Name: De corte de carga: una herramienta útil para examinar el grado de acoplamiento Marcador brecha unión entre las neuronas retinianas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-01-12T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 11 s
Description: Aprende el método de corte de carga para examinar el acoplamiento por uniones gap entre neuronas retinianas en condiciones de iluminación controladas. Esta técnica permite estudiar sinapsis eléctricas en tejido neural intacto.

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Este trabajo fue financiado por el NIH subvención EY005102 de SMC y EY018640 a la RCP

1. Intactos los preparativos retina neural de peces de colores, ratones y conejos <ol><li> Realizar todos los pasos siguientes, incluyendo los descritos en "2) Corte de carga", en constante ambiental (de fondo) la iluminación. Tenga en cuenta que a los efectos de este protocolo, los procedimientos se describen como se realiza en la oscuridad constante (es decir, en condiciones muy oscuras (es decir, "escotópica") las condiciones ≤ 0,0001 lux) con gafas de visión nocturna por infrarrojos, pero otros niveles más altos de intensidad de la iluminación ambiente constante puede utilizarse en lugar de determinar el efecto de otros niveles de iluminación ambiental en el cruce de acoplamiento brecha marcador. </li><li> Dark-adaptación de los animales de experimentación (peces de colores, ratón o conejo) por lo menos 1 hora antes de la cirugía. </li><li> Como se ha descrito anteriormente, 7, profundamente anestesiar peces de colores, colocándolas en tricaína metanosulfonato (MS222, 150 mg / L de agua tamponada (bicarbonato de sodio que contienen) pecera), y profundamente anestesiar a ratones con ketamina (100 mg/ Kg, ip) y Rompun (10 mg / kg, ip). Profundamente anestesiar a los conejos con uretano (dosis de carga: 2,0 g / kg, ip) y también el uso de anestesia local intraorbitario (2% de xilocaína), como se describió previamente 8. Todos los procedimientos experimentales relacionados con el cuidado y uso de animales debe realizarse de acuerdo con las normas federales y ser revisados ​​y aprobados por el cuidado de animales locales y los comités de la universidad el uso. (Nota:. En los experimentos descritos aquí, todos los procedimientos experimentales relacionados con el cuidado y el uso de peces, ratones y conejos fueron realizados de acuerdo con las directrices de NIH y fueron revisados ​​y aprobados por la Ohio State Cuidado de Animales Institucional de la Universidad y el empleo) </li><li> Para los peces, ratones y conejos, después de la enucleación, retire la parte anterior de cada globo ocular. A continuación, coloque un pedazo de papel de filtro en la parte superior de la parte posterior del ojo y se invierte el papel de filtro y el ojo, por lo que el papel de filtro por debajo de la parte posterior del ojo. Luego, utilizando bienpinzas de disección de la retina neural intacto desde la parte posterior del ojo suavemente pelando el epitelio pigmentario / coroides / esclerótica, que se unen el uno al otro, de la retina neural, que se adjunta al papel de filtro. Una vez hecho esto, cortar el nervio óptico con multa de resorte tijeras. La retina neural, orientado a los fotorreceptores del lado de arriba debe ser conectado al papel de filtro y separada del resto del ojo. </li></ol> 2. De corte de carga <ol><li> Sumerja las retinas de solución oxigenada de Ringer (Tabla 1) en una placa de 6 pocillos (~ 5 ml / pocillo) durante 30 minutos bajo constante ambiental (de fondo) iluminación (por ejemplo, en condiciones muy oscuras (es decir, "escotópica") las condiciones) con o sin una prueba de drogas. Mantener las retinas de los peces en el oxigenada (5% de CO 2 / 95% O 2) de bicarbonato de Ringer a 22 ° C mediante el sellado de placa de 6 pocillos con parafilm y mantener las retinas de ratón y conejo a 36 ° C en un 5% de CO 2 / 95% O <li> Prepare la solución de trazador (típicamente 100 l) por disolución de neurobiotin (0,5%), una molécula de biotina, en solución de Ringer inmediatamente antes de cortar a través de la retina. Tenga en cuenta que el 0,5% rodamina dextrano (alta (&gt; 10.000) MW) se puede añadir a la solución. Debido a su alto peso molecular, rodamina dextrano no cruza uniones y las células sólo etiquetas que han sido dañadas por el corte. Como se muestra en la fig. 3, esta es una manera útil para distinguir las células que se han acumulado neurobiotin porque han sido heridos, de los que han acumulado el marcador por difusión a través de uniones. </li><li> Ponga la solución neurobiotin en una copa (o plástico) una placa de Petri, toque el papel de filtro, al que se une a la