Name: El diagnóstico rápido del virus de la influenza aviar en aves silvestres: El uso de un portátil de RT-PCR y reactivos liofilizados en el campo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-08-02T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 46 s
Description: Aprende a diagnosticar influenza aviar en aves silvestres mediante RT-PCR portátil con reactivos liofilizados en campo. Este método permite detectar el virus en 24 horas, facilitando la respuesta rápida a brotes en entornos remotos.

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Deseamos agradecer a M. y R. Scullion Crujiente de las Tecnologías de Idaho para el apoyo técnico y el USGS Western Centro de Investigaciones Ecológicas de financiación (S. Schwarzbach) y asistencia (K. Spragens, T. Graham). Esta investigación se realizó bajo los auspicios del Centro para la Innovación Tecnológica - Instituto para la Defensa y Seguridad Nacional (www.idhs.org), en apoyo del Departamento de Defensa y la Fuerza Aérea Laboratorio de Investigación. Manejo de los animales siguieron los protocolos aprobados por el Cuidado de Animales y el empleo de los EE.UU. Geological Survey Centro Occidental de Investigación Ecológica y los permisos de las Aves Servicio Geológico de EE.UU. Laboratorio de Anillamiento. Cualquier uso de nombres comerciales, productos, o de una empresa en esta publicación es sólo con fines descriptivos y no implica reconocimiento alguno por parte del gobierno de EE.UU..

