Name: La preparación de modelos Recorte de Epileptogénesis postraumático en roedores (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-15T12:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 58 s
Description: Aprende a preparar un modelo de subcorte para epileptogénesis postraumática en ratas utilizando un dispositivo quirúrgico personalizado. Este método mejora la precisión y consistencia de las lesiones corticales para investigar los mecanismos de la epilepsia.

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Este trabajo fue apoyado por el NIH / NINDS NS subvención 4R00 057.940, y la concesión SCBI 200-12 de la médula espinal y lesión cerebral Fondo de Investigación del Departamento de Salud del Estado de Indiana.

1. Haciendo un simple dispositivo para la cirugía de socavar <ol><li> El dispositivo de socavar hemos creado consta de tres partes (Fig. 1): (1) una placa de soporte de acero inoxidable o de plástico que permite la unión de un tubo guía y una aguja, y se sienta a través de la ventana craneal durante la cirugía, (2) un tubo guía que sostiene una aguja en su posición y permite la rotación de agujas, y (3) una aguja que es un ángulo de 90 grados en ~ 3 mm de la punta, y se puede mover por la rotación y la inserción. </li><li> Corte un pedazo de 1 a 1,5 mm de espesor, de 7 a 10 x 30 mm rectangular de acero inoxidable o de plástico transparente (1) para hacer la placa de soporte. Preparar un 1,5 pulgadas de calibre 22 (BD empresa, # 305156) y un 1,5 pulgadas de calibre 25 (BD empresa, # 305127) aguja de la jeringa. Para hacer un tubo de guía, cortar el extremo de plástico y la punta de la aguja inferior de la aguja de la jeringa de calibre 22 para que su longitud total es de unos 31-32 mm (2). Arena al final de metal para que sea plana y lisa. La longitud final de este tubo guía debe ser de unos 5-6 mm más corta que la aguja de la jeringa de calibre 25. </li><li> Utilice pegamento de cianoacrilato para fijar el tubo guía en la placa de soporte, asegurándose de que la aguja es perpendicular a la orilla del metal. </li><li> Inserte la aguja de la jeringa de calibre 25 en el tubo guía, y doblar la aguja de 90 grados a 2,5-3 mm de la punta (Fig. 1). </li><li> Ajustar el rango vertical que se desplaza de la aguja, pegando un pequeño tubo de plástico en el extremo de la aguja (Fig. 1, parada de la aguja). El rango final de movimiento de la aguja que determina la profundidad de la aguja se puede insertar en la corteza, y debe ser 1.6-1.8 mm de P21 ratas y 1.3-1.5 mm de P21 ratones. Esta longitud debe ser ajustado para diferentes especies y edades de los animales. </li><li> Conecte un cable de cobre pequeña o un pedazo pequeño de cinta adhesiva en el extremo superior de la aguja en la misma dirección que la punta doblada (Fig. 1 indicador de aguja). El cable o cinta indica el ángulo de giro de la aguja durante la cirugía de socavar (Fig. 1). </li></ol> 2. Animal preparación <ol><li> Todos los instrumentos quirúrgicos deben ser esterilizados en autoclave, esterilizado con un esterilizador de bolas de cristal, o desinfectada con etanol al 70%. </li><li> Utilizamos ratas Sprague / Dawley a la edad postnatal 20 a 22 días (P20-22) o ratones CD1 a la misma edad. Las diferentes cepas de ratones o ratas pueden ser utilizados para proyectos específicos. </li><li> Anestesiar a los ratones con una inyección ip de ketamina 80 mg / kg y xilacina 8 mg / kg. El procedimiento quirúrgico se inicia después de que el animal no responde al pellizcar la cola. Durante la cirugía, si es necesario, una dosis de refuerzo de un tercio de la dosis original del cóctel anestésico se puede dar para restablecer el estado original de la anestesia. </li><li> Cortar el cabello en el cuero cabelludo del animal con una cortadora de cabello eléctrica. Aplique una pequeña cantidad de ungüento oftálmico en los ojos de los animales para protegerse de la sequedad durante la anestesia. Desinfectar el cuero cabelludo con un 10% de solución de povidona yodada, seguido de 70% de etanol. </li><li> Monte el animal en un aparato estereotáxico para mantener la cabeza en una posición fija estable. A lo largo de la cirugía, que mantener al animal en un cojín de la calefacción para prevenir la hipotermia. </li><li> Haga una línea media anterior-posterior incisión en el cuero cabelludo con un bisturí, que se extiende desde lambda de entre los ojos. Use pinzas hemostáticas para tirar de la piel a un lado y exponer el cráneo de la izquierda lo suficiente. </li><li> Haga un corte rectangular en el cráneo a la izquierda, y el uso del bisturí para raspar el periostio. Este paso será reducir el sangrado y facilitar la perforación en el cráneo. </li></ol> 3. Lo que socava <ol><li> Agregue una pequeña cantidad de solución salina estéril en la zona del cráneo expuesto, a continuación, utilizar varios Q-tips para limpiar la sangre y seca el área. </li><li> Bajo un microscopio quirúrgico, iniciar la perforación de una ranura rectangular (~ 5 x 7 mm en las ratas, 4 x 