retina, sobre una toalla de papel para eliminar el exceso de Ringer, baño una hoja de afeitar (o cuchilla afilada de otro tipo) en la solución y neurobiotin lan hacer un corte radial a través de la retina y el papel de filtro. Si se prefiere, se puede utilizar separadores para que el corte se hace a través de la retina, pero no el papel de filtro. El corte debe ser orientado perpendicular a la superficie de la retina. Sumerja la hoja de afeitar en la solución neurobiotin de nuevo y cortar la retina una segunda vez. Repita este hasta 4 cortes por la retina (ver fig. 1). Utilizar un microscopio de disección la hora de hacer cortes de navaja a través del ratón y otros pequeños retinas. </li><li> Como se muestra en la fig. 1, se sumergen en la retina de nuevo en medio del timbre fresco, con o sin prueba de la droga, con un 6-así placa (5 ml Ringer / pocillo). Incubar la retina durante 15 minutos para permitir la carga y la difusión. </li><li> Lavar tres veces durante 5 minutos cada uno con medio Ringer fresco con o sin prueba de la droga. </li><li> Fijar la retina con un 4% de paraformaldehído en 0,1 M de fosfato buffer (PBS, pH 7,4) durante 1 hora a temperatura ambiente. </li><li> Lavar con PBS 0,1 M durante la noche a 4 ° C. </li><li> Al día siguiente, reaccionan wITH 2% de estreptavidina-Alexa 488 (concentración final de 10 mg / mL) en 0,1 M PBS + 0,3% Triton X-100, y mantener durante la noche a 4 ° C. </li><li> Lavar tres veces durante 10 minutos cada uno con 0,1 M de PBS a temperatura ambiente </li><li> En PBS, desprenderse la retina del papel de filtro y luego, utilizando un pincel fino, el lugar de la retina, los fotorreceptores orientada hacia arriba, en un portaobjetos. </li><li> Suavemente montaje con Vectashield medio de montaje (Vector Laboratories, Burlingame, CA). </li><li> Tomar fotos con un microscopio confocal de barrido láser (por ejemplo, Zeiss 510 META) con el mismo aumento de resolución y ajustes para cada condición experimental, para que pueda comparar los efectos de diferentes condiciones experimentales (por ejemplo, medicamentos de prueba, las condiciones de iluminación) en la medida de brecha de la unión del trazador de acoplamiento (Fig. 2A-C y la fig. 4A-C). Aunque una sola imagen puede contener todas las células marcadas, se recomienda que recoja un z-stack de la zona de interés y el colapso en una solaimagen. </li></li></ol> 3. La cuantificación del marcador de acoplamiento con ImageJ <ol><li> En el explorador de imágenes LSM, abrir la imagen, haga clic en Exportar y guarde la imagen como un poco TIF-16 NO de archivos comprimidos. Barra de escala deben ser incluidos en esta imagen TIF. </li><li> Utilizando el software NIH ImageJ, medir la intensidad de fluorescencia de Alexa-488-etiquetados neurobiotin de imágenes de baja magnificación de todo el montaje retinas. Abra el archivo TIF con el software ImageJ y luego dibujar una línea recta que corresponde a la barra de escala. Ir al ANALIZAR, Definición de la escala y entrar en la distancia conocida y unidad de longitud, a continuación, haga clic en Aceptar. Ahora los resultados de medición se pueden presentar en las unidades de calibrado, como milímetros. </li><li> Seleccione el área de interés utilizando la herramienta de selección rectangular. El pico de la fluorescencia se debe colocar en el borde izquierdo de la selección. Asegúrese de que no hay ninguna señal de fluorescencia cerca del borde derecho. Si no es así, girar la imagen activa (imagen, a continuación, gire). </li><li> ClicAnalizar y gráfico de perfil. Usted debe ver una curva con un decaimiento exponencial de la izquierda a la derecha. </li><li> Haga clic en Copiar en la ventana pop-up y pegar en Excel. Ahora se ven dos columnas que muestra la distancia de la corte (columna izquierda) y la intensidad de fluorescencia en función de la distancia de la corte (columna derecha). </li><li> Divida cada valor de fluorescencia prima por el valor máximo de fluorescencia para obtener la intensidad de fluorescencia relativa. </li><li> Copiar dos columnas correspondientes a la distancia de la corte (X) y la intensidad de fluorescencia relativa (Y), y luego pegarlos en el software de origen. </li><li> Encajar con el decaimiento exponencial # 1 función (Fig. 2D y 4D fig.), Que es en la forma: Y = Y 0 + Y max * exp (-x / λ) donde Y es la intensidad de fluorescencia relativa, Y o es la fluorescencia de fondo, Y max es la fluorescencia relativa máxima, λ es la spas (longitud) constante, y x es la distancia desde el corte. </li><li> Compare el espacio constante (λ) los valores en diferentes condiciones experimentales utilizando el t-test o ANOVA (Fig. 2E y 4E fig.). Tenga en cuenta que las