Name: La concentración de los metabolitos de las comunidades planctónicas de baja densidad para la metabolómica ambiental utilizando espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 47 s
Description: Aprenda a concentrar metabolitos de comunidades planctónicas de baja densidad mediante filtración, liofilización y extracción para análisis por espectroscopía de resonancia magnética nuclear.

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Esta investigación fue financiada en parte por subvenciones-en-Ayudas a la Investigación Científica para impugnar la investigación exploratoria (JK), e Investigación Científica (A) (JK y SM) del Ministerio de Educación, Cultura, Deportes, Ciencia y Tecnología, Japón . Un RIKEN FPR comunión (ICE) prestó apoyo adicional. Los autores expresan su agradecimiento a los Dres. Eisuke Chikayama, Yasuyo Sekiyama y Okamoto Mami de asistencia técnica con RMN y análisis estadísticos.

1. Preparación del filtro para eliminar extraíbles <ol><li> Utilizar 25-mm de diámetro de 0,22 micras de tamaño de poro Durapore filtros hidrófilos PVDF (Millipore). Poner el filtro en un vaso de precipitados limpio de 500 ml Pyrex usando unas pinzas. Pre-enjuague tres veces con agua destilada. Agitar bien como enjuague para evitar que los filtros se peguen entre sí. Añadir 300 ml de Milli-Q (Millipore) o agua equivalente de alta calidad. Autoclave para facilitar la eliminación completa de extraíbles de los filtros. </li><li> Vierta el Milli-Q y otra triple lavado de los filtros, esta vez con Milli-Q. El uso de filtros pinzas lugar individuales en una superficie limpia y seca (tal como papel de aluminio) y, o bien seco a una temperatura razonable (por ejemplo 37 ° C) o aire seco. Los filtros están ahora listos para usar. </li></ol> 2. La filtración del material de muestra <ol><li> Para demostrar este protocolo, un acero inoxidable de 3-Millipore lugar colector del filtro con las columnas de microanálisis de filtro de 25 mm con soportes de vidrioy una bomba mecánica se utilizan. Utilizando una técnica aséptica, colocar un único 25-mm de filtro en la base de la columna filtro, aplicar la columna y la abrazadera juntas. </li><li> Coloque 15 ml de muestra a la columna, abra la válvula de cierre en el colector del filtro, y encienda la bomba. Filtrar bajo una suave presión para minimizar la rotura de células (&lt;5 kPa). Otras bombas, tales como la mano o una bomba peristáltica puede ser adaptado a este protocolo. Para muestras de menor densidad, adiciones sucesivas de agua puede ser necesario, no deje pasar el filtro seco durante un período prolongado de tiempo entre adiciones de agua. </li><li> Para las muestras marinas, después de haber filtrado la muestra, usted puede realizar un enjuague de agua dulce opción para reducir los iones paramagnéticos residuales en la muestra y en el filtro. Esto puede ayudar con una afinación más precisa del imán del espectrómetro. Simplemente agregue suavemente una pequeña cantidad de agua y filtrar a través de su muestra recogida al final. </li><li> Una vez filtrado se termine, apague la bomba, y salir de la opa de la válvulan lo que todavía hay una presión negativa en el filtro. Retire la abrazadera y la columna del filtro. </li><li> Con una mano, utilice pinzas limpias para apoderarse de el filtro. Doble el filtro en sí mismo, pero no se pliegue. Con la otra mano utilizar el borde de un tubo estéril de microcentrífuga de 2 ml para sujetar el filtro. Suelte las