5 mm en los ratones) en el centro del cráneo, a la izquierda (aproximadamente por encima de la corteza sensoriomotora izquierda). La aplicación de una gota de solución salina en el cráneo facilita la perforación y el calor se disipa. Después de aproximadamente 2 / 3 de profundidad del hueso se perfora, eliminar el exceso de solución salina y limpiar el área de perforación con un Q-tip. Despacio y con cuidado perforar más profundo hasta que la pieza central de los huesos se puede mover a tocarlo con un fórceps. </li><li> Retire con cuidado la pieza central de hueso mediante la inserción de una punta afilada de una pinza en el borde del hueso y levantando lentamente las pinzas para exponer el hemisferio izquierdo. </li><li> Bajo el microscopio quirúrgico, mantenga el dispositivo de socavar, y orientar la aguja en una dirección parasagital y la placa de soporte perpendicular a la línea media, la inclinación del dispositivo ligeramente caudal a fin de mantener la visualización de la punta de la aguja y la región de destino cortical. Dirija la punta de la aguja a una zona 1-2 mm lateral a la sutura sagital superior, en el centro de la ventana del cráneo, y evitar la penetración directa de los grandes vasos. </li><li> Insertar la aguja en dirección horizontal a través de la duramadre y en el PIA para evitar a los vasos sanguíneos. Sentarse la parte inferior del dispositivo socavaren ambos bordes de la ventana del cráneo para que la aguja se coloca perpendicular a la superficie cortical (Fig. 1). Descansando el dispositivo en los bordes de la ventana craneal tanto a mano de manera significativa a reducir o eliminar la mano temblorosa en el siguiente procedimiento. Levante la aguja por debajo de la pia, y luego baja lentamente para crear una corte transcortical hasta que la aguja no puede ir más profundo. Gire ~ 135 ° de la línea media para crear un tema de medio círculo blanco / capa profunda VI vender más barato. A continuación, levantar la aguja de nuevo a por debajo de la pia. Incline el dispositivo hacia atrás y retirar la aguja. </li><li> Opcionalmente, se puede repetir el procedimiento anterior (paso 2.5) pero sin volver la aguja a fin de crear un recorte adicional transcortical en los bordes laterales de la ventana. Esto creará un aislamiento cortical más completa. </li><li> Coloque un trozo de película de plástico (6 x 6 mm) en la ventana del cráneo de protección, y la sutura en el cuero cabelludo. Colocar el animal sobre un cojín calentado hasta que esté completamente recuperado de la anestesia. </li></ol> 4. Los resultados representativos: Coronal rodajas cortical se puede preparar para confirmar el éxito de la cirugía de vender más barato. En rodajas preparado&gt; 2 semanas después de la cirugía, los recortes transcortical y socavar son discernibles en el objetivo de baja potencia de un microscopio (Fig. 2). La corteza parcialmente aislados por lo general se hace un poco más delgada, y la actividad epileptiforme se puede detectar en la mayoría de las rebanadas corticales con la grabación de campo de potencial (Fig. 3). Por el contrario, la formación de grandes agujeros en la sustancia blanca o en profundas capas corticales, dramático adelgazamiento de la corteza lesionada, o un corte errante por encima o por debajo de la sustancia blanca del cerebro se hacen inutilizables para otros experimentos. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Estructura y la aplicación de un dispositivo de retención. Un tubo de guía (2) está pegada sobre una placa de apoyo (1) que es de acero inoxidable o de plástico transparente. Una aguja de la jeringa (3) se inserta a través del tubo guía y se inclinó a ~ 3 mm de la punta. Una aguja deje de tubo de plástico pegado a la parte superior de la aguja de modo que el rango vertical en movimiento de la aguja se limita a ~ ~ 1,2 mm y 1,5 mm para su uso en P21 ratones y ratas, respectivamente. Un segmento de alambre de cobre pequeños se fija por debajo de la manija como aguja del indicador de la orientación de la aguja doblada. Tenga en cuenta que el dispositivo está inclinado y en contacto con los bordes de la ventana del cráneo para que el corte puede hacerse en paralelo a la superficie pial. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Una imagen representativa de la rebanada de vender más barato. A. fluorescentes imagen de una sección que se preparó dos semanas después de la lesión socavado en una rata P48. La herida de corte fue marcado por fluorescentes DII tinte. Las flechas blancas a la derecha indican corte transcortical, y las flechas en la parte inferior indica que socavar pasó a través de la frontera entre la capa IV y la materia blanca. <img src="/files/ftp_upload/2840/2840fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Grabación de campo potencial de una rebanada de vender más barato. Campo de registro de potenciales de una rebanada del cerebro mostraron socavar la actividad epileptiforme, lo que sugiere la hiperexcitabilidad cortical del tejido lesionado.