1. La captura de aves silvestres con redes de niebla <ol><li> Para la captura de aves playeras, establecer redes de niebla en un sitio activo alimentación como un pantano, del litoral o de barro plana. </li><li> Deslice la línea de trasmallo bucles de un extremo de la red de niebla alrededor del poste y poste de inserción vertical en el barro. </li><li> Extiende la red, inserte el segundo polo a través de lazos de trasmallo en el otro extremo de la red de niebla y verticalmente insertar pole en el barro, asegurándose de que las líneas de trasmallo se les enseña. </li><li> Una vez que el pájaro es capturado, el extracto de las aves de la red y volver a la estación de anillamiento. </li></ol> 2. Hisopos cloacales de muestreo <ol><li> Recoger hisopos cloacales inmediatamente después de la captura </li><li> Localizar la cloaca y el uso de los dedos para hacer retroceder a las plumas de los alrededores </li><li> Separar un Dacron o estériles de poliéster hisopo, madre primer extremo, y humedecer la punta estéril con medio de transporte viral para una mayor facilidad en el hisopado. Después de humedecer, toda la cabeza del hisopo es insertado en la cloaca. Limpie la circunferencia interior de la cloaca girando lentamente el hisopo y retire el hisopo de cloaca. </li><li> La inserción de la punta del hisopo directamente en el vial de la muestra de transporte viral medios de comunicación; girar el hisopo entre el pulgar y el índice mientras el aplicador está en los medios de comunicación. Tener un asistente de completar el procedimiento tirando de la punta de la espalda hisopo de la parte inferior del vial aproximadamente 1 cm y cortar el eje del hisopo con un par de tijeras para que la punta del hisopo se queda en el vial y el eje no interfiere con tapa de cierre. Tapón del vial con fuerza. Desinfectar las tijeras con alcohol en el corte entre los ejes hisopo. </li><li> Colocar los frascos en una caja de congelador que contienen hielo seco o hielo. </li></ol> 3. Orofaríngea técnica de hisopo <ol start="1"><li> Abra cuidadosamente el pico del pájaro, de modo que la ranura de coanas es visible </li><li> Separar un hisopo limpio del paquete, el tallo primero, y humedecer la punta con los medios de transporte viral para una mayor facilidad en el hisopado </li><li> Sin tocar la punta a cualquier otras superficies, se insertan en la boca y el hisopo de la apertura de coanas en el techo de la boca y volver de nuevo hacia la región orofaríngea o la garganta </li><li> Coloque la punta del hisopo directamente en el transporte viral vial medios de comunicación. Gire el hisopo entre el pulgar y el índice mientras el aplicador está en los medios de comunicación. Como el anterior, tiene un asistente tirar de la punta de la parte de atrás hisopo de la parte inferior del vial aproximadamente 1 cm y cortar el eje de la esponja con un par de tijeras para que la punta del hisopo se queda en el vial y el eje no interfiera con la tapa cierre. Tapón del vial con fuerza. Desinfectar las tijeras con alcohol en el corte entre los ejes hisopo. </li><li> Colocar los frascos en una caja que contiene el congelador hielo seco o hielo. </li></ol> 4. Manipulación y la liberación de aves <ol start="1"><li> Retorno de aves en el lugar de captura y liberación en el momento oportuno (&lt;20 minutos). Manipuladores deben ser conscientes de los principios de bienestar animal y estar alerta para detectar signos de sufrimiento durante el muestreo de aves (abrasiones, es decir, la captura de miopatía e hipo o hipertermia). Un botiquín de primeros auxilios deben ser incluidos en la lista de equipo. </li></ol> 5. Instalaciones de prueba <ol start="1"><li> Las muestras se pueden probar en cualquier espacio cerrado, como un remolque de investigación o tienda de campaña, con una fuente de alimentación (voltaje regulado generador de energía) para ejecutar la unidad de PCR y el ordenador conectado. </li></ol> 6. La extracción de RNA <ol start="1"><li> Extracción de RNA se realizó con el kit RNeasy Mini con modificaciones menores a las instrucciones del fabricante después de Spackman et al 1. </li><li> Vortex el hisopo medio de 5.3 s, y la transferencia de 350 l con un tubo de microcentrífuga de 2 ml. Nota: Mantenga la muestra restante en el hielo en el caso de PCR muestras positivas deben ser controlados de nuevo o probar H5 necesita ser ejecutado. </li><li> Añadir 350 l de tampón RLT (con β-me) y agitar durante 5 s. </li><li> Añadir 350 l de ARN grado de etanol al 70%. </li><li> Se centrifuga a 5.000 g durante 5 min. </li><li> Añadir 600 l del sobrenadante a una columna de centrifugación en un tubo de recogida de 2 ml. Conservar el resto de la muestra en el bastidor de tubo de ensayo. </li><li> Centrifugar durante 20 s a 10.000 xg y descartar el filtrado. </li><li> Repita los pasos 17-18 hasta que la muestra ha sido pasado a través de spin columna. </li><li> Lugar spin columna en un tubo de recogida limpio de 2 ml. </li><li> Añadir 700 l de buffer RW1 a la columna de centrifugación y centrifugar 25 s de 10.000 x g. Deseche el flujo continuo. </li><li> Añadir 500 l buffer RPE a la columna de centrifugación y centrifugar durante 25 s de 10.000 x g. Deseche el flujo continuo. </li><li> Repita el paso 22 para un total de dos lavados con buffer RPE. </li><li> Centrifugar la columna de centrifugación durante 2 minutos a 14.000 x g. Deseche el tubo de recogida. </li><li> Colocar la columna de giro en un tubo de microcentrífuga limpio de 1.5 ml y añadir 50μl de agua libre de nucleasa. Incubar a temperatura ambiente durante 60 s. </li><li> Eluyen ARN girando durante 60 s de 10.000 xgfo 60 s. Lugar purificado de la muestra en hielo. </li></ol> 7. Preparación de los controles negativos <ol start="1"><li> Reactivos liofilizados fueron preparados para su utilización en el ensayo de PCR de acuerdo a las instrucciones de las Tecnologías de Idaho liofilizado kit de detección de reactivos para la gripe sondas TaqMan Un objetivo 1 (Asay-ASY-0109). </li><li> Centrífuga vial reactivo de control negativo (rojo) durante 3 s para asegurar pellets se encuentran en la parte inferior. </li><li> Quite la tapa, visualmente hacer bolitas que están en el fondo. </li><li> Añadir 20 l de tampón de reconstitución X 2 y 20 l de agua de grado reactivo. </li><li> Recapitulación y agitar durante 5 s en velocidad máxima. </li><li> Centrifugar durante 3 s para llevar líquido a la parte inferior del vial. </li><li> Compruebe visualmente el pellet se rehidrata, si no, repita los pasos 31-32. </li><li> Pipeta 19 ul de la mezcla hidratada en un tubo capilar