pinzas luego usarlas para volver a agarrar ambos lados del filtro. Regrip en un ángulo de 45 ° al redil. </li><li> Coloque el filtro en el tubo de 2 ml y la liberación por lo que se abre con la cara mirando hacia dentro de la muestra. Usted puede colocar un máximo de dos filtros en el tubo de microcentrífuga estéril 2 ml de esta manera. Si se usan dos filtros, asegurar que se solapan tan poco como sea posible. Congelar de inmediato (al menos a -30 ° C). </li></ol> 3. Extracción de acuoso solubles Metabolitos <ol><li> Liofilizar las muestras durante la noche o por lo menos 10 horas. </li><li> Después de la liofilización, añadir una trituradora de acero inoxidable a cada tubo (Tokken). Añadir 750 l de potasio estandarizadatampón de fosfato de RMN en óxido de deuterio (2 H&gt; 90%) con 2,2-Dimetil-2-silapentane-5-sulfonato (DSS) estándar (KPI; 38,3 mM de KH 2 PO 4, 61,7 mM K 2 HPO 4, 0,1 DSS mM, pH 7,0, 90% de D 2 O) 2. </li><li> Soníquelos las muestras durante 5 minutos a 4 ° C en un sonicador de agua (Bioruptor, Diagenode) para eliminar el material celular del filtro. Retire los filtros con pinzas limpias. </li><li> Romper las células utilizando un molino triturador (1600 rpm) durante 5 minutos. </li><li> Incubar a 65 ° C con agitación (1400 rpm) en un agitador de banco superior (Eppendorf) durante 15 minutos. </li><li> Retirar el cerdo de metal con pinzas limpias, y centrifugar la muestra a 13.000 g durante 5 minutos. </li><li> Extraer el sobrenadante directamente a un tubo de RMN para espectroscopía de RMN. </li></ol> 4. Espectroscopia de RMN y análisis de datos <ol><li> Cargue la muestra en un espectrómetro de RMN (en este caso, un Bruker DRX-500 equipado con espectrómetro deTXI sonda con tres ejes de gradiente controlado por un equipo que ejecuta XWIN-RMN). </li><li> Obtener 1D 1 H espectros de RMN mediante métodos adecuados previamente publicados 2,15 desde la interfaz XWIN-RMN. En el presente estudio 1 H espectros de RMN se registraron en un espectrómetro de funcionamiento DRX-500 a 500,03 MHz a 298 señales de agua K. residuales fueron suprimidas por la secuencia de pulsos de Watergate, con un tiempo de repetición de 1,2 s. 128 transitorios se recogieron para obtener 32.000 puntos de datos por espectro. </li><li> Transferencia de los directorios de datos de RMN a un PC instalado el software NMRPipe 16. Procesar los datos en bruto y DSS conjunto como 0 ppm referencia a continuación, eliminar manualmente los espectros. Digitalizar los datos espectrales en un conjunto de valores discretos mediante la integración o "hurgar en la basura" con un software como rNMR, Automics, o utilizando el paquete FT2B a disposición del público en el sitio web eComics ( <a href="https://database.riken.jp/ecomics/">https://database.riken.jp/ecomics/</a> ) 3,17. En ªes un ejemplo, los espectros se integraron entre 0,5 y 10,5 ppm en 0.032 ppm regiones integrales utilizando eComics y normalizadas a cualquiera de DSS o la intensidad de la señal total. Los datos de salida ahora se puede utilizar para el análisis estadístico de aguas abajo, tales como análisis de componentes principales (ACP) con paquetes de software libre como el R 18. </li></ol> 5. Los resultados representativos Un ejemplo de 1 H espectros de RMN obtenidos utilizando los métodos anteriores se muestran en la Figura 1. Estas muestras, a partir de dos puntos de tiempo de un experimento de microcosmos muestran claras diferencias debido a las actividades metabólicas de