<ol><li>Hoffman, S. N., Salin, P. A., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+neocortical+epileptogenesis+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Chronic neocortical epileptogenesis in vitro.</a> J Neurophysiol. 71, 1762-1773 (1994).</li>
<li>Topolnik, L., Steriade, M., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperexcitability+of+intact+neurons+underlies+acute+development+of+trauma-related+electrographic+seizures+in+cats+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Hyperexcitability of intact neurons underlies acute development of trauma-related electrographic seizures in cats in vivo.</a> Eur J Neurosci. 18, 486-496 (2003).</li>
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<li>Sharpless, S. K., Halpern, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+electrical+excitability+of+chronically+isolated+cortex+studied+by+means+of+permanently+implanted+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Electroencephalogr+Clin+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">The electrical excitability of chronically isolated cortex studied by means of permanently implanted electrodes.</a> Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 14, 244-255 (1962).</li>
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<li>Li, H., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+activity+in+chronically+injured%2C+epileptogenic+sensory-motor+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurophysiol%22%5BJournal%5D)">Synaptic activity in chronically injured, epileptogenic sensory-motor neocortex.</a> J Neurophysiol. 88, 2-12 (2002).</li>
<li>Salin, P., Tseng, G. F., Hoffman, S., Parada, I., Prince, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Axonal+sprouting+in+layer+V+pyramidal+neurons+of+chronically+injured+cerebral+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Axonal sprouting in layer V pyramidal neurons of chronically injured cerebral cortex.</a> J Neurosci. 15, 8234-8245 (1995).</li>
<li>Avramescu, S., Nita, D. A., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neocortical+post-traumatic+epileptogenesis+is+associated+with+loss+of+GABAergic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Neocortical post-traumatic epileptogenesis is associated with loss of GABAergic neurons.</a> J Neurotrauma. 26, 799-812 (2009).</li>
<li>Avramescu, S., Timofeev, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synaptic+strength+modulation+after+cortical+trauma%3A+a+role+in+epileptogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Synaptic strength modulation after cortical trauma: a role in epileptogenesis.</a> J Neurosci. 28, 6760-6772 (2008).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

El modelo de socavar un sistema altamente eficiente para el estudio de epileptogénesis postraumático. Una cirugía típica sólo toma unos 20-30 minutos para el final, y evocó la actividad epileptiforme espontánea o se pueden grabar en rodajas de la mayoría de los animales dos semanas después de la cirugía 1-2. Más importante aún, este modelo reproduce los aspectos de los cambios después de una lesión traumática del cerebro, tales como sangrado, inflamación, edema, axotomía y la muerte neuronal 7. No ...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del Material </td><td> Tipo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td></tr><tr><td> Foredom micromotor kit </td><td> equipo </td><td> Foredom </td><td> K.1070 </td></tr><tr><td> 1,5 pulgadas de calibre 22 aguja de la jeringa </td><td> material </td><td> BD empresa </td><td> 305156 </td></tr><tr><td> 1,5 pulgadas de calibre 25 aguja de la jeringa </td><td> material </td><td> BD empresa </td><td> 305127 </td></tr><tr><td> Pegamento de cianoacrilato </td><td> material </td><td> Ted Pella </td><td> 14450 </td></tr></tbody></table>