técnicas alternativas de cuantificación han sido descritas por otros 13,14. </li></ol> 4. Resultados representante Ejemplos representativos de trazador células fotorreceptoras de acoplamiento según lo determinado por el corte de carga se presentan en las figuras 2 y 3 (pescado) y la Figura 4 (conejo). Confocal imágenes fueron tomadas usando los mismos parámetros de comparación (Fig. 2A-C y la fig. 4A-C) y la intensidad de fluorescencia se representa en función de la distancia desde el corte y el montaje de la función exponencial se muestra en el número 3.8 (Fig. 2D y 4D fig.). Espacio de valores constantes para cada condiciónse muestran en las figuras 2E y 4E, lo que demuestra que el grado de unión de acoplamiento brecha trazador puede ser cuantificado mediante la técnica de corte de carga. Además, los resultados son altamente reproducibles. El uso de la técnica de corte de carga como un medio para cuantificar el grado de unión de acoplamiento brecha trazador también se confirma por el hallazgo de que la intensidad de fluorescencia disminuye de forma exponencial en función de la distancia de la corte en todos los casos examinados 7,8 (véase también Figs. 2D y 4D aquí), lo que indica que neurobiotin entró a través de los fotorreceptores de la corte de afeitar y no de otros lugares de la retina. Por otra parte, la cualitativamente similares de día / noche la diferencia en el acoplamiento de los fotorreceptores trazador celular observado en peces de colores con las inyecciones de trazador en los conos individuales y con un corte de carga de 7 corrobora de corte de carga como un medio relativamente precisa de medir el grado de acoplamiento de los fotorreceptores. El corte de loading técnica también se puede utilizar para investigar otros tipos de sinapsis eléctricas en la retina. Por ejemplo, la Figura 5 muestra el conejo de tipo A (Fig. 5) y tipo B (Fig. 5B) las células horizontales muestran homóloga marcador de acoplamiento después de cortar la carga y la difusión de neurobiotin adaptada a la oscuridad bajo condiciones. <table border="1"><tbody><tr><td> Compuesto </td><td> Pescado </td><td> Ratón </td><td> Conejo </td></tr><tr><td> NaCl </td><td> 130 </td><td> 120 </td><td> 117 </td></tr><tr><td> NaHCO3 </td><td> 20 </td><td> 25 </td><td> 30 </td></tr><tr><td> NaH 2 PO 4 </td><td> - </td><td> 1 </td><td> 0.5 </td></tr><tr><td> KCl </td><td> 2.5 </td><td> 5 </td><td> 3.1 </td></tr><tr><td> Glucosa </td><td> 10 </td><td> 10 </td><td> 10 </td></tr><tr><td> MgCl2 </td><td> 1 </td><td> - </td><td> - </td></tr><tr><td> MgSO 4 7H 2 O </td><td> - </td><td> 1 </td><td> 1.2 </td></tr><tr><td> Glutamina </td><td> - </td><td> 0.1 </td><td> 0.1 </td></tr><tr><td> CaCl2 </td><td> 0.7 </td><td> 2 </td><td> 2 </td></tr></tbody></table> Cuadro 1: Composición de las soluciones de Ringer para peces de colores, el ratón y las retinas de conejo. Las concentraciones se presentan en mM. Soluciones de Ringer se traspasan con CO2 al 5% / 95% O 2 y se mantiene a 22 ° C (de pescado) o 36 ° C (mamíferos). "-" No se incluye en el timbre para esta especie. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3180/3180fig1.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 1"> Figura 1:. Diagrama de flujo que muestra el procedimiento de corte de carga. Tras el aislamiento of de la retina neural intacto, varios cortes radiales fueron hechas por una lámina que se sumerge por primera vez en solución neurobiotin 0,5%. La retina se incubó durante la carga y la difusión del trazador, y luego se lavan antes de la fijación con paraformaldehído al 4% (PFA) en 0,1 M de tampón fosfato (PB). Trazador de acoplamiento fue examinada utilizando estreptavidina conjugada con Alexa-488. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3180/3180fig2.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 2"> Figura 2. Día-noche diferencia en los fotorreceptores de acoplamiento del trazador en peces de colores se revela mediante la técnica de corte de carga. Células fotorreceptoras gap junction neurobiotin marcador de acoplamiento fue extensa en la noche (B) y en el día después de la aplicación de spiperona (10 M), un selectivo de la dopamina D 2 antagonista de los receptores (C), pero no en el día bajo condiciones control (A). D) normalizado intensidad relativa de fluorescencia en función de la distancia de los cortes (indicado por las flechas en AC). E) Espacio valores constantesUES obtenidos a partir de los datos en los experimentos D y otros (n = 4). *** P &lt;0,001. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3180/3180fig3.