Name: Un modelo porcino de la asfixia neonatal (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-10-11T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 36 s
Description: Aprende a examinar los cambios hemodinámicos sistémicos y regionales durante la asfixia y reoxigenación neonatal utilizando lechones recién nacidos. Este modelo porcino simula escenarios clínicos reales para desarrollar intervenciones terapéuticas efectivas.

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Los autores desean agradecer a los Institutos Canadienses de Investigación en Salud (MOP53116) y la Fundación del Patrimonio de Alberta para la investigación médica para la concesión de operación y financiar el establecimiento, respectivamente, para apoyar el desarrollo de este modelo experimental.

1. Anestesia <ol><li> Ajuste el caudal de la máquina de anestesia en 2L/min. Conecte el tubo de escape de succión al vacío. </li><li> Cargo máscara con gases anestésicos (isoflurano) en un 5% (~ 3 min). </li><li> Los lechones recién nacidos se inducirá con isoflurano inhalado 5% de oxígeno al 100% (~ 3 min). </li><li> Mantenimiento de la anestesia en un 2-3% de isoflurano. Ajuste fino de isoflurano en un 0,5% según el caso, sin embargo, puede variar de 0,5 a 5% dependiendo de la condición de los lechones. </li><li> Una vez que el acceso vascular se ha establecido, la anestesia inhalatoria se puede cambiar a anestesia intravenosa con fentanil (5-50 mcg / kg / h) y midazolam infusiones (200-500 mcg / kg / h). Pancuronio (50 a 100 mcg / kg / h) puede ser necesaria para controlar los movimientos excesivos del músculo durante la cirugía, mientras que la capacidad de observar el estado del animal se mantiene en el ajuste de los fármacos anestésicos. </li><li> El lechón es supervisado por la oximetría de pulso (saturación percutánea de oxígeno en el 95-100%) y ECG (frecuencia cardiaca en 130 a 170 latidos / min). </li><li> La temperatura rectal del lechón se mantiene a 38-40 º C con una manta de calefacción y calentador radiante. </li><li> El estado anestésico de los lechones se evalúan periódicamente durante todo el período experimental utilizando neurológicos (tamaño de la pupila, lagrimeo, movimientos corporales), conductuales (agitación), cardiovascular (taquicardia e hipertensión) y los parámetros respiratorios (taquipnea), según corresponda. Parálisis mínima se le da. La experiencia previa de la anestesia en los lechones con y sin parálisis sería útil para la evaluación. </li><li> El protocolo es un procedimiento no-supervivencia con la eutanasia de los animales al final del experimento con una sobredosis de pentobarbital (100 mg / kg) por vía intravenosa. </li></ol> 2. La colocación quirúrgica de catéteres vasculares en la ingle (Figura 1) <ol><li> Hacer un largo de 2-3cm incisión en la ingle derecha. </li><li> Diseccionar 1 cm de la venosa femoral derecha y 1 cm de la arteria femoral derecha. Coloque dos cuerdas alrededor de 3-0 cada buque. </li><li> Cateterización venosa femoral derecha: Ligar la parte distal de la vena. Insertar un catéter de Argyle (3,5 o 5 franceses, de doble lumen) (Covidien, Mansfield, MA) a 15 cm, siendo este lugar en la aurícula derecha. Ate las dos cadenas para asegurar el catéter. El catéter se puede usar para líquidos de mantenimiento y la infusión de medicamentos (puerto secundario) y venosa central / medición de la presión auricular derecha (puerto principal). </li><li> Cateterización arterial femoral derecho: Ligar la parte distal de la arteria. Levante la cadena proximal para detener el flujo de sangre. Insertar un catéter de Argyle (3,5 o 5 franceses, de una sola luz) a 5 cm. Esta acción coloca el catéter arterial en la aorta infra-renal de la medición continua de la presión arterial media y la extracción de sangre. Ate las dos cadenas para asegurar el catéter. </li><li> Cerca