Arresto normotérmica cardiaca y reanimación cardiopulmonar: un modelo de ratón de la lesión por isquemia-reperfusión

El objetivo general de este procedimiento es modelar la reperfusión global de isquemia para evaluar el efecto de las intervenciones en este estado de enfermedad importante y común. En primer lugar, se prepara un ratón instrumentado anestesiado para un paro cardíaco y la reanimación o RCP con CA. A continuación, se induce un paro cardíaco.

Luego, el ratón es resucitado de un paro cardíaco usando compresiones torácicas y epinefrina. En última instancia, se pueden realizar ensayos funcionales como urea en sangre, nitrógeno, creatinina sérica, Alan transferasas, aspartato a transferasas menores e histología para evaluar el daño sustancial a los órganos. También se puede medir la presencia de biomarcadores tempranos, como la lipocallina asociada a la gelatina de neutrófilos.

Finalmente, aquí se evalúa el resultado de la reanimación, demostrado como un cardio trans de 24 horas, perfusión y recolección renal. La principal ventaja de este modelo sobre nuestros otros métodos, como los modelos animales más grandes de paro cardíaco y reanimación cardiopulmonar, es que los ratones de laboratorio son de bajo costo, ubicuos y están disponibles en muchas cepas transgénicas. Para empezar, lubrique los ojos de un ratón anestesiado y coloque al animal en posición supina sobre una almohadilla térmica.

A continuación, inmovilice las extremidades del animal con cinta adhesiva, colocando los poros posteriores en una posición neutra, pero asegurando los cuatro poros lo más cerca posible de la pared torácica para permitir una excursión completa de la pared torácica durante las compresiones torácicas. A continuación, lubrique y coloque una sonda de temperatura rectal. Intuble la tráquea con un catéter de teflón de calibre 22 y un introductor en ángulo.

La posición endotraqueal del tubo puede confirmarse mediante presión positiva o negativa. Usando presión positiva, se fuerza un pequeño volumen de aire hacia el tubo. Si el tubo se coloca en la traquea en lugar del esófago, el tórax se eleva simétricamente con presión negativa.

Se coloca una pequeña cantidad de líquido en un tubo transparente, que se conecta al tubo endotraqueal. El esfuerzo respiratorio espontáneo del ratón mueve el líquido dentro del tubo. Asegure el catéter endotraqueal con un lazo de alambre al incisivo, manteniendo una ligera tensión en el incisivo para mantener la cabeza inmovilizada durante las compresiones torácicas.

Ventile mecánicamente el ratón con el ventilador para roedores configurado a 140 microlitros, 150 respiraciones por minuto. Utilizando una técnica estéril y un microscopio quirúrgico, coloque un catéter PE 10 prelavado en la vena yugular. Fije el catéter PE 10 en el cierre cutáneo con adhesivo quirúrgico de cianoacrilato.

Coloque tres electrodos de electrocardiograma subcutáneo, uno cerca de cada eje y otro en el cuadrante inferior izquierdo del abdomen. Asegúrese de que todos los cables estén asegurados a la superficie de operación. Minimice los cruces de señal y minimice los aisladores dentro de la ruta de la señal.

Una vez conectado, optimice la señal de electrocardiograma en el monitor. Asegúrese de que el mouse sea el tema normal. Administrar 40 microlitros de cloruro de potasio 0,5 molar a temperatura ambiente por vía intravenosa y observar el trazado isoeléctrico en el electrocardiograma.

Inicie el temporizador de detención. A continuación, desconecte el ventilador y suspenda el vapor anestésico. Apague la almohadilla térmica y cualquier otro equipo que produzca ruido electrónico y pueda interferir con el monitoreo del electrocardiograma.

Coloca una manta aislante sobre el ratón. Registre la temperatura cada minuto durante un paro cardíaco. Si es necesario, utilice una lámpara calefactora para elevar la temperatura central al rango temático normal.

Después de siete minutos y 30 segundos de paro cardíaco, vuelva a conectar el ventilador y aumente la frecuencia a 180 respiraciones por minuto. Realizar compresiones torácicas para devolver la circulación espontánea es la parte más complicada de este modelo. El mouse es bastante pequeño, por lo que el posicionamiento y la presión son críticos.