LightCycler, repita el paso a una segunda pipeta capilar para obtener un duplicado. </li></ol> 8. Preparación de muestras de ensayo <ol start="1"><li> Centrifugar el vial desconocido (azul) durante 3 segundos para asegurarse de pellets se encuentran en la parte inferior. </li><li> Quite la tapa, visualmente hacer bolitas que están en el fondo. </li><li> Añadir 40 ml de ARN purificado. </li><li> Recapitulación y agitar durante 5 s en velocidad máxima. </li><li> Centrifugar durante 3 s para llevar líquido a la parte inferior del vial. </li><li> Compruebe visualmente el pellet se rehidrata, si no, repita los pasos 38-39. </li><li> Pipeta de 19 l de mezcla hidratada en un tubo capilar LightCycler, repita el paso a una segunda pipeta capilar para obtener un duplicado. </li></ol> 9. Preparación de controles positivos <ol start="1"><li> Centrifugar el vial de control reactivo positivo (verde) durante 3 s para asegurarse de pellets se encuentran en la parte inferior. </li><li> Quite la tapa, visualmente hacer bolitas que están en el fondo. </li><li> Añadir 20 l de tampón de reconstitución X 2 y 20 l de agua de grado reactivo. </li><li> Recapitulación y agitar durante 5 s en velocidad máxima. </li><li> Centrifugar durante 3 s para llevar líquido a la parte inferior del vial. </li><li> Compruebe visualmente el pellet se rehidrata, si no, repita los pasos 45-46. </li><li> Pipeta 19 ul de la mezcla hidratada en un tubo capilar LightCycler, repita el paso a una segunda pipeta capilar para obtener un duplicado. </li></ol> 10. Centrifugar los tubos capilares <ol start="1"><li> Una vez que todos los tubos capilares para el lote ha sido preparado cargarlos en el mini-centrifugadora equipados con adaptadores capilar. </li><li> Centrifugadoras en el nivel más bajo manteniendo pulsado el botón de pulso durante 1 s. Esta transferencia de líquido hacia el fondo en la preparación para la prueba. </li></ol> 11. Funcionamiento del RAPID <ol start="1"><li> Crear un nuevo archivo. Etiqueta de control positivo, control negativo, y las muestras (por su número de identificación). </li><li> Programa 1: Ejemplo de ARN Mantenga Preparación <ol><li> Ciclos = 1 </li><li> Modo de análisis = None </li><li> Temperatura objetivo = 40 </li><li> El tiempo de incubación = 30 min </li><li> Temperatura de la tasa de transición = 20 ° C / s (por defecto) </li><li> Objetivo secundario de temperatura = 0 (por defecto) </li><li> Tamaño de paso = 0 (por defecto) </li><li> Retardo de paso = 0 (por defecto) </li><li> Modo de adquisición = None (por defecto) </li></ol></li><li> Programa 2: desnaturalización del ARN <ol><li> Ciclos = 1 </li><li> Modo de análisis = None </li><li> Temperatura objetivo = 94 </li><li> El tiempo de incubación = 120s </li><li> Temperatura de la tasa de transición = 20 ° C / s (por defecto) </li><li> Objetivo secundario de temperatura = 0 (por defecto) </li><li> Tamaño de paso = 0 (por defecto) </li><li> Retardo de paso = 0 (por defecto) </li><li> Modo de adquisición = None (por defecto) </li></ol></li><li> Programa 3: Amplificación del ARN <ol><li> Ciclos = 45 </li><li> Modo de análisis = Auto Análisis </li><li> Temperatura de destino, Segmento 1 = 94, Segmento 2 = 60 </li><li> El tiempo de incubación, Segmento 1 = 0 s, Segmento 2 = 20 s </li><li> Temperatura de la tasa de transición, Seg 1 y 2 = 20 ° C / s (por defecto) </li><li> Temperatura de destino secundario, Seg 1 y 2 = 0 (por defecto) </li><li> Tamaño de paso, Seg 1 y 2 = 0 (por defecto) </li><li> Retardo de paso, Seg 1 y 2 = 0 (por defecto) </li><li> Modo de adquisición, Segmento 1 = Ninguno, Segmento 2 = solo </li></ol></li><li> Los parámetros de fluorescencia <ol><li> Presentación: canal de fluorescencia 2 (CH2 / 1) Ganancias: <ol><li> Ch 1 (F1) = 1 </li><li> Ch 2 (F2) = 8 </li><li> CH 3 (F3) = 1 </li></ol></li><li> Para visualizar los datos de fluorescencia en tiempo real para cada muestra, seleccionar la muestra de interés y haga clic en el botón "Mostrar gráfico" en la parte inferior de la pantalla </li></ol></li><li> Para cada capilar, los resultados son los siguientes: <ul><li> # - Identifica la posición del carrusel del carrusel </li><li> Nombre de la muestra - proporciona el nombre de la muestra </li><li> Control - identifica el tipo de muestra para cada muestra </li><li> Score - calcula utilizando la relación entre la fluorescencia de la muestra y el nivel de fluorescencia de fondo en la muestra </li><li> Resultados - muestra el resultado global de la muestra </li></ul></li></ol> 12. Los resultados representativos: Presente: "presente" Un rojo llamado para una prueba / muestra desconocida indica que el objetivo se identificó en la muestra y los controles fueron exitosos. No detectado: Un verde "no detectado" llamada para una prueba / muestra desconocida indica que el objetivo no fue identificado en la muestra y la prueba de los controles tuvieron éxito. Por favor, repita: A 'por favor, repita' indica que el control positivo o negativo no. Un ejemplo de un análisis exitoso por el RAPID 7200 se muestra en la Figura 4. El control positivo se amplifica y se genera fluorescencia detectable (eje Y) a unos 25 ciclos (eje x). Un ciclo umbral (CT)&gt; 35 es el límite acordado para la mayoría de los laboratorios de referencia VIA. Por lo tanto, los controles positivos de este método produce una señal fluorescente en el número de aceptación de los ciclos (0-35) para la detección de VIA. Por el contrario, el control negativo no genera una señal fluorescente, incluso después de 45 ciclos. Del mismo modo, los doce muestras recogidas en el playero occidental no generar una señal fluorescente que indica que las aves fueron negativas para la AIV. Las pruebas de control de todas las muestras positivas en un laboratorio tradicional se anima a asegurar que no los falsos positivos son erróneamente producido. <img src="files/ftp_upload/2829/2829fig1.jpg" alt="Figura 1"> Figura 1. Aves Playeras de captura con redes de niebla. <img src="files/ftp_upload/2829/2829fig2.jpg" alt="Figura 2"> Figura 2. Recogida de muestras cloacales y orofaríngeos de por lo menos playeros. <img src="files/ftp_upload/2829/2829fig3.jpg" alt="Figura 3"> Figura 3. Programación de la RAPID 7200 para la amplificación del ARN. <img src="files/ftp_upload/2829/2829fig4.jpg" alt="Figura 4"> Figura 4. Fluorogram generado por el portátil RAPID 7200 RT-PCR que muestran cómo los controles positivos y negativos que aparecen en un ensayo de éxito. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/2829/2829fig4large.jpg">Haga clic aquí para ver la imagen en tamaño completo</a>