de la piel. </li></ol> 3. Establecer ventilación mecánica (Figura 2) <ol><li> Hacer un largo de 2-3cm incisión horizontal en el cuello. </li><li> Disección y exposición de 1 cm de la tráquea. Ponga dos cadenas 1-0 alrededor de la tráquea. </li><li> Insertar un tubo endotraqueal (3.0 o 3.5) a 1 cm en la tráquea. Conectarse a un respirador artificial y comenzar la ventilación mecánica. Asegure el tubo endotraqueal. </li><li> Diseccionar y exponer la arteria carótida común. Rodean el buque con una sonda de ultrasonido el tiempo de tránsito del flujo (2SB o 2RB, Transonic Systems Inc., Ithica, NY) para medir continuamente el flujo de sangre. </li></ol> 4. Colocación de sondas de flujo a mesentérica superior (Figura 3) y renal izquierda (Figura 4) las arterias <ol><li> Dosis adicionales de fentanilo (5-10 mcg / kg) y acepromacina (0,01-0,02 mg / kg) son obligatorios antes de la incisión de la piel. </li><li> Hacer una larga incisión subcostal flanco y diseccionar cuidadosamente las capas musculares. </li><li> Exponer la aorta abdominal. </li><li> Minimizar la manipulación vascular (vasoespasmo) y lesiones linfático. </li><li> Diseccionar 0.5-1cm arteria mesentérica superior y poner una sonda de flujo Transonic (3SB) a su alrededor. </li><li> Diseccionar 0.5-1cm arteria renal izquierda y poner una sonda de flujo Transonic (2SB) a su alrededor. </li><li> Cerca de la piel y seguro que la sonda de flujo. </li></ol> 5. Colocación de catéter de arteria pulmonar (Figura 5) y caudal de la sonda (Figura 6) <ol><li> Dosis adicionales de fentanilo (5-10 mcg / kg) y acepromacina (0,01-0,02 mg / kg) son obligatorios antes de la incisión de la piel. </li><li> Se encuentran los animales en la posición de lateral derecho. </li><li> Toracotomía en el cuarto espacio intercostal izquierdo. </li><li> Tenga cuidado con la arteria mamaria interna y la vena, si es necesario ligar. </li><li> Use un hisopo dental para presionar hacia abajo el pulmón izquierdo y el aumento de oxígeno según sea necesario. </li><li> Abrir el pericardio. </li><li> Identificar el conducto arterioso, que va desde la arteria pulmonar con la aorta. </li><li> Ductus arterioso puede ligarse mediante la colocación de un clip o por una gruesa "3-O de la seda" empate en su origen. </li><li> Libre de la arteria pulmonar principal y pasar avhonda ascular con un grosor "0" empate. </li><li> Realice una bolsa de tabaco (5-0 Prolene) de sutura en la base para la colocación de catéter de arteria pulmonar. </li><li> Inserte un 20G angiocath (con 3 orificios laterales a menos de 1 cm desde la punta del catéter) a través de la bolsa de tabaco a un máximo de 1 cm. </li><li> Compruebe que el libre flujo de la sangre venosa. </li><li> Conectarse a un transductor de presión, control de la presión arterial pulmonar y la forma de onda. </li><li> Apriete la bolsa de tabaco y asegurar el catéter pulmonar. </li><li> Colocar una sonda de flujo Transonic (6SB) alrededor de la arteria pulmonar principal. </li><li> Coloque el gel ultrasónico entre la sonda de flujo y de la arteria para permitir que para la transducción de señal óptima. </li><li> Cubra la herida con una gasa húmeda salina. </li></ol> 6. La hipoxia y reoxigenación protocolo <ol><li> Disminuir la concentración de oxígeno inspirado del 10% al aumentar la concentración de nitrógeno gaseoso inhalado para inducir a la hipoxemia. </li><li> Ajustar la concentración de oxígeno inspirado entre 10% y 15% para obtener una PaO 2 de 20-40 mmHg o SaO 2 de 30-40% durante 2 horas. </li><li> Realizar un análisis de sangre arterial para evaluar la PaCO 2 y ajustar la velocidad del ventilador en consecuencia. </li><li> Con la inducción de la hipoxemia, la primera hora se dedica a la inducción de una taquicardia constante (y el gasto cardíaco) respuesta. </li><li> Continuará monitoreando los cambios en el