algas. El día 4 espectro muestra considerable abundancia de picos, particularmente en el intervalo de 3-4 ppm en comparación con el día 1 muestra. Estos picos se puede atribuir a los azúcares producidos por la floración de diatomeas en el microcosmos. En un experimento similar comparando el crecimiento de las comunidades de plancton natural en agua de mar artificial o natural, aproximaciones estadísticas sUCH como trama principal de análisis de componentes puntuación (PCA) derivado de espectros de RMN binned se puede utilizar para mostrar claras diferencias metabólicas entre los dos tratamientos (Fig. 2), mientras que las parcelas de carga puede identificar los picos en el espectro de que la forma de la distribución de los datos . Estos resultados pueden compararse con los datos de los niveles ómicas otros, tales como métodos de huellas genómicas (Fig. 3). Estos picos de RMN se pueden consultar de forma individual (por ejemplo, en el BMRB; <a href="http://www.bmrb.wisc.edu/">http://www.bmrb.wisc.edu/</a> ) 19, o los espectros de todo pueden ser analizados estadísticamente (por ejemplo, con SpinAssign en <a href="http://prime.psc.riken.jp/?action=nmr_search">http://prime.psc.riken. jp /? action = nmr_search</a> ) 2. En este ejemplo, las diferencias entre los tratamientos se debieron a una gran cantidad de picos en la región de los azúcares (3,39 ppm a 4,04 ppm) de los espectros de metabolitos naturales de la comunidad de plancton, y varios picos característicos de las comunidades de agua de mar fueron tentativamente identified como lactato y formiato utilizando SpinAssign. <img src="/files/ftp_upload/3163/3163fig1.jpg" alt="Figura 1" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 1"> Figura 1. Representante 1 H espectros de RMN obtenidos de las muestras procesadas usando este procedimiento. Las muestras fueron tomadas antes de microcosmos (día 1) y durante (día 4) un intenso florecimiento de diatomeas. Experimentos de RMN se realizaron en un espectrómetro Bruker DRX-500 con las señales normalizadas a la altura del pico de patrón interno (DSS; 0 ppm). <img src="/files/ftp_upload/3163/3163fig2.jpg" alt="Figura 2" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Análisis de Componentes Principales (PCA) parcela puntuación de los espectros de RMN de metabolomes desechado de forma natural derivados de las comunidades microbianas planctónicas cultivadas en microcosmos con natural (rombos abiertos) o agua de mar artificiales (círculos negros). Hay claras diferencias metabólicas se puede observar en el diagrama de dispersión. Un diagrama de carga de este tipo de análisis a continuación, se puede utilizar para identificar picos distintos de importancia enel sistema; estos picos pueden ser analizadas según sea necesario. <img src="/files/ftp_upload/3163/3163fig3.jpg" alt="Figura 3" data-altupdatedat="1787634011000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Un ejemplo de multi-ómicas análisis RMN combinando con los datos genómicos. Composición de la comunidad basada en electroforesis en gel con gradiente desnaturalizante del 18S (izquierda) y 16S (derecha), los genes rRNA de las mismas muestras que se analizan en la figura 2 también muestra distintos patrones de las comunidades microbianas naturales entre (rombos abiertos) y microcosmos de agua de mar artificiales (círculos negros). Esta correspondencia entre el metaboloma y el genoma de los sistemas naturales demuestra la utilidad de este enfoque.