<ol><li>Spackman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+real-time+reverse+transcriptase+PCR+assay+for+type+A+influenza+virus+and+the+avian+H5+and+H7+hemagglutinin+subtypes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Microbiol%22%5BJournal%5D)">Development of a real-time reverse transcriptase PCR assay for type A influenza virus and the avian H5 and H7 hemagglutinin subtypes.</a> J Clin Microbiol. 40, 3256-3260 (2002).</li>
<li>Takekawa, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Field+detection+of+avian+influenza+virus+in+wild+birds%3A+evaluation+of+a+portable+rRT-PCR+system+and+freeze-dried+reagents%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol+Methods%22%5BJournal%5D)">Field detection of avian influenza virus in wild birds: evaluation of a portable rRT-PCR system and freeze-dried reagents.</a> J Virol Methods. 166, 92-97 (2010).</li>
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<li>Pasick, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+the+molecular+based+techniques+for+the+diagnosis+and+characterization+of+avian+influenza+virus+infections.%5BTitle%5D)+AND+%22Transbound+Emerg+Dis%22%5BJournal%5D)">Advances in the molecular based techniques for the diagnosis and characterization of avian influenza virus infections.</a> Transbound Emerg Dis. 55, 329-338 (2008).</li>
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</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

El método de diagnóstico rápido que aquí se presenta facilita la prueba de tiempo-eficiente y preciso de muestras de aves silvestres para la vigilancia de la AIV. Los requisitos de muestra mucho menos estrictas de almacenamiento portátil de RT-PCR son adecuadas para situaciones remotas donde el mantenimiento de la cadena de frío puede ser poco práctico, si los cargadores de nitrógeno líquido o hielo seco no está disponible. Además, encontramos que el análisis de las muestras con los reactivos liofilizados fue bastante s...

