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Tomemos como ejemplo cortes de cerebro de hipocampo de ratón que contienen neuronas CA3 infectadas con un vector viral recombinante.
El genoma viral expresa un canal activado por luz marcado con un reportero fluorescente y un microARN que regula a la baja la expresión de canales de calcio dependientes de voltaje.
Coloque una rebanada en una cámara de grabación en condiciones de oscuridad. Con un microscopio, identifique las neuronas CA3 fluorescentes.
Parchee un electrodo de registro en una neurona CA1 que recibe información de neuronas CA3 infectadas. Romper la membrana para registrar corrientes iónicas intracelulares.
Aplique un inhibidor para bloquear los receptores inhibidores de neurotransmisores, permitiendo solo señales excitatorias.
Mediante pulsos de luz, estimula los canales activados por la luz en las neuronas CA3 infectadas, generando potenciales de acción.
En ratones no infectados, el potencial de acción activa los canales de calcio dependientes de voltaje, lo que provoca una afluencia de iones de calcio que desencadena la liberación de neurotransmisores. Los neurotransmisores desencadenan corrientes postsinápticas excitadoras, o EPSC, en las neuronas CA1.
En ratones infectados, la reducción mediada por microARN de los canales de calcio dependientes de voltaje da como resultado la inhibición de EPSC.
Para este protocolo, use un animal que 15 días antes o más, haya recibido una inyección de rAAV1/2 en el cerebro, según un protocolo publicado previamente por Cetin y compañía. Aísle el cerebro y haga cortes agudos de cerebro con un vibratomo y un líquido cefalorrundea-líquido cefalorraquídeo helado gaseado.
Recoge las rodajas de la región de interés y minimiza su exposición a la luz para evitar la activación de la sonda optogenética. Deje que las rodajas se recuperen durante 30 minutos a 37 grados centígrados en el mismo aCSF. Use una cámara diseñada específicamente para contener cortes de cerebro. Luego, regrese las rodajas a temperatura ambiente donde permanecerán saludables durante seis a ocho horas.
Para continuar, transfiera una rebanada a la cámara de grabación y superfusione a dos mililitros por minuto de aCSF. A continuación, verifique brevemente la señal del indicador fluorescente expresado para determinar la localización y la intensidad de la infección. Luego, llene un electrodo de parche con la solución intracelular.
Ahora, bajo iluminación infrarroja, obtenga una configuración de célula completa herméticamente sellada en una neurona que recibe entradas sinápticas de las neuronas infectadas. La resistencia en serie puede dejarse sin compensar, pero debe ser constante y baja. Por ejemplo, si las neuronas piramidales CA3 estuvieran infectadas, parchee las neuronas piramidales en el tracto proximal a medial de la región CA1.
Cuando las células comienzan a verse encogidas o hinchadas, cuando el parche se vuelve difícil o los parches son inestables, entonces las rodajas seleccionadas no son lo suficientemente sanas como para registrarlas.
A continuación, use la farmacología para aislar las corrientes sinápticas bajo investigación. Por ejemplo, si el objetivo es investigar la transmisión sináptica excitatoria, bloquee la transmisión sináptica inhibitoria agregando bicuculina al baño.
Luego, evoque corrientes sinápticas como corrientes postsinápticas excitatorias utilizando un láser azul de 473 nanómetros acoplado a una fibra óptica colocada en los somas de las neuronas infectadas. No dirija el láser a los axones de la neurona.
Por ejemplo, evite arrojar luz sobre las garantías de Schaffer. La despolarización directa de los axones no es deseable. Luego, ajuste la duración de la estimulación al mínimo para reducir la posibilidad de evocar más de un potencial de acción por pulso de luz.
A continuación, refine la intensidad del láser para evocar una corriente sináptica pequeña pero claramente detectable. Por ejemplo, para la transmisión sináptica excitatoria entre las neuronas piramidales CA3 y CA1, ajuste la intensidad del láser para evocar corrientes sinápticas de 20 a 50 picoamperios.