Demasiada presión provocará lesiones pulmonares y hepáticas y reducirá la supervivencia. Muy poca presión reducirá la probabilidad de retorno de la circulación espontánea. El tórax debe comprimirse de un tercio a la mitad de la fila de ANA.

Se debe permitir la distancia posterior y el retroceso completo entre las compresiones. El fracaso en lograr la supervivencia en este modelo se debe casi siempre a una RCP subóptima a los ocho minutos. Inicie las compresiones torácicas a 300 latidos por minuto.

La compresión torácica debe realizarse con el dedo índice. Cinco milímetros por encima de la apófisis xifoides y ligeramente a la izquierda de la infusión de la línea media. 0,5 mililitros de epinefrina diluidos a 15 microgramos por mililitro.

En los primeros 30 segundos de la RCP, observar cuidadosamente el electrocardiograma para el retorno de la circulación espontánea o ROSC, en los dos primeros minutos se observan contracciones ventriculares prematuras frecuentes y cambios en el eje del electrocardiograma. ROSC y casi siempre se resuelven en taquicardia sinusal estable. A los dos minutos, registre el tiempo total de reanimación y la dosis de epinefrina.

Registre la temperatura cada minuto durante 10 minutos. Cuando comienza la respiración espontánea, generalmente dentro de los 12 a 50 minutos después de la ROSC, retire el catéter yugular y use presión directa para obtener hemostasia, extube la tráquea cuando la frecuencia respiratoria espontánea sea superior a 60 por minuto. Finalmente, coloque el ratón en una jaula de recuperación sobre una superficie con temperatura controlada establecida en 37 grados centígrados durante las primeras dos horas después del procedimiento o más si es necesario para la recuperación completa de la anestesia, la jaula puede ser trasladada a las condiciones estándar de alojamiento postoperatorio 24 horas después de C-A-C-P-R anestesiar al ratón y realizar la perfusión cardiovascular trans primero con solución salina y luego con formalina Después de la fijación, Se realiza una laparotomía para comprobar la idoneidad de la fijación renal.

Los riñones adecuadamente perfundidos y fijos están bien blanqueados. El paro cardíaco induce la pérdida instantánea de la perfusión. La presión se representa aquí como presión arterial media o mapa.

Esta pérdida de presión de perfusión da lugar a un cese casi completo del flujo sanguíneo cortical renal regional o FRC durante todo el período de paro cardíaco en el área sombreada. Como se ha visto aquí, la reanimación con compresiones torácicas y epinefrina vuelve a la normalidad y el FRC aumenta constantemente en el período posterior a la reanimación. En esta figura, se puede ver cómo 24 horas después del procedimiento, el nitrógeno ureico en sangre o la creatinina sérica BUN y el grado de muerte de las células tubulares están significativamente elevados en los animales que se han sometido a una RCP CA en comparación con los animales tratados con un procedimiento simulado. Alan Transferasas o un LT y aspartato a minoro transferasa o un ST en ratones ca, CPR en comparación con animales tratados simuladamente.

En este caso, se realizó un western blot utilizando un anticuerpo policlonal contra la lipo callina o gal gelatinosa gelatinosa de neutrófilos. Se muestra un indicador sensible de lesión isquémica renal. Se obtuvieron muestras de orina inmediatamente antes de la pre y 24 horas después de C-A-C-P-R en cuatro animales representados como A, B, C y D. Esta figura muestra que el N gal se regula masivamente al alza en la orina de ratón después de C-A-C-P-R.

Esta figura muestra una tinción de hemat, toína y eoína de una sección hiliar de eje corto de tejido renal 24 horas después de la RCP CA irregular, pero se puede observar un daño claro en los túbulos medulares y corticomedulares con taponamiento tubular y una tinción de jade fluorado B de la misma región en el mismo animal. 24 horas después de C-A-C-P-R se puede ver en esta figura, el jade fluorado B tiñe las células necróticas de color verde brillante, mostrando necrosis corticular de tubulina medular en parches. Estos hallazgos son sustancialmente similares a los hallazgos de la biopsia renal de humanos que desarrollan una lesión renal aguda o un KI y, a diferencia de los producidos por otros modelos animales de un KI. Al intentar este procedimiento, es importante recordar colocar cuidadosamente el ratón antes de un descanso para minimizar el ruido de la señal del ECG y administrar compresiones torácicas con una presión óptima.