flujo sanguíneo en la arteria carótida común, mesentérica superior y la izquierda las arterias renales. </li><li> Durante la segunda hora de la hipoxia, el estrés hipóxico es mayor para reducir progresivamente el gasto cardíaco al 30-40% del valor basal, presión arterial media de 30 a 35 mmHg y pH arterial 6,95 a 7,05. </li><li> Estrés hipóxico puede ser terminado prematuramente o ampliarse en 15 min, según corresponda. </li><li> Aumentar la concentración de oxígeno inspirado abruptamente al 100% por la interrupción abrupta de gas nitrógeno, sin dejar de oxígeno puro. </li><li> Monitorear el gasto cardiaco, presión arterial media y otros parámetros hemodinámicos para una rápida recuperación. </li><li> Reanimación con oxígeno al 100% se puede continuar por 0.5h. Después de este período de tiempo, reducir la concentración de oxígeno inspirado rápidamente al 21%. </li><li> Continuar con la reoxigenación del 21% de oxígeno para el resto del período del experimento. La concentración de oxígeno inspirado se puede valorar a un 25% si es necesario. </li><li> Bolos de líquido de 10 ml / kg de solución de Ringer lactato puede ser necesaria en su caso durante el período experimental. Su uso debe ser protocolizado. </li></ol> 7. Los resultados representativos: La inducción de la hipoxemia en el lechón recién nacido durante la primera hora de la hipoxia debe aumentar el gasto cardiaco (flujo arterial pulmonar) al 120% -130% del valor basal (Figura 7) y la frecuencia cardiaca (Figura 7). Por lo general, el gasto cardíaco debe alcanzar su pico de compensación entre la primera y la 1h 0.5h de la hipoxia. Además, el flujo de sangre debe ser centralizado que resulta en disminución de la perfusión renal y mesentérico pero conservado o aumentado el flujo de la arteria carótida común (Figura 8). Durante la segunda hora de la hipoxia, hay una disminución constante del gasto cardíaco, el desarrollo de hipotensión (Figura 9), la desaceleración de la frecuencia cardíaca con o sin arritmia ocurrió. Hipoxia debe inducir a la hipertensión pulmonar con aumento de la presión arterial pulmonar (Figura 9), que a veces puede disminuir en los últimos 30 min de hipoxia a medida que disminuye el gasto cardíaco. Tras la reanimación, todos los parámetros hemodinámicos de inmediato se recuperará con el inicio normoxic, a excepción del flujo sanguíneo renal que poco a poco se recupera durante la primera hora de reoxigenación. Sin embargo, los parámetros hemodinámicos, especialmente para el gasto cardíaco y la presión arterial media se deteriora gradualmente durante las primeras 2 horas de la reoxigenación de cerca de 70-75% del valor basal normoxic y 35-45 mmHg, respectivamente. Esta disfunción cardiovascular por lo menos en parte, por el aturdimiento miocárdico y garantiza tratamientos cardiovasculares de apoyo tales como vasoactivos e inotrópicos. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 1"> Figura 1: en la ingle de la incisión con la colocación de catéteres femorales arterial y venosa <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig2.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 2"> Figura 2: incisión en el cuello con la colocación de un tubo endotraqueal y una sonda de flujo alrededor de la arteria carótida común <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig3.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 3"> Figura 3: en el flanco de la incisión con el aislamiento de la arteria mesentérica superior <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig4.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 4"> Figura 4: flanco de la incisión con el aislamiento de la arteria renal izquierda <img alt="Figura 5" src='"/' files> Figura 5: La toracotomía con la colocación de catéter de arteria pulmonar <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig6.