<table border="1"><tbody><tr><th> Nombre del reactivo </th><th> Empresa </th><th> Número de catálogo </th><th> Comentarios (opcional) </th></tr><tr><td> RNeasy mini spin columna </td><td> Qiagen </td><td> 74106 </td><td> Incluido en RNeasy Mini Kit </td></tr><tr><td> Tubos de recogida (1,5 y 2 ml) </td><td> Qiagen </td><td> 74106 </td><td> Incluido en RNeasy Mini Kit </td></tr><tr><td> Tampón RLT </td><td> Qiagen </td><td> 74106 </td><td> Incluido en RNeasy Mini Kit </td></tr><tr><td> Buffer RW1 </td><td> Qiagen </td><td> 74106 </td><td> Incluido en RNeasy Mini Kit </td></tr><tr><td> Buffer RPE </td><td> Qiagen </td><td> 74106 </td><td> Incluido en RNeasy Mini Kit </td></tr><tr><td> Agua libre de RNasa </td><td> Qiagen </td><td> 74106 </td><td> Incluido en RNeasy Mini Kit </td></tr><tr><td> 14,3 M β-mercaptoetanol solución </td><td> Fisher Scientific </td><td> BP176100 </td><td></td></tr><tr><td> 100% de etanol </td><td> Fisher Scientific </td><td> NC9602322 </td><td></td></tr><tr><td> Vortex Genie 2, 120 </td><td> Scientific Industries </td><td> SI-0236 </td><td></td></tr><tr><td> TaqMan Influenza A Objetivo 1 (hidrólisis de la sonda) </td><td> Idaho Tecnologías </td><td> Asay-ASY-0109 </td><td></td></tr><tr><td> Tubos capilares LightCycler 20ml </td><td> Roche Applied Science </td><td> 04929292001 </td><td></td></tr><tr><td> Micro-centrífuga con rotor para tubos de 2 ml </td><td> Idaho Tecnologías </td><td></td><td> Incluido en el kit RAPID </td></tr><tr><td> Ruggedized avanzada de dispositivos de identificación de patógenos (RAPID) 7200 </td><td> Idaho Tecnologías </td><td></td><td> Incluido en el kit RAPID </td></tr><tr><td> Pentium portátil basado en Windows XP Professional </td><td> Idaho Tecnologías </td><td></td><td> Incluido en el kit RAPID </td></tr><tr><td> LightCycler software de análisis de datos </td><td> Idaho Tecnologías </td><td></td><td> Incluido en el kit RAPID </td></tr></tbody></table>

el diagnóstico rápido del virus de la influenza aviar en aves silvestres: el uso de un portátil de rt-pcr y reactivos liofilizados en el campo

Rapid Diagnosis of Avian Influenza Virus in Wild Birds: Use of a Portable rRT-PCR and Freeze-dried Reagents in the Field

