Generación de células T CD8 positivas individuales a partir de células madre pluripotentes inducidas

0 vistas6:08 min • July 8th, 2025

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Células madre pluripotentes inducidas por cultivo en una capa alimentadora de células estromales en una matriz de gelatina.

La capa alimentadora imita el entorno extracelular natural, guiando la diferenciación de células madre en organoides en forma de cúpula que contienen células progenitoras hematopoyéticas.

Agregue enzimas para disociar las células cocultivadas.

Transfiera las células a un plato nuevo recubierto de gelatina para la adhesión de las células del estroma.

Recoger las células progenitoras hematopoyéticas no adheridas en un medio de diferenciación.

Cultivarlos en una nueva capa alimentadora para promover la diferenciación de las células progenitoras en células T dobles positivas con receptores CD4 y CD8 y células T dobles negativas que carecen de ambos receptores.

Transfiera las células a un tubo. Incubarlos con perlas magnéticas que transportan anticuerpos específicos de CD4 que etiquetan selectivamente las células T dobles positivas.

Utilice un separador magnético para aislar las células dobles positivas y cultivarlas en una capa de alimentación fresca.

Complementar con una mezcla de citoquinas y anticuerpos para estimular las células, induciendo la regulación a la baja del receptor CD4 y promoviendo su diferenciación en células CD8 positivas simples.

Prepare placas gelatinizadas de OP9-delta-1 una semana antes del cocultivo con IPSC humanas. Agregue 4 mililitros de gelatina al 0,1% a tres nuevas placas de cultivo celular e incube durante 30 minutos a 37 grados centígrados. Después de la incubación, aspire la gelatina y agregue 8 mililitros de medios OP9 a cada plato. Pase una placa confluente de células OP9-delta-1 a tres placas recubiertas de gelatina.

Después de cuatro días, agregue 10 mililitros de medios OP9 a cada plato de células para un total de 20 mililitros de medios por plato. Comience el cocultivo humano de IPSC en placas de confluencia OP9-delta-1 de siete a ocho días después de pasar las células. Aspire el medio de un plato confluente de IPSC humanos y agregue 10 mililitros de medios OP9.

Corte y separe las colonias celulares con una herramienta de paso celular desechable y transfiera de 350 a 600 grupos de colonias cortadas a un plato OP9-delta-1 pregelatinizado con 10 mililitros de medios OP9 frescos. Balancee el plato de cultivo de lado a lado y de adelante hacia atrás para garantizar una distribución uniforme de las colonias. Al día siguiente, aspire el medio gastado y reemplácelo con 20 mililitros de medio OP9 nuevo.

Los grupos humanos de IPSC cocultivados en OP9-delta-1 durante un día deben aparecer como colonias pequeñas y redondas de una sola capa. El día 5, aspire 10 mililitros de medios gastados y agregue 10 mililitros de medios OP9 nuevos. Las colonias comenzarán a diferenciarse en mesodermo primitivo, que se caracteriza por un centro oscuro de múltiples capas.

Repita este proceso el día 9, momento en el que las estructuras centrales multicapa evolucionarán en forma de cúpula. Coseche las células progenitoras hematopoyéticas el día 13, momento en el que las estructuras están compuestas por un organoide central oscuro rodeado por una red de áreas en forma de cúpula. Aspire el medio y lave las celdas una vez con 5 mililitros de 1x solución salina equilibrada de Hank sin rojo de fenol con calcio y magnesio o HBSS.

Después del lavado, agregue 250 microlitros de 5,000 unidades por mililitro de colagenasa-4 a 10 mililitros de HBSS. Agregue la mezcla a las celdas e incube a 37 grados centígrados durante 45 minutos. Aspirar la mezcla de HBSS-colagenasa y lavar las células una vez con 5 mililitros de PBS. Después de lavar con PBS, agregue 5 mililitros de tripsina-EDTA al 0,25% e incube las células a 37 grados centígrados durante 20 minutos.

A continuación, añadimos 4 mililitros de medio OP9 y asociamos la capa celular mediante pipeteo para formar una suspensión unicelular. Transfiera la suspensión celular a un tubo cónico de 50 mililitros a través de un colador de 100 micrómetros y centrifugue el tubo a 300 veces g y 4 grados centígrados durante 5 minutos. Aspire el sobrenadante y vuelva a suspender las células en 10 mililitros de medios OP9.

Coloque la suspensión celular en una nueva placa de cultivo celular gelatinizada de 10 centímetros e incube a 37 grados centígrados durante 45 minutos. Luego, recolecte las células no adherentes mediante un pipeteo suave. Transfiera la suspensión celular a un tubo cónico de 50 mililitros a través de un colador y centrifugue como se describió anteriormente. Luego, aspire el sobrenadante y vuelva a suspender las células en 10 mililitros de medios de diferenciación.

Coloque la suspensión celular en una nueva placa confluente OP9-delta-1. Pase las celdas el día 16 de acuerdo con las instrucciones del manuscrito y continúe pasando las celdas no adherentes cada cinco a siete días a partir de entonces. Después de 35 días de diferenciación, enriquecer la población de células CD4 positivas mediante el aislamiento de perlas magnéticas CD4 de acuerdo con el protocolo del fabricante.

Luego, vuelva a suspender las células en medios OP9 y coloque 1 mililitro de suspensión celular en cada pocillo de una placa de 24 pocillos de fondo plano de cultivo de tejidos de OP9-delta-1 confluente. Estimule las células agregando 100 unidades internacionales de IL-2 humana, 5 nanogramos de IL-7 humana, 500 nanogramos de anticuerpo CD3 antihumano y 2 microgramos de anticuerpo CD28 antihumano a cada pocillo. Después de cuatro a siete días, se pueden recolectar células para su posterior análisis.

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Última actualización: 15 agosto 2026