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 6"> Figura 6: La toracotomía con la colocación de una sonda de flujo Transonic alrededor de la arteria pulmonar principal <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig7.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 7"> Figura 7: Los cambios temporales en (A) el gasto cardiaco (flujo arterial pulmonar) y (B) de la frecuencia cardíaca durante la hipoxia y reoxigenación <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig8.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 8"> Figura 8: Los cambios temporales en el flujo de sangre en (A) carótida común, (B) y la mesentérica superior (C) las arterias renal izquierda durante la hipoxia y reoxigenación <img alt="Figura 9" src="/files/ftp_upload/3166/3166fig9.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 9"> Figura 9: Los cambios temporales en (A) la presión arterial media y (B) la presión arterial pulmonar durante la hipoxia y reoxigenación

<ol><li>Borke, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+myocardial+matrix+metalloproteinases+in+hypoxic+newborn+pigs+during+resuscitation%3A+effects+of+oxygen+and+carbon+dioxide%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Increased myocardial matrix metalloproteinases in hypoxic newborn pigs during resuscitation: effects of oxygen and carbon dioxide.</a> Eur. J. Clin. Invest. 34, 459-466 (2004).</li>
<li>Munkeby, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resuscitation+of+hypoxic+piglets+with+100%25+O2+increases+pulmonary+metalloproteinases+and+IL-8%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr.+Res%22%5BJournal%5D)">Resuscitation of hypoxic piglets with 100% O2 increases pulmonary metalloproteinases and IL-8.</a> Pediatr. Res. 58, 542-548 (2005).</li>
<li>Haaland, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Posthypoxic+hypothermia+in+newborn+piglets%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr.+Res%22%5BJournal%5D)">Posthypoxic hypothermia in newborn piglets.</a> Pediatr. Res. 41, 505-512 (1997).</li>
<li>Haase, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resuscitation+with+100%25+oxygen+causes+intestinal+glutathione+oxidation+and+reoxygenation+injury+in+asphyxiated+newborn+piglets%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Surg%22%5BJournal%5D)">Resuscitation with 100% oxygen causes intestinal glutathione oxidation and reoxygenation injury in asphyxiated newborn piglets.</a> Ann. Surg. 240, 364-373 (2004).</li>
<li>Stevens, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resuscitation+with+21%25+or+100%25+oxygen+is+equally+effective+in+restoring+perfusion+and+oxygen+metabolism+in+hypoxic+newborn+piglet+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Resuscitation with 21% or 100% oxygen is equally effective in restoring perfusion and oxygen metabolism in hypoxic newborn piglet liver.</a> Shock. 27, 657-662 (2007).</li>
<li>Johnson, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((N-acetylcysteine+improves+the+hemodynamics+and+oxidative+stress+in+hypoxic+newborn+pigs+reoxygenated+with+100%25+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">N-acetylcysteine improves the hemodynamics and oxidative stress in hypoxic newborn pigs reoxygenated with 100% oxygen.</a> Shock. 28, 484-490 (2007).</li>
<li>Chapados, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Plasma+cortisol+response+to+ACTH+challenge+in+hypoxic+newborn+piglets+resuscitated+with+21%25+and+100%25+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Plasma cortisol response to ACTH challenge in hypoxic newborn piglets resuscitated with 21% and 100% oxygen.</a> Shock. 33, 519-525 (2010).</li>