la preparación de modelos recorte de epileptogénesis postraumático en roedores

Preparing Undercut Model of Posttraumatic Epileptogenesis in Rodents

Parcialmente aisladas corteza (&quot;socavar&quot;) es un modelo animal de la epileptogénesis postraumático. El procedimiento quirúrgico consiste en cortar a través de la corteza sensorio-motor y la parte de abajo la sustancia blanca (debilitar) a fin de que una región específica de la corteza cerebral es en gran parte aislado de la corteza vecinos y regiones subcorticales 1-3. Después de una latencia de dos o más semanas después de la cirugía, las descargas epileptiformes se pueden grabar en secciones de cerebro de los roedores una, y ataques eléctricos o de comportamiento se puede observar en vivo a partir de otras especies como el gato y el mono 4-6. Este modelo animal bien establecido es eficiente para generar e imita varias características importantes de la lesión cerebral traumática. Sin embargo, es técnicamente difícil tratar de precisar las lesiones corticales en el cerebro de roedores pequeños con las manos libres. Con base en el procedimiento establecido inicialmente en el laboratorio del Dr. David príncipe en la Universidad de Stanford 1, aquí le presentamos una técnica mejorada para realizar una cirugía para la preparación de este modelo en ratones y ratas. Nos muestra cómo crear un dispositivo quirúrgico simple y lo utilizan para obtener un mejor control de la profundidad de corte y el ángulo de generar resultados más precisos y consistentes. El dispositivo es fácil de hacer, y el procedimiento es rápido de aprender. La generación de este modelo animal proporciona un sistema eficiente para el estudio de los mecanismos de epileptogénesis postraumático.

Parcialmente aisladas corteza (&quot;socavar&quot;) es un modelo animal eficiente de epileptogénesis postraumático. Aquí se demuestra cómo hacer que un dispositivo quirúrgico novedoso y lo utilizan para hacer que las lesiones más preciso y consistente para generar este modelo.

La preparación de modelos Recorte de Epileptogénesis postraumático en roedores

La corteza parcialmente aislada («undercut») es un modelo animal de epileptogénesis postraumática. El procedimiento quirúrgico consiste en realizar un corte a través de la ...