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<li>Sekiyama, Y., Chikayama, E., Kikuchi, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Profiling+polar+and+semipolar+plant+metabolites+throughout+extraction+processes+using+a+combined+solution-state+and+high-resolution+magic+angle+spinning+NMR+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Profiling polar and semipolar plant metabolites throughout extraction processes using a combined solution-state and high-resolution magic angle spinning NMR approach.</a> Anal. Chem. 82, 1643-1652 (2011).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

El método de extracción de filtración y el metabolito ha demostrado aquí permite la biomasa planctónica microbiana que debe recogerse en cantidad suficiente para la metabolómica RMN. Mientras que la extracción acuosa de sólo solubles en metabolitos utilizando KPI y 1D 1 H RMN se demuestra, otros disolventes de extracción y enfoques espectroscópicos se puede utilizar. Un ejemplo útil es el uso de metanol deuterado como disolvente semipolar, que se ha demostrado para producir espectros de RMN superior de muestr...

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios </td></tr><tr><td> 0,22 hidrófilas Durapore PVDF filtros de 25 mm </td><td> Millipore </td><td> GVWP02500 </td><td></td></tr><tr><td> Titular de Microanálisis de filtro de 25 mm, soporte de vidrio poroso </td><td> Millipore </td><td> XX1002500 </td><td></td></tr><tr><td> 3-el lugar del colector, de 47 mm, de acero inoxidable </td><td> Millipore </td><td> XX2504735 </td><td></td></tr><tr><td> KH 2 PO 4 </td><td> Wako </td><td> 169-04245 </td><td></td></tr><tr><td> K 2 HPO 4 </td><td> Wako </td><td> 164-04295 </td><td></td></tr><tr><td> Óxido de deuterio, 2 H&gt; 90% </td><td> Campridge isótopos Laboratoties </td><td> DLM-4 </td><td></td<html> &gt; </tr><tr><td> DSS </td><td> Fluka </td><td> 92754 </td><td></td></tr><tr><td> Automill </td><td> Tokken </td><td> TK-AM4 </td><td> Trituradoras de acero inoxidable incluidos </td></tr><tr><td> Thermomixer comodidad </td><td> Eppendorf </td><td> 5355 000.011 </td><td></td></tr><tr><td> Bioruptor </td><td> Diagenode </td><td> UCD-200 </td><td></td></tr><tr><td> Evaporador al vacío </td><td> EYELA </td><td> CVE-3100 </td><td></td></tr><tr><td> RMN </td><td> Bruker </td><td> DRX-500 con 5 mm de la sonda TXI </td><td></td></tr><tr><td> Herramienta de categorización espectral </td><td> Originalmente desarrollado </td><td> FT2DB </td><td> <a href="https://database.riken.jp/ecomics/">https://database.riken.jp/ecomics/</a> </td></tr><tr><td> Herramienta de anotación de metabolitos y base de datos </td><td> Originalmente desarrollado </td><td> SpinAssign </td><td>= Nmr_search &quot;&gt; http://prime.psc.riken.jp/?action=nmr_search </td></tr></tbody></table>

la concentración de los metabolitos de las comunidades planctónicas de baja densidad para la metabolómica ambiental utilizando espectroscopia de resonancia magnética nuclear

Concentration of Metabolites from Low-density Planktonic Communities for Environmental Metabolomics using Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy

Ambiental metabolómica es un campo emergente que está promoviendo una nueva comprensión de cómo responden los organismos e interactuar con el medio ambiente y con los demás a nivel bioquímico 1. Resonancia magnética nuclear (RMN) es una de varias tecnologías, incluyendo la cromatografía de gases-espectrometría de masas (GC-MS), con una promesa considerable para este tipo de estudios. Ventajas de la RMN son que es adecuado para los análisis focalizados, proporciona información estructural y los espectros se pueden consultar en las costumbres cuantitativos y estadísticos en bases de datos recientemente disponibles de espectros individuales metabolito 2,3. Además, los datos espectrales de RMN se pueden combinar con los datos de los niveles de otras ómicas (genómica transcriptómica por ejemplo,) para proporcionar una comprensión más completa de las respuestas fisiológicas de los taxones entre sí y el medio ambiente 4,5,6. Sin embargo, RMN es menos sensible que otras técnicas de metabolómicos, lo que hace difícil APcapas de los sistemas microbianos naturales donde la población de la muestra pueden ser las concentraciones de baja densidad y el metabolito de bajo en comparación con los metabolitos de las bien definidas y fácilmente extraíbles, tales como fuentes de tejidos enteros, biofluidos o cultivos celulares. En consecuencia, los pocos estudios ambientales directos metabolómicos de los microbios realizados hasta la fecha se han limitado a base de la cultura-o puede ser definido fácilmente de alta densidad de los ecosistemas tales como los sistemas de acogida-simbionte, construidos co-culturas o manipulaciones del entorno intestinal en el etiquetado de isótopos estables puede ser utiliza también para mejorar las señales de RMN 7,8,9,10,11,12. Los métodos que facilitan la concentración y la recogida de los metabolitos del medio ambiente en concentraciones adecuadas para RMN se carece. Dado que la atención reciente se ha dado a la metabolómica medio ambiente de organismos en el medio acuático, donde la mayor parte del flujo de la energía y el material está mediada por la comunidad planctónica 13,14, hemos desarrollado un método para la concentraciónción y la extracción de toda la comunidad-metabolitos de microbios planctónicos sistemas de filtración. Comercialmente disponibles hidrófilos de poli-1 ,1-difluoroeteno (PVDF) filtros son especialmente tratados para eliminar completamente extraíbles, que de lo contrario pueden aparecer como contaminantes en los análisis posteriores. Estos filtros tratados se utilizan para filtrar las muestras ambientales o experimentales de interés. Filtros que contienen el material de la muestra húmeda se liofilizan y acuosa solubles metabolitos se extrae directamente por espectroscopía de RMN convencional utilizando un fosfato de potasio estandarizado tampón de extracción 2. Los datos derivados de estos métodos pueden ser analizados estadísticamente para identificar patrones significativos, o integrado con otros niveles de ómicas para la comprensión integral de la comunidad y la función del ecosistema.