<li>Cheung, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Platelet+dysfunction+in+asphyxiated+newborn+piglets+resuscitated+with+21%25+and+100%25+oxygen%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr.+Res%22%5BJournal%5D)">Platelet dysfunction in asphyxiated newborn piglets resuscitated with 21% and 100% oxygen.</a> Pediatr. Res. 59, 636-640 (2006).</li>
<li>Martin-Ancel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Multiple+organ+involvement+in+perinatal+asphyxia%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pediatr%22%5BJournal%5D)">Multiple organ involvement in perinatal asphyxia.</a> J. Pediatr. 127, 786-793 (1995).</li>
<li>Swindle, M. M., Smith, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparative+anatomy+and+physiology+of+the+pig%5BTitle%5D)+AND+%22Scan.+J.+Lab.+Anim.+Sci.+Suppl%22%5BJournal%5D)">Comparative anatomy and physiology of the pig.</a> Scan. J. Lab. Anim. Sci. Suppl. 25, 11-22 (1998).</li>
<li>Chapados, I., Cheung, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Not+all+models+are+created+equal%3A+Animal+models+to+study+hypoxic-ischemic+encephalopathy+of+the+newborn%5BTitle%5D)+AND+%22Neonatology%22%5BJournal%5D)">Not all models are created equal: Animal models to study hypoxic-ischemic encephalopathy of the newborn.</a> Neonatology. 94, 300-303 (2008).</li>
<li>Liu, J. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+post-resuscitation+treatment+with+N-acetylcysteine+on+cardiac+recovery+in+hypoxia-injured+newborn+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Effects of post-resuscitation treatment with N-acetylcysteine on cardiac recovery in hypoxia-injured newborn pigs.</a> PLoS ONE. 5, e15322-e15322 (2010).</li>
<li>Cheung, P. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardio-renal+recovery+of+hypoxic+newborn+pigs+after+18%25%2C+21%25+and+100%25+reoxygenation%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Cardio-renal recovery of hypoxic newborn pigs after 18%, 21% and 100% reoxygenation.</a> Intensive Care Med. 34, 1114-1121 (2008).</li>
<li>Temesvari, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+the+blood-brain+barrier+permeability+in+neonatal+cytotoxic+brain+edema%3A+laboratory+and+morphological+findings+obtained+on+newborn+piglets+with+experimental+pneumothorax%5BTitle%5D)+AND+%22Biol.+Neonate%22%5BJournal%5D)">Modulation of the blood-brain barrier permeability in neonatal cytotoxic brain edema: laboratory and morphological findings obtained on newborn piglets with experimental pneumothorax.</a> Biol. Neonate. 46, 198-208 (1984).</li>
<li>Domoki, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reventilation+with+room+air+or+100%25+oxygen+after+asphyxia+differentially+affects+cerebral+neuropathology+in+newborn+pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Acta.+Paediatr%22%5BJournal%5D)">Reventilation with room air or 100% oxygen after asphyxia differentially affects cerebral neuropathology in newborn pigs.</a> Acta. Paediatr. 95, 1109-1115 (2006).</li>
<li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Part+15%3A+Neonatal+resuscitation%3A+2010+American+Heart+Association+guidelines+for+cardiopulmonary+resuscitation+and+emergency+cardiovascular+care%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Part 15: Neonatal resuscitation: 2010 American Heart Association guidelines for cardiopulmonary resuscitation and emergency cardiovascular care.</a> Circulation. 122, S909-S919 (2010).</li>
</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

El protocolo experimental actual tiene una ventaja para examinar los cambios hemodinámicos sistémicos y regionales en temas neonatal durante el proceso de hipoxia y reoxigenación. También puede examinar el efecto correspondiente de las intervenciones utilizadas para mejorar la función cardiovascular durante la recuperación. Nosotros y otros han informado de la experiencia y los resultados en el estudio de la asfixia neonatal respecto a los efectos cardiovasculares de 1, 2 pulmonares, neurológicos 3, 4</s...