Este procedimiento demostrará cómo preparar un modelo de epileptogénesis postraumática con sección subyacente en ratas. El primer paso consiste en fabricar un dispositivo sencillo que mejore la precisión y la consistencia de la cirugía de sección subyacente. Luego, se prepara al animal para la cirugía y se realiza una ventana craneal en la superficie del cráneo para obtener acceso al cerebro.Finalmente, la aguja del dispositivo de corte subyacente se inserta en la sustancia blanca de la corteza cerebral y se gira para producir un corte en forma de abanico en la región objetivo. En última instancia, se pueden obtener resultados que muestran actividad de tipo epiléptico en cortes cerebrales mediante el registro de potenciales de campo. La principal ventaja de esta técnica es que puede lograrse una colisión de corte más precisa y consistente mediante un dispositivo quirúrgico sencillo y fabricado a medida.Y este modelo animal puede utilizarse para responder preguntas clave relacionadas con la epileptogénesis tras una lesión cerebral traumática. Aunque este ratón se utiliza a menudo en arroz, también puede aplicarse a ratones. En general, las personas nuevas en este método lo pasan mal porque realizar una lesión tan precisa en la corteza de roedores a mano alzada es difícil.El dispositivo quirúrgico consta de tres partes: una placa de soporte, un tubo guía y una aguja doblada a 90 grados cerca de la punta. Para preparar un dispositivo de undercut para cirugía en ratas de tres a cuatro semanas de edad, primero corte un trozo de acero inoxidable o plástico transparente de uno a 1,5 milímetros de grosor y de siete a 10 por 30 milímetros de tamaño rectangular. Para fabricar la placa de soporte, tome una aguja de jeringa de calibre 25 y otra de calibre 22 y mida la longitud de la aguja de calibre 25.A continuación, corte el extremo de plástico de la aguja de calibre 22 y mida la longitud total de la marca de la aguja; luego corte la aguja de calibre 22 en un punto de modo que la longitud final del tubo guía sea aproximadamente cinco a seis milímetros más corta que la aguja de la jeringa de calibre 25. Lije el extremo para alisarlo. Utilice pegamento de cianoacrilato para fijar el tubo guía sobre la placa de soporte, asegurándose de que la aguja quede perpendicular y alineada con el borde de la placa de soporte.Introduzca la aguja de jeringa de calibre 25 en el tubo guía y doble la aguja 90 grados, a 2,5 hasta tres milímetros de la punta. Finalmente, sujete un alambre de cobre pequeño o un trozo pequeño de cinta en el extremo superior de la aguja, en la misma dirección que la punta doblada.El alambre o cinta indica el ángulo de giro de la aguja durante la cirugía de desbaste. Antes de comenzar este procedimiento, consulte con el comité institucional de cuidado de animales para obtener la aprobación necesaria para los siguientes procedimientos. En primer lugar, asegúrese de que todos los instrumentos quirúrgicos estén esterilizados mediante un método aprobado y de que haya un campo estéril disponible para la cirugía.Anestesie el animal según el protocolo aprobado y asegúrese de que el animal esté completamente anestesiado realizando una compresión del rabo. Utilice una afeitadora eléctrica para afeitar el cuero cabelludo del animal alrededor del área donde se realizará la incisión. A continuación, desinfecte el cuero cabelludo utilizando una solución de povidona-yodo al 10%, seguida de etanol al 70%.Cubra los ojos del animal con una pomada oftálmica para evitar que se sequen. Durante la cirugía, sujete al animal a un aparato estereotáxico para mantener la cabeza en una posición fija y estable. Es recomendable mantener al animal sobre una almohadilla calefactora para prevenir la hipotermia.Con un escalpelo, realice una incisión media anteroposterior en el cuero cabelludo que se extienda desde Lambda hasta entre los ojos. Luego, utilice pinzas hemostáticas para separar la piel y exponer suficientemente el lado izquierdo del cráneo. Use el escalpelo para hacer un corte rectangular en el lado izquierdo del cráneo y para raspar el periostio.Este paso reducirá el sangrado y facilitará la perforación en el cráneo. Primero, limpie el cráneo utilizando solución salina estéril y varios bastoncillos para eliminar la sangre y secar el área. Luego, aplique una gota de solución salina estéril en el centro del lado izquierdo del cráneo.Luego, comience a perforar para producir un surco rectangular de cuatro por cinco milímetros en el centro del lado izquierdo del cráneo. Después de perforar aproximadamente dos tercios de la profundidad ósea, retire el exceso de solución salina y limpie el área perforada con un hisopo. Continúe lentamente y con cuidado perforando más profundamente hasta que el fragmento óseo central sea móvil con un leve toque de las pinzas.Retire cuidadosamente la pieza ósea central agarrando suavemente el fragmento óseo con pinzas y levantando lentamente la ventana ósea para exponer el hemisferio izquierdo mientras sostiene el dispositivo subyacente. Oriente la aguja en dirección parasagital y la placa de soporte perpendicular a la línea media. Apunte la punta de la aguja uno a dos milímetros lateral a la sutura sagital superior en el centro de la ventana craneal, evitando los vasos sanguíneos grandes.A continuación, inserte la aguja en dirección horizontal a través de la dura y debajo del pilar. Para evitar dañar los vasos sanguíneos, coloque la base del dispositivo subyacente sobre ambos bordes de la ventana craneal de modo que la aguja quede posicionada perpendicular a la superficie cortical. Asegúrese de que la aguja esté debajo del pilar elevándola ligeramente.Luego, baje lentamente la aguja para crear un corte transcortical hasta que la aguja no pueda penetrar más. A continuación, gire la aguja 180 grados alejándose de la línea media para crear un desprendimiento en forma de media luna en la capa profunda seis de la sustancia blanca. Finalmente, eleve nuevamente la aguja hasta que quede debajo del muelle.Luego incline hacia atrás el dispositivo subrasante y retire la aguja. Coloque un trozo de película de plástico sobre la ventana craneal para protegerla. A continuación, desabroche las pinzas hemostáticas, humedezca el cuero cabelludo con solución salina estéril si es necesario y colóquelo de nuevo en su posición.Cierre la incisión con puntos de sutura. Luego libere al animal del aparato estereotáxico y colóquelo sobre una almohadilla calefactora hasta que el animal se recupere de la anestesia. Después de devolver al animal a su jaula de alojamiento, asegúrese de administrar analgesia según lo definido por el protocolo del comité institucional de cuidado y uso de animales (IA iacuc) correspondiente.Aquí, se han preparado cortes corticales coronales dos semanas después del procedimiento para evaluar el éxito de la cirugía de subincisión. Las incisiones transcorticales y subcutáneas son discernibles bajo el objetivo de baja potencia de un microscopio. Este registro de potencial de campo revela actividad evocada de forma leptóptica con corteza aislada parcialmente.Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en aproximadamente 30 minutos si se lleva a cabo correctamente. Bueno, al intentar este procedimiento, es importante recordar practicar el uso del dispositivo quirúrgico antes de la cirugía. Después de ver este video, deberías tener una buena comprensión de cómo preparar un modelo sin corte de epileptogénesis postraumática en roedores.

