Espectroscopía de fluctuación de fluorescencia para estudiar la interacción de proteínas en los contactos celulares

0 vistas3:42 min • July 8th, 2025

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Las interacciones célula-célula, mediadas por proteínas en las superficies celulares vecinas, se pueden estudiar en células vivas utilizando un ensayo de espectroscopia de fluctuación de fluorescencia.

Primero, tome cultivos celulares separados que expresen un receptor de adhesión, una proteína transmembrana. El receptor en las células de las dos poblaciones está marcado con proteínas fluorescentes separadas espectralmente. Estas etiquetas fluorescentes están presentes en la región citoplasmática del receptor, evitando la interferencia con la interacción célula-célula.

Deseche el medio y agregue tripsina, facilitando el desprendimiento celular. Mezcle las dos poblaciones celulares e incube, permitiendo que los receptores de las células vecinas formen interacciones trans homotípicas.

Coloque las células bajo un microscopio confocal. Ilumine la muestra utilizando fuentes láser de longitudes de onda apropiadas, lo que provoca la emisión de ambas etiquetas fluorescentes. Localice dos células vecinas con señales de fluorescencia de diferentes colores en contacto.

Adquiera un escaneo lineal, perpendicular a la región de las membranas celulares en contacto, utilizando el canal espectral de ambas etiquetas fluorescentes. El láser se enfoca en un pequeño volumen de la muestra: el volumen de detección. A medida que los receptores marcados con fluorescencia se difunden dentro y fuera del volumen de detección, la intensidad de la fluorescencia fluctúa.

Si los receptores de las células vecinas no interactúan, se mueven individualmente, lo que lleva a fluctuaciones independientes en su intensidad de fluorescencia con una baja correlación cruzada.

Si las células vecinas en contacto interactúan a través de sus receptores, las proteínas que interactúan se difunden juntas, causando una fluctuación correlacionada en su intensidad de fluorescencia.

Transfiera la solución celular de un pocillo al pocillo correspondiente. Mezcle suavemente pipeteando varias veces hacia arriba y hacia abajo, luego, siembre las células mezcladas en un plato con fondo de vidrio de 35 mililitros y cultive las células sembradas a 37 grados centígrados y 5% de dióxido de carbono durante un día.

En el software del microscopio confocal de barrido láser, configure la trayectoria óptica. Para evitar la diafonía espectral, seleccione dos pistas separadas para excitar y detectar mEGFP o mEYFP y mCherry o mCardinal secuencialmente, y seleccione "Cambiar pistas en cada línea". Para la detección, utilice filtros adecuados para ambos canales.

Coloque el plato que contiene las células mezcladas en el soporte de muestras. Después de esperar 10 minutos para garantizar el equilibrio de la temperatura y reducir la deriva del enfoque, concéntrese en las celdas usando la luz de transmisión en el menú "Localizar". Busque un par de celdas 'rojas' y 'verdes' en contacto entre sí.

A continuación, seleccione una ruta de escaneo perpendicular al contacto célula-célula usando el botón "Recortar". "Zoom" para lograr un tamaño de píxel de 50 a 200 nanómetros y seleccione "Línea" en "Modo de escaneo". Establezca "Tamaño de fotograma" en 128 por 1 píxeles. Establezca "Velocidad de escaneo" en el valor máximo permitido, luego configure los ciclos en 100,000 a 500,000.

Después de esto, elija las potencias láser adecuadas. Configure los detectores en el modo "Conteo de fotones". Presione "Iniciar experimento" para iniciar la adquisición.

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Última actualización: 15 agosto 2026