un modelo porcino de la asfixia neonatal

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Anualmente más de 1 millón de recién nacidos mueren en el mundo en relación a la asfixia. Recién nacidos asfixiados suelen tener un fallo multiorgánico, incluyendo hipotensión, déficit de perfusión, la encefalopatía hipóxico-isquémica, hipertensión pulmonar, enterocolitis vasculopática, insuficiencia renal y las complicaciones tromboembólicas. Los modelos animales se han desarrollado para ayudarnos a comprender la fisiopatología y farmacología de la asfixia neonatal. En comparación con los roedores y los corderos recién nacidos, los lechones recién nacidos ha demostrado ser un valioso modelo. El lechón recién nacido tiene varias ventajas, incluyendo el desarrollo similar a la de 36 a 38 semanas el feto humano con los sistemas del cuerpo comparable, el tamaño corporal grande (~ 1,5-2 kg al nacer) que permite la instrumentación y el seguimiento de los animales y el control de las variables de confusión alteraciones hemodinámicas y la hipoxia. Se describen un protocolo experimental para simular asfixia neonatal y nos permite examinar los cambios hemodinámicos sistémicos y regionales durante el proceso de asfixia y reoxigenación, así como los respectivos efectos de las intervenciones. Además, el modelo tiene la ventaja de estudiar un fallo multiorgánico o disfunción de forma simultánea y la interacción con varios sistemas del cuerpo. El modelo experimental es un procedimiento no-supervivencia que consiste en la instrumentación quirúrgica de los lechones recién nacidos (1-3 días de edad y de 1.5 a 2.5 kg de peso, de raza mixta) para permitir el establecimiento de ventilación mecánica, vascular (arterial y venosa central) el acceso y la colocación de catéteres y sondas de flujo (Transonic Inc.) para el seguimiento continuo de la presión intra-vascular y el flujo sanguíneo a través de las arterias carótidas principales diferentes, incluyendo pulmonar, común, mesentérica superior y la izquierda las arterias renales. El uso de estos lechones cirugía instrumentada, después de la estabilización de 30-60 minutos como se define por la variación de Z &lt;10% en los parámetros hemodinámicos y los gases sanguíneos normales, se iniciará un protocolo experimental de hipoxemia grave que es inducida por la hipoxia alveolar normocápnicos. El lechón se ventila con un 10-15% de oxígeno al aumentar la concentración inhalada de gas nitrógeno durante 2 horas, con el objetivo de saturación arterial de oxígeno del 30-40%. Este grado de hipoxemia se produce la asfixia clínica con acidosis metabólica severa, hipotensión sistémica y shock cardiogénico con hipoperfusión de los órganos vitales. La hipoxia es seguido por la reoxigenación con oxígeno al 100% de 0.5h y 21% de oxígeno para 3.5h. Las intervenciones farmacológicas pueden ser introducidos en su momento y sus efectos investigados en un estudio ciego, aleatorizado en bloques de la moda.

Modelos de animales grandes tienen buenos valores de traslación en el examen de fisiología y farmacología de la asfixia neonatal. Utilizando los lechones recién nacidos, desarrollamos un protocolo experimental para simular asfixia neonatal que tiene ventajas de estudiar la hemodinámica sistémica y regional, el transporte de oxígeno a las vías bioquímicas y patológicas y correlaciones.

Un modelo porcino de la asfixia neonatal

Anualmente, más de 1 millón de neonatos mueren en todo el mundo a causa de la asfixia. Los neonatos asfixiados presentan comúnmente una falla multiorgánica que incluye hipotensión, ...

