado por tensiometría tejido de la superficie

La medición rigurosa de la energía de unión intercelular solo puede realizarse mediante métodos basados en principios termodinámicos en sistemas en equilibrio. Nosotros...

Este procedimiento demuestra cómo medir la fuerza de la cohesión intracelular en tejidos tridimensionales, como agregados. El primer paso consiste en generar agregados con forma esférica y transferirlos a una placa de Petri llena con medio de cultivo tisular. A continuación, se aspiran agregados individuales en una pipeta tipo espagueti y se cargan en la placa inferior de compresión de la cámara del tensiómetro.Luego, la placa de compresión superior se conecta a un alambre de níquel cromo, que la une a la balanza electrónica y establece un peso de referencia cero denominado F cero. El experimento se inicia elevando la placa de compresión inferior hasta que el agregado queda comprimido entre las placas de compresión inferior y superior, y finaliza cuando los agregados alcanzan el equilibrio de forma y fuerza, o FEQ. Los pasos finales del procedimiento consisten en capturar imágenes, medir la geometría del agregado y la fuerza de resistencia, e introducir estas mediciones en la ecuación de Young-Laplace.Finalmente, se pueden obtener resultados que muestran cambios en la cohesión tisular y cómo estos podrían influir en la diseminación tumoral o en la posición espacial entre diferentes poblaciones celulares mediante ensayos de expansión de agregados o ensayos de clasificación celular, respectivamente. Por lo tanto, este método puede ayudar a responder preguntas clave en los campos de la biología tumoral, el desarrollo embrionario y la ingeniería de tejidos. Preguntas como ¿cómo influye la cohesión tumoral en la invasión maligna, en la estratificación de las capas germinales durante el desarrollo gástrico?O cómo podemos realmente diseñar cohesión para generar estructuras similares a órganos funcionales in vitro. Las manipulaciones experimentales que implican el cultivo de células vivas deben realizarse bajo condiciones asépticas en una cabina de flujo laminar designada. Se deben utilizar soluciones estériles y material de laboratorio estéril en todo momento. Para comenzar este experimento, recolecte células adherentes al 90 % de confluencia.Primero, aspire el medio de cultivo y enjuague la capa celular dos veces con PBS. Luego, aspire el PBS y pipetee dos mililitros de trips al 0,05 % en solución de EDTA sobre la monocapa. Coloque la placa en el incubador de cultivo tisular a 37 grados Celsius e incube hasta que las células se desprendan.A continuación, retire la placa del incubador y detenga la ización al agregar dos mililitros de medio completo. Utilice la pipeta de cinco mililitros para triar la mezcla hasta que las células estén completamente en suspensión. Luego, transfiera la suspensión celular a un tubo cónico de 15 mililitros.Pipetee 40 microlitros de una solución de ADN de 10 miligramos por mililitro en la suspensión celular e incube a temperatura ambiente durante cinco minutos. Tras la incubación, vortexee brevemente la suspensión celular y luego centrifugue a 200 × g durante cinco minutos. Una vez finalizada la centrifugación, aspire el sobrenadante y deséchelo. A continuación, resuspenda el precipitado en un mililitro de medio completo y repita la centrifugación para lavar.Suspenda el sedimento en un mililitro de medio completo, luego realice un recuento celular y, si es necesario, ajuste la concentración de la suspensión celular a 1 × 10⁶ células por mililitro con medio completo utilizando una pipeta. Incube tres mililitros de la suspensión celular en un matraz redondo de fondo de 10 mililitros en un baño de agua agitado a 37 grados Celsius y 5% de dióxido de carbono durante cuatro horas a 120 rotaciones por minuto, hasta que las células se recuperen de la ionización, lo cual se indica por la adherencia de las células entre sí para formar pequeños cúmulos.A continuación, transfiera las células a un tubo de centrífuga de fondo redondo de vidrio y centrifugue a 200 veces la gravedad durante cuatro minutos para formar una lámina delgada tras la centrifugación. Afloje la tapa del tubo para permitir el intercambio de gases y luego coloque el tubo en el incubador de cultivo de tejidos. Incube durante 24 horas, tras lo cual la lámina debería volverse coherente.Después de 24 horas, agite suavemente el tubo de centrífuga para desprender la lámina. Luego vierta el contenido del tubo de cultivo en una pequeña placa de cultivo de tejidos estéril de vidrio. Utilice escalpelos microquirúrgicos para cortar la lámina celular en fragmentos de diversos tamaños y transfiera luego los fragmentos a un matraz redondo de 10 mililitros con tres mililitros de medio de cultivo de tejidos.Incube los fragmentos a 37 grados Celsius en un baño de agua agitado a 120 rotaciones por minuto bajo un 5% de dióxido de carbono durante dos o tres días, o hasta que adquieran forma esférica. La formación de agregados también puede realizarse mediante el método de la gota colgante. Según el protocolo publicado previamente, el montaje del TENSIÓMETRO o TST de superficie tisular consiste en la cámara principal del tensiómetro que contiene la celda de compresión, un baño de agua para mantener la temperatura de la cámara, un microscopio estereoscópico con una cámara CCD acoplada, una balanza electrónica para automóvil con fuente de alimentación y un registrador gráfico.La celda de compresión del TST se compone de dos cámaras, una cámara externa y una cámara interna. La cámara interna aloja la placa superior de compresión y la placa inferior recubiertas con poli(2-hidroxietil metacrilato). En primer lugar, ajuste la bomba de agua circulante a 37 grados Celsius y asegúrese de que las tuberías estén conectadas a los puertos de la cámara externa.Luego, atornille el conjunto inferior, que se utiliza para elevar el agregado e iniciar la compresión en la base de la cámara interna. A continuación, prepare un tramo de alambre de níquel