Las aves silvestres han sido implicados en la propagación de la influenza aviar altamente patógena (IAAP) del subtipo H5N1, lo que provocó la vigilancia a lo largo de las rutas migratorias. El muestreo de aves silvestres para el virus de la gripe aviar (AIV) se realiza a menudo en regiones remotas, pero los resultados son a menudo se retrasa debido a la necesidad de transportar las muestras a un laboratorio equipado para las pruebas moleculares. En tiempo real de la transcriptasa inversa reacción de polimerasa en cadena (RT-PCR) es una técnica molecular que ofrece uno de los métodos más precisos y sensibles para el diagnóstico de la AIV. Los protocolos de laboratorio previamente estrictamente necesario para la RT-PCR se están adaptando para el campo. El desarrollo de reactivos liofilizados (liofilizado) que no requieren cadena de frío, con una sensibilidad a nivel de los reactivos húmedos ha llevado a pruebas en el lugar remoto a un objetivo práctico. Aquí presentamos un método para el diagnóstico rápido de la AIV en aves silvestres con una unidad de RT-PCR (Ruggedized avanzada de dispositivos de identificación de patógenos o rápida, las tecnologías de Idaho, Salt Lake City, UT), que cuenta con los reactivos liofilizados (Influenza A Meta 1 Taqman; Asay -ASY-0109, Tecnologías de Idaho). Los reactivos contienen todos los componentes necesarios para las pruebas en las concentraciones adecuadas en un solo tubo: primers, sondas, las enzimas, los tampones y los controles internos positivos, eliminando los errores asociados con el almacenamiento o manejo inadecuado de los reactivos mojado. La unidad portátil realiza una pantalla para la gripe A por objetivo el gen de la matriz y los resultados de los rendimientos en 2-3 horas. Subtipos genéticos también es posible con imprimación H5 y H7, establece que se dirigen al gen de la hemaglutinina. El sistema es adecuado para su uso en muestras cloacales y orofaríngeos procedentes de aves silvestres, como se ha demostrado aquí en el especies de aves playeras migratorias, el playero occidental (Calidrus mauri) capturados en el norte de California. Manejo de los animales siguieron los protocolos aprobados por el Cuidado de Animales y el empleo de los EE.UU. Geological Survey Centro Occidental de Investigación Ecológica y los permisos de las Aves Servicio Geológico de EE.UU. Laboratorio de Anillamiento. La principal ventaja de esta técnica es acelerar el diagnóstico de las aves silvestres, lo que aumenta las posibilidades de contener un brote en una ubicación remota. Sobre el terreno diagnóstico también podrían ser útiles para la identificación y estudio de las personas infectadas en las poblaciones silvestres. La oportunidad de recoger información sobre la biología de acogida (la respuesta inmunológica y fisiológica a la infección) y la ecología espacial (el rendimiento de las aves migratorias infectadas) se proporciona una visión de la medida en que las aves silvestres pueden actuar como vectores para AIV a largas distancias.

Este estudio describe el diagnóstico de la gripe aviar en aves silvestres con un portátil de RT-PCR sistema. El método tiene la ventaja de liofilizado reactivos para detectar las aves silvestres en un entorno ajeno al laboratorio, propio de un escenario de brote. Uso de herramientas moleculares ofrece alternativas precisas y sensibles para el diagnóstico rápido.

El diagnóstico rápido del virus de la influenza aviar en aves silvestres: El uso de un portátil de RT-PCR y reactivos liofilizados en el campo

Se ha implicado a las aves silvestres en la propagación de la influenza aviar altamente patógena (IAAP) del subtipo H5N1, lo que ha impulsado la vigilancia a lo largo de las rutas migratorias...

El objetivo general de este procedimiento es evaluar a aves silvestres en busca del virus de la influenza aviar o un IV en el momento de su captura, lo cual suele realizarse en entornos de campo remotos alejados de instalaciones de laboratorio. Esto se logra primero capturando aves silvestres mediante la técnica de redes de niebla, seguido de la recolección oportuna de muestras cloacales y orofaríngeas. Después de trasladarse a un espacio cerrado, se extrae el ARN del medio de transporte viral utilizando el kit de extracción RNZ Minikit; luego se preparan controles positivos y negativos, así como las muestras de prueba, empleando reactivos liofilizados, seguido del traslado de las muestras a tubos capilares microscópicos.El paso final del procedimiento consiste en amplificar el ARN viral a partir de muestras positivas utilizando un equipo portátil de PCR en tiempo real denominado Dispositivo Ruggedized Advanced Pathogen Identification o Rapid. En definitiva, se pueden obtener resultados que muestran la presencia de un virus de la influenza aviar y de aves silvestres en menos de 24 horas desde la recolección de muestras en el campo. La principal ventaja de esta técnica frente a las

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Inmunología e Infección

ampliPHOX tecnología de detección colorimétrica se presenta como una alternativa económica a la detección por fluorescencia de microarrays. Sobre la base de fotopolimerización, ampliPHOX produce manchas de polímero sólido visible a simple vista en tan sólo unos minutos. Resultados son imágenes e interpretado de forma automática con un paquete de software simple pero poderosa.

ampliPHOX colorimétrico de detección de un microarray de ADN para la influenza

Un método para preservar, detectar y secuencia de ARN del virus de la gripe aviar fue confirmada y ampliada usando colorantes naturales como muestras de heces de las aves. Esta técnica elimina la necesidad de mantener una cadena de frío y la manipulación de virus infecciosos y puede ser aplicado en un 96-así de alto rendimiento de la instalación.