Un método para la extracción de metabolitos microbianos de las comunidades planctónicas se presenta. Muestreo de toda la comunidad se logra por filtración en filtros especialmente preparados. Después de la liofilización, acuoso-solubles metabolitos se extraen. Este enfoque permite la aplicación de la metabolómica ambientales trans-ómicas las investigaciones de las comunidades microbianas naturales o experimentales.

La concentración de los metabolitos de las comunidades planctónicas de baja densidad para la metabolómica ambiental utilizando espectroscopia de Resonancia Magnética Nuclear

La metabolómica ambiental es un campo emergente que está impulsando una nueva comprensión sobre cómo los organismos responden e interactúan con el medio ambiente y con cada...

La espectroscopía de resonancia magnética nuclear ofrece varias ventajas distintivas para la investigación de metabolómica ambiental, pero es relativamente insensible en este procedimiento. Se describe un método de filtración para la concentración y extracción de metabolitos de comunidades completas a partir de sistemas acuáticos adecuados para RMN. Esto se logra primero mediante la preparación especial de filtros para la recolección de muestras, eliminando sustancias extraíbles.El segundo paso del procedimiento consiste en filtrar la muestra, ya sea natural o experimental, sobre los filtros. El tercer paso del procedimiento es liofilizar el material de la muestra y extraer los metabolitos. El paso final del procedimiento es analizar las muestras mediante espectroscopía de resonancia magnética nuclear e integrar los datos según corresponda.Finalmente, se pueden obtener resultados que muestran cambios metabólicos en muestras naturales a lo largo de gradientes ambientales o en respuesta a manipulaciones experimentales mediante enfoques de metabolómica y transaminasas. La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes, como la centrifugación, es que se puede muestrear toda la comunidad y son posibles volúmenes de muestra más grandes para muestras de baja densidad. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en el campo de metales mixtos ambientales, como cómo los microorganismos responden a cambios ambientales. La demostración del procedimiento estará a cargo de Stage y de mi laboratorio.Inicie este Protocolo colocando filtros en un vaso de precipitados limpio de 500 mililitros de Pyrex utilizando pinzas. Cubra el filtro con agua destilada para preenjuagar, agite bien para evitar que los filtros se adhieran entre sí. Vierta el agua y repita el enjuague dos veces.Después del último enjuague, agregue 300 mililitros de agua Milli Q al vaso de precipitados y esterilice los filtros en autoclave. Una vez que los filtros hayan sido esterilizados en autoclave, vierta el agua Milli Q y enjuague los filtros tres veces como antes, pero utilizando agua Milli Q.Coloque los filtros individuales sobre una superficie limpia y seca, como papel de aluminio, con pinzas, y séquelos a una temperatura razonable. Por ejemplo, a 37 grados o al aire, los filtros ya están listos para usar en la demostración de este protocolo. Se utiliza un manifold de filtración de acero inoxidable Millipore de tres posiciones equipado con columnas de filtro de microanálisis de 25 milímetros con soportes de vidrio y una bomba mecánica, empleando técnica aséptica.Coloque un solo filtro de 25 milímetros sobre la base de la columna de filtración. Coloque la columna y sujete el aparato firmemente. Añada 15 mililitros de muestra obtenida previamente de un microcosmos con alto contenido de nutrientes a la columna.Abra la válvula de cierre del manifold de filtración y encienda la bomba de filtración con presión suave para minimizar la ruptura celular. Para muestras de menor densidad, pueden ser necesarias adiciones sucesivas de agua. Tenga cuidado de no dejar que el filtro se seque durante un período prolongado entre las adiciones de agua.Dos, reduzca las sales paramagnéticas residuales de las muestras marinas y, opcionalmente, realice un enjuague con agua dulce. Una vez finalizada la filtración, apague la bomba y deje la válvula abierta para que aún haya presión negativa bajo el filtro. Retire la pinza y la columna de filtración con una mano.Utilice pinzas limpias para sostener el filtro. Doble el filtro sobre sí mismo pero no lo pliegue con la otra mano. Utilice el borde de un tubo estéril de microcentrífuga de dos mililitros para mantener el filtro presionado.Coloque el filtro en el tubo de dos mililitros y suéltelo de manera