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Investigación

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Neurociencia

Este video muestra el registro electroencefalográfico (EEG) de convulsiones epilépticas en ratas inducidas por epilepsia. Una rata con electrodos implantados en el hipocampo ventral se conecta al sistema de registro de EEG y se coloca en una cámara de plexiglás. Se permite que la rata se mueva libremente mientras se registra la actividad cerebral para controlar la ocurrencia de convulsiones.

Registro electroencefalográfico de convulsiones epilépticas en ratas inducidas por epilepsia

Fuente: Jang, S., et al, Convulsiones electroconvulsivas en ratas y fraccionamiento de sus hipocampos para examinar los cambios inducidos por convulsiones en las proteínas de densidad postsináptica. J. Vis. Exp. (2017)Este video demuestra la inducción de una convulsión electroconvulsiva aguda (ECS) en un modelo de rata para estudiar la neuroplasticidad inducida por convulsiones. Los investigadores aplican estimulación eléctrica a través de electrodos de clip para los oídos, lo que desencadena...

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Aquí demostramos el uso de una tecnología inalámbrica para el electroencefalograma (EEG) en modelos neonatos de roedores con enfermedades humanas. Con la telemetría, no hay conexiones que entorpezcan, lo que permite comportamientos naturales.

A largo plazo Monitoreo EEG continua en Modelos pequeño roedor de las enfermedades humanas Uso del Sistema Transmisor inalámbrico Epoch

Este video presenta los procedimientos de preparación, registro y análisis de fuentes de EEG de alta resolución en ratas sedadas con un modelo preclínico particular de epilepsia focal en condiciones no invasivas.

Cerebro Imaging Source en modelos preclínicos de la rata de la epilepsia focal usando de alta resolución EEG Grabaciones

Este protocolo describe un método de química inflamación con pentylenetetrazole y proporciona un modelo de ratón de la epilepsia. Este protocolo también puede utilizarse para investigar la vulnerabilidad a la inducción de convulsiones y de la patogenesia después de las crisis epilépticas en los ratones.

Modelo murino de inflamación inducida por Pentylenetetrazole

Modelos de convulsión aguda son importantes para el estudio de los mecanismos subyacentes a los eventos epileptiformes. Además, la capacidad para generar eventos epileptiformes en demanda proporciona un método altamente eficiente para estudiar la secuencia exacta de los eventos subyacentes a su iniciación. Aquí, describimos los modelos de crisis cortical aguda 4-aminopiridina en tejido humano y ratón.

Generación y demanda inicio de la actividad Ictal aguda en roedores y tejido humano

Este protocolo sistemático describe un nuevo modelo animal de epilepsia postraumática después de una lesión cerebral traumática leve repetitiva. La primera parte detalla los pasos para la inducción de lesiones cerebrales traumáticas usando un modelo de caída de peso modificado. La segunda parte proporciona instrucciones sobre el enfoque quirúrgico para sistemas de adquisición de datos electroencefalográficos monocanal y multicanal.

Inducir la epilepsia postraumática en un modelo de ratón de lesión cerebral traumática difusa repetitiva

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La amígdala juega un papel clave en la epilepsia del lóbulo temporal, que se origina y se propaga a partir de esta estructura. Este artículo proporciona una descripción detallada de la fabricación de electrodos cerebrales profundos con funciones de grabación y estimulación. Introduce un modelo de epilepsia del lóbulo temporal medial que se origina en la amígdala.

Uso de un electrodo bipolar para crear un modelo de ratón con epilepsia del lóbulo temporal mediante el encendido eléctrico de la amígdala

Aprende a preparar un modelo de subcorte para epileptogénesis postraumática en ratas utilizando un dispositivo quirúrgico personalizado. Este método mejora la precisión y consistencia de las lesiones corticales para investigar los mecanismos de la epilepsia.

La preparación de modelos Recorte de Epileptogénesis postraumático en roedores

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