Vigilancia de la Gripe Aviar, con tarjetas FTA: Métodos de Campo, la bioseguridad y los problemas de transporte resueltos

Este método describe el uso de infrarrojos sistema colorante formación de imágenes basada para la detección de H1N1 en bronquioalveolar lavado (BAL) de líquidos de los ratones infectados en una alta sensibilidad. Esta metodología se puede realizar en un 96 - o 384-así placa, requiere &lt;10 l de volumen material de prueba y tiene el potencial para el cribado simultáneo de múltiples patógenos.

De alto rendimiento Método de detección de virus de la influenza

Este video muestra un método cuantitativo para detectar infecciones virales utilizando PCR con transcripción inversa en tiempo real. El paso de transcripción inversa convierte el ARN en ADNc, que luego se amplifica a través de ciclos de PCR. La presencia de ARN viral en la muestra se confirma mediante el análisis de las curvas de amplificación y disociación del ADN obtenidas de la PCR.

PCR cuantitativa con transcripción inversa en tiempo real para el diagnóstico de infecciones virales

Los huevos de gallina fértiles se utilizan ampliamente para producir grandes cantidades del virus de la influenza A humana, ya que proporcionan un sistema conveniente y rentable para demostrar altos rendimientos de virus.

Propagación del virus de la influenza en embrionados de pollo Huevos

Los autores presentan un protocolo para recolectar toallitas nasales de cerdos para detectar y aislar los virus de la influenza A.

Nasal Toallitas para Influenza A Detección de Virus y aislamiento de los cerdos

Se describe un ensayo rápido, a base de molecular Influenza A y B. El ensayo detecta la influenza cada objetivo en los 15 minutos mediante el empleo de amplificación isotérmica con cebadores específicos de la influenza, seguido de la detección de objetivos con sondas de baliza molecular. El ensayo de la gripe A y B es fácil de usar y requiere práctica en un mínimo de tiempo para llevar a cabo.

Detección Molecular rápida y diferenciación de virus gripales A y B

pruebas de alto rendimiento de ADN y ARN patógenos basados ​​por nanoescala PCR se describe el uso de un canino sindrómica y el panel de PCR respiratoria equina.

La detección de alto rendimiento de los patógenos respiratorios de especímenes animales por PCR nanoescala

Un despliegue rápido, fuera de la red de laboratorio ha sido diseñado y construido para configuración remota, con recursos limitados. Se exploran las características y aspectos críticos de los módulos de laboratorio de logística mejorada, expandible, multifuncional. Lista de verificación para un flujo de trabajo de laboratorio básico y un protocolo para una prueba de diagnóstico viral respiratoria se desarrolló y presentó.

Gerencia de laboratorio remoto: Diagnóstico de Virus Respiratorio de la

Presentamos un protocolo completo para el diagnóstico postmortem de la rabia animal en condiciones de campo utilizando una prueba de diagnóstico inmunocromatográfico rápido (RIDT), desde el muestreo de biopsia cerebral hasta la interpretación final. También describimos otras aplicaciones que utilizan el dispositivo para el análisis molecular y el genotipado viral.

Prueba de diagnóstico inmunocromatográfico rápido postmortem de campo para la configuración de recursos limitados con otras aplicaciones moleculares

Aprende a diagnosticar influenza aviar en aves silvestres mediante RT-PCR portátil con reactivos liofilizados en campo. Este método permite detectar el virus en 24 horas, facilitando la respuesta rápida a brotes en entornos remotos.

El diagnóstico rápido del virus de la influenza aviar en aves silvestres: El uso de un portátil de RT-PCR y reactivos liofilizados en el campo (Video) | JoVE Journal

El diagnóstico rápido del virus de la influenza aviar en aves silvestres: El uso de un portátil de RT-PCR y reactivos liofilizados en el campo

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