El objetivo general del siguiente experimento es examinar los cambios hemodinámicos sistémicos y regionales que ocurren durante los procesos de asfixia y reoxigenación, así como los efectos respectivos de las intervenciones aplicables. Esto se logra primero mediante la preparación quirúrgica del animal con catéteres vasculares, traqueales, mesentéricos carotídeos, renales y pulmonares para la inducción y el monitoreo de la hipoxia. A continuación, se induce la hipoxia alveolar, lo que provoca una hipoxemia severa que produce asfixia clínica en el animal.Finalmente, el proceso hipóxico se interrumpe bruscamente tras dos horas mediante la reoxigenación del animal con oxígeno al 100 % durante 30 minutos y luego con oxígeno al 21 % durante 3,5 horas, simulando la reanimación de un neonato asfixiado. Este método puede utilizarse para monitorear el desarrollo progresivo de shock cardiogénico, hipotensión y acidosis metabólica grave que ocurren como respuesta a dos horas de hipoxia severa. Las implicaciones de esta técnica se extienden hacia el tratamiento de la asfixia neonatal debido a que el método simula de manera muy cercana la asfixia en un entorno clínico, otorgando un valor traslacional significativo a los datos obtenidos.Por lo general, las personas nuevas en este método tendrán dificultades debido a los desafíos técnicos del procedimiento quirúrgico y al conocimiento médico necesario para realizar las maniobras de hipoxia y reoxigenación. En el video, el Dr. David Bacon demostrará el procedimiento junto con el Dr. Rich Dip Gill, un estudiante de posgrado del Laboratorio de Ciencias Neuronales. El protocolo mostrado aquí es un procedimiento no superviviente.Monitoree la saturación de oxígeno y los signos vitales del lechón anestesiado mediante pulso, oximetría y monitor cardiorrespiratorio, respectivamente. Mantenga la temperatura rectal entre 38 y 40 grados Celsius con una manta térmica y un calentador radiante. Para preparar al animal para la colocación de los catéteres vasculares, realice una incisión de dos a tres centímetros de longitud.En la ingle derecha, disecar un centímetro de la arteria femoral derecha y un centímetro de la vena femoral derecha. Colocar 2 3 0 hilos alrededor de cada vaso para la cateterización venosa femoral derecha. Ligadurar el extremo distal de la vena.Inserte un catéter argyle hasta 15 centímetros. Coloque el catéter en la aurícula derecha. Amarre ambos hilos para asegurar el catéter durante la cateterización arterial femoral derecha.Ligue el extremo distal de la arteria. Levante el hilo proximal para detener el flujo sanguíneo. Inserte un catéter argyle hasta cinco centímetros, colocando el catéter arterial en la aorta infrarrenal para la medición continua de la presión arterial media y la toma de muestras de sangre.Luego ate ambos hilos para asegurar el catéter y cerrar la piel. Para preparar al animal para la ventilación mecánica, realice una incisión horizontal larga de dos a tres centímetros en el cuello. Después de diseccionar y exponer un centímetro de la tráquea, coloque 2 hilos 1 0 alrededor de la tráquea.A continuación, inserte un tubo endotraqueal de tres ceros un centímetro dentro de la tráquea. Conecte el tubo a un ventilador y comience la ventilación mecánica. Anude los hilos de un cero para asegurar el tubo endotraqueal.Después de disecar y exponer la arteria carótida común, rodee el vaso con una sonda de flujo ultrasónica de tiempo de tránsito RB para medir continuamente el flujo sanguíneo. Después de administrar al animal una dosis adicional de anestesia, coloque al animal en posición lateral derecha y realice una incisión larga subcostal en el flanco, disecando cuidadosamente las capas musculares. Luego exponga la aorta abdominal, minimizando el manejo vascular y la lesión linfática.A continuación, diseccione de 0,5 a un centímetro de la arteria mesentérica superior y coloque alrededor un sensor de flujo transónico de 3 SB. Luego, diseccione de 0,5 a un centímetro de la arteria renal izquierda y coloque alrededor un sensor de flujo transónico de 2 SB. A continuación, cierre la piel y asegure el sensor de flujo utilizando cinta adhesiva según sea necesario.Después de administrar al lechón una anestesia adicional y realizar una toracotomía en el cuarto espacio intercostal izquierdo, utilice una torunda dental para presionar hacia abajo el pulmón izquierdo y aumente el oxígeno según sea necesario. Aunque la