que se abra con el lado de la muestra hacia adentro. Congele inmediatamente en nitrógeno líquido para extraer los metabolitos solubles en agua. Primero, liofilice las muestras durante la noche o al menos 10 horas; después de la liofilización, agregue un triturador de acero inoxidable a cada tubo.Añada 750 microlitros de tampón estandarizado de fosfato de potasio y óxido de deuterio con estándar de DSS. Somete las muestras a sonicación durante cinco minutos a cuatro grados en un baño ultrasónico para eliminar el material celular del filtro. Retire los filtros con pinzas limpias.Rompa las células utilizando un molino triturador a 1600 rpm durante cinco minutos. A continuación, incube a 65 grados Celsius. Agite en un agitador de banco durante 15 minutos.Tras la incubación, retire el triturador metálico con pinzas limpias. Centrifugue la muestra a 13.000 G durante cinco minutos. Después de la centrifugación, retire el sobrenadante y transfiéralo directamente a un tubo de RMN para espectroscopia de RMN.Cargue la muestra en el espectrómetro de RMN aquí. Las muestras se analizan en un espectrómetro Bruker DRX 500 equipado con una sonda TXI con gradiente de triple eje, operando a 298 Kelvin. Bloquee, sintonice y ajuste el imán.Obtenga espectros de RMN de protones en 1D utilizando la interfaz TopSpin y métodos descritos previamente, o utilice otro software de interfaz de espectrómetro según sea necesario. Aquí, los espectros se adquirieron con supresión de las señales residuales del agua mediante la secuencia de pulsos Watergate con un tiempo de repetición de 1,2 segundos. En el presente ejemplo, se recolectaron 128 transitorios para cada muestra.Transfiera los directorios de datos de RMN a una computadora personal con el software NMR pipe instalado. Procese los datos brutos, establezca la señal de DSS como referencia de cero PPM y luego fase manualmente los espectros. Digitalice los datos espectrales mediante bines aquí utilizando el paquete FT two B de acceso público del sitio web de comercio electrónico.Otras utilidades de software como RNMR o Atomics también pueden utilizarse para bin.Bin. Los datos pueden normalizarse respecto a la señal total o a la señal de DSS para mostrar cambios proporcionales en la señal entre muestras. Los datos de salida ahora pueden utilizarse para análisis estadísticos posteriores, como el análisis de componentes principales o PCA, utilizando paquetes de software gratuitos como R, tal como se muestra.A continuación se muestra un ejemplo de espectros de RMN de protones obtenidos mediante el procedimiento demostrado. Los espectros corresponden a dos puntos temporales de un experimento de microcosmos y muestran diferencias evidentes debidas a las actividades metabólicas de las algas. El espectro del día cuatro muestra una abundancia considerable de picos, particularmente en el rango de tres a 4:00 p.m., en comparación con la muestra del día uno.Estos picos pueden atribuirse a los azúcares producidos por diatomeas en floración dentro del microcosmos. En un experimento similar, se utilizó un gráfico de puntuaciones de ACP derivado de la curvatura de Mr.Spectra, que muestra los dos primeros componentes principales, para comparar el crecimiento de comunidades naturales de plancton en agua de mar artificial y natural. Este enfoque estadístico reduce los datos multidimensionales a un formato más simple, en este caso bidimensional, y revela de manera sencilla la estructura en los puntos de datos subyacentes cercanos.Aquí cada eje o ambos son más similares. Se pueden observar diferencias metabólicas claras entre los dos tratamientos. Los datos de este experimento se utilizaron para realizar un análisis multi-ómico.La combinación de datos genómicos con RMN y la composición de la comunidad basada en la electroforesis en gel con gradiente desnaturalizante de los genes 18S y 16S de ARNr también muestra patrones microbianos distintos entre microcosmos de agua de mar natural y artificial. Tal correspondencia entre metaboloma y genoma en sistemas naturales demuestra la utilidad de este enfoque. Al intentar este procedimiento, es importante recordar utilizar una técnica adecuada para minimizar la contaminación al seguir este procedimiento.Se pueden realizar otros métodos, como el análisis de creación con niveles ómicos, para responder preguntas adicionales, como cómo el microbioma se correlaciona con ciertos metabolitos.

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Investigación

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