cromo enderezado con llama, colgando primero un tramo de 15 pulgadas de alambre de un soporte para matraces y sujetando un clip sujetapapeles pequeño al extremo. Luego, pase una llama de mechero arriba y abajo por toda la longitud del alambre hasta que este brille en color rojo.Utilice cortadores de alambre para cortar el alambre enderezado a la longitud adecuada. Luego, use dos cuchillas de afeitar para doblar el alambre aproximadamente un cuarto de pulgada desde el extremo, formando un pequeño gancho. Finalmente, llene la cámara interna del TST con medio de cultivo de tejidos independiente de dióxido de carbono que se haya desgasificado mediante incubación a 37 grados Celsius durante 24 horas.Utilice una pipeta para desplazar cualquier burbuja de aire que se haya formado en la placa de compresión inferior. El aparato de TST ya está listo para el experimento de compresión del agregado. Use una pipeta APA para aspirar un agregado celular de 200 a 300 micrones de la placa de cultivo.Luego, expulse suavemente el agregado sobre la placa de compresión inferior en la cámara interna del aparato TST. Coloque el agregado lo más cerca posible del centro de la placa de compresión inferior empujándolo suavemente con un tubo capilar equipado con un pequeño lazo de pelo. Conecte el alambre de níquel cromo hacia arriba en el ensamblaje de la placa al brazo de equilibrio de la balanza electrónica registradora Can Venton modelo 2000.Ajuste la posición de la balanza hasta que las placas de compresión superior e inferior estén paralelas y directamente una encima de la otra. Permita que la placa superior se asiente. Luego, ajuste a cero el registrador de gráficos respecto al peso de la línea base establecida.Utilice el microscopio estereoscópico equipado con una cámara CCD para capturar una imagen del agregado sin comprimir. A continuación, ajuste la altura del aparato del núcleo interno para controlar el grado deseado de compresión y luego eleve la placa de compresión inferior hasta que el agregado se comprima contra la placa de compresión superior. Utilice el microscopio estereoscópico equipado con cámara CCD para monitorear la compresión y capturar imágenes del agregado, como la que se muestra aquí.Registre continuamente el cambio aparente del peso de la placa superior de compresión en un registrador de gráficos de banda a lo largo de toda la compresión hasta alcanzar la forma deseada. El equilibrio se indica por la estabilización de la salida de voltaje del equilibrio de las latas. Una vez más, utilice el microscopio estereoscópico equipado con cámara CCD para capturar una imagen del agregado comprimido.Esta imagen se utilizará para medir la geometría del agregado. Después de capturar la imagen, baje la placa de compresión para descomprimir el agregado y medir la fuerza compresiva en equilibrio. Lea el registro del trazador como la diferencia entre la fuerza medida justo antes de descomprimir el agregado y la línea base cero establecida. Repita el proceso utilizando un grado diferente de compresión para determinar el equilibrio de fuerza esta vez.Mida la fuerza compresiva y la geometría en el equilibrio de fuerzas, y aplique estas mediciones junto con las mediciones del equilibrio de forma a la ecuación de Young-Laplace para generar valores numéricos de la tensión superficial aparente del tejido. De acuerdo con las instrucciones del protocolo escrito, esta tabla muestra mediciones de la tensión superficial del tejido y la confirmación de la liquidez del agregado para agregados de próstata de rata, fibroblastos y células de músculo liso. Los agregados de células de fibroblastos de próstata de rata tienen una tensión superficial de 22,8 ± 1,1 dinas por centímetro.Además, los valores medios de tensión superficial medidos tras la primera compresión y tras la segunda compresión fueron estadísticamente idénticos cuando se compararon mediante una prueba T pareada. También comparamos las relaciones de sigma dos sobre sigma uno y de F dos sobre F1 para asegurarnos de que estos agregados no obedecieran la ley de Hooke, como lo harían si se comportaran como sólidos elásticos, tal como se demuestra en la tabla uno. La relación de sigma dos sobre sigma uno efectivamente se aproxima a uno.Además, la relación de F dos sobre F1 fue significativamente mayor que sigma dos sobre sigma. Uno confirma aún más que estos agregados no obedecen la ley de Hooke y, de hecho, se comportan como líquidos. En contraste, como es evidente en la tabla uno, la relación de sigma dos sobre sigma uno de las células musculares lisas del próstata de rata es significativamente mayor que uno y no fue estadísticamente diferente a la de F dos sobre F1. Para demostrar aún más el comportamiento similar al de un líquido, exploramos la relación entre la tensión superficial y el volumen del agregado, como se puede ver aquí. El volumen es independiente de sigma para las células RPF, como se representa mediante la línea de regresión roja, mientras que parece haber cierta dependencia de sigma respecto al volumen para las células musculares lisas del próstata de rata, como se representa mediante la línea de regresión azul.Estos datos confirman además que los agregados de fibroblastos de próstata de rata se comportan de manera similar a un líquido, mientras que los de células musculares lisas de próstata de rata parecen comportarse más como sólidos elásticos. Así, tras su desarrollo, esta técnica allanó el camino para que los investigadores en el campo del desarrollo embrionario, la invasión maligna y la ingeniería de tejidos exploraran el papel de la cohesión tisular en el establecimiento de compartimentos y límites entre diferentes tipos celulares durante el desarrollo de las capas germinales embrionarias, durante la interacción entre células estromales tumorales y el reordenamiento de células insulares pancreáticas en una serie de modelos animales diferentes, incluyendo modelos de anfibios, teleósteos, aves y humanos.

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