colocación del catéter arterial pulmonar y la sonda de flujo son las partes más difíciles del procedimiento experimental, la localización del conducto arterioso permeable es importante para utilizar el flujo arterial pulmonar como un sustituto del gasto cardíaco. Por lo tanto, tener especial cuidado con los siguientes pasos dará como resultado una simulación más precisa de la hipoxia clínica.Luego abra el pericardio. Identifique el conducto arterioso, que va desde la aorta hasta la arteria pulmonar. El conducto arterioso puede ligarse colocando un nudo de seda gruesa tres ceros en su origen.A continuación, libere la arteria pulmonar principal y luego pase una cinta vascular por debajo de la arteria utilizando un hilo grueso de calibre cero. A continuación, utilice una sutura de prolina de calibre cinco ceros en la base de la arteria para crear un orificio de paso para la colocación del catéter de la arteria pulmonar. Ahora tome un angiocatéter de calibre 20 con tres orificios laterales a menos de un centímetro de la punta del catéter e insértelo a través del orificio de paso hasta un máximo de un centímetro.Luego, verifique el catéter para asegurar el flujo libre de sangre venosa. Conecte el catéter al transductor de presión y revise la presión y la forma de onda de la arteria pulmonar. A continuación, apriete la sutura en bolsa de tabaco para fijar el catéter pulmonar.Luego, coloque una sonda de flujo sónico SB de seis alrededor de la arteria pulmonar principal. Finalmente, coloque gel ultrasónico entre la sonda de flujo y la arteria para permitir una transducción de señal óptima y cubra la herida con gasa salina húmeda para inducir hipoxia. Disminuya la concentración de oxígeno inspirado al 12 % aumentando la concentración de gas nitrógeno inhalado.A continuación, ajuste la concentración de oxígeno inspirado entre 10 y 15 % para obtener una presión parcial arterial de oxígeno de 20 a 40 milímetros de mercurio y una saturación arterial de oxígeno del 30 al 40 % durante dos horas. Luego, realice un análisis de gasometría arterial para evaluar la presión parcial arterial de dióxido de carbono y ajuste la frecuencia del ventilador en consecuencia. Continúe monitoreando los cambios en el flujo sanguíneo en las arterias carótida común, mesentérica superior y renal izquierda.Durante la segunda hora de hipoxia, aumente el estrés hipóxico para reducir progresivamente el gasto cardíaco al 30-40 % del valor basal, la presión arterial media a 30-35 milímetros de mercurio y el pH arterial a 6,95-7,05. Aumente bruscamente la concentración de oxígeno inspirado al 100 % interrumpiendo el flujo de gas nitrógeno mientras se continúa administrando oxígeno puro. Observe la recuperación marcada del gasto cardíaco, la presión arterial media y otros parámetros hemodinámicos.Continúe la reanimación con oxígeno al 100 % durante media hora a partir de este período. Reduzca rápidamente la concentración de oxígeno inspirado al 21 %. La inducción de hipoxemia en el lechón recién nacido durante la primera hora de hipoxia provoca un aumento del gasto cardíaco o del flujo arterial pulmonar hasta un 130 % a 140 % del valor basal. Normalmente, el gasto cardíaco alcanza su máxima compensación entre los primeros 30 y 60 minutos de hipoxia.Se observa también un aumento de la frecuencia cardíaca durante la hipoxia. Además, el flujo sanguíneo se vuelve más centralizado, lo que resulta en una perfusión mesentérica y renal disminuida. Al mismo tiempo, se observa un flujo arterial carotídeo común conservado o aumentado durante la segunda hora de hipoxia.Existe una disminución progresiva del gasto cardíaco, un desarrollo de hipotensión y una disminución de la frecuencia cardíaca con o sin arritmia. La hipoxia también induce hipertensión pulmonar con aumento de la presión arterial pulmonar, como se observa aquí en esta figura final. Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo monitorear y medir continuamente el estado hemodinámico sistémico y regional en un lechón recién nacido.Una vez dominada, esta técnica puede realizarse en 75 minutos si se lleva a cabo correctamente siguiendo el procedimiento. Otros métodos, como la colocación de sensores de radicales libres en la corteza cerebral, pueden realizarse para responder preguntas adicionales, como, ¿cuál es el papel de la generación de radicales libres en la encefalopatía hipóxico-isquémica?

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