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 3"> Figura 3. Un ejemplo representativo que muestra la fluorescencia en la capa de células fotorreceptoras de la retina adaptada a la oscuridad peces de colores en la noche después de cortar la carga con una solución de dos neurobiotin y dextrano rodamina. Rodamina dextrano (en rojo), que no se difunde a través de canales abiertos de unión brecha debido a su alto peso molecular (&gt; 10.000 MW), sólo las células marcadas cerca del corte. Por el contrario, neurobiotin (en verde) difundido a través de uniones y se puede ver en las células fotorreceptoras lejos de la corte. La ubicación de la corte es indicado por la flecha en cada panel. Barra de escala: 200 micras. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3180/3180fig4.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 4"> Figura 4. Día-noche diferentecia en los fotorreceptores marcador de acoplamiento en retina de un conejo se revela mediante la técnica de corte de carga. Células fotorreceptoras gap junction neurobiotin marcador de acoplamiento fue extensa en la noche (B) y en el día después de la aplicación de spiperona (10 M) (C), pero no en el día bajo condiciones control (A). En AC, puntos de vista perpendicular de la reconstrucción 3D de los fotorreceptores de conejo, cerca de la corte se muestran. D) normalizado intensidad relativa de fluorescencia en función de la distancia de los cortes. E) los valores del espacio constante de los datos obtenidos en los experimentos D y otros (n = 3). *** P &lt;0,001. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3180/3180fig5.jpg" data-altupdatedat="1788238805000" data-alt="Figura 5"> Figura 5. Corte de carga revela que adaptada a la oscuridad células de conejo horizontal se trazador unido. Tanto de tipo A (A) y tipo B (B) en las células horizontales adaptados a la oscuridad retinas de conejo mostraron homóloga neurobiotin acoplamiento marcador.

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</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

El método de corte de carga se describe aquí es una técnica útil y sencilla para determinar el grado de acoplamiento marcador brecha unión entre las neuronas retinales en condiciones de iluminación diferentes y en diferentes momentos del día y de noche. Las ventajas de esta técnica incluyen la posibilidad de cuantificar el grado de acoplamiento marcador brecha unión entre las neuronas en el tejido de la retina intacta bajo una variedad de condiciones de iluminación durante el día y la noche y que lo haga para que las neuronas que se han unido somata de pequeño diámetro. Limitaciones de la técnica en el estudio de uniones en el otoño de tejido intacto en dos categorías generales. En primer lugar, la difusión del trazador a través de uniones abiertas pueden ser relativamente difíciles de observar debido a: a) el pequeño diámetro de la carga o asociados a los canales abiertos y b) 1,14,15 los volúmenes relativos de acoplamiento compartimentos celulares. Es decir, la difusión de los rastreadores de una pequeña celda a una celda más grande o un grupo de células acopladas, un borradorared a la difusión de los rastreadores de una celda más grande que una celda más pequeña, puede ser más difícil de detectar debido a la dilución del trazador. En segundo lugar, bajo ciertas condiciones fisiológicas, el grado de difusión del trazador a través de uniones en el tejido intacto, no puede reflejar con precisión la fuerza de la conductancia brecha ocasiones debido a las diferencias en la conductancia de la pequeña corriente eléctrica de transporte de iones, en comparación con la permeabilidad del marcador relativamente grande moléculas 1,14,15. En general, la evidencia del marcador de acoplamiento sugiere fuertemente la presencia de funcionamiento, los canales abiertos brecha de unión, pero bajo ciertas condiciones fisiológicas, la difusión del trazador puede no ocurrir o ser observado a pesar de que los registros electrofisiológicos sugieren la presencia de funcionamiento, uniones abiertas. Parece probable que la técnica de corte de carga también se puede utilizar para investigar el grado de acoplamiento marcador brecha unión entre las neuronas en el tejido intacto de otras regiones del sistema nervioso centralTEM.

<table border="1"><tbody><tr><td> Nombre del reactivo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentarios (opcional) </td></tr><tr><td> Tricaína metano sulfonato (MS222) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A5040 </td><td> 150 mg / L de agua tamponada pecera </td></tr><tr><td> Uretano </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> U2500 </td><td> 2 g / dosis kgloading </td></tr><tr><td> Noche de doble tubo de visión Goggle </td><td> Noche Óptica EE.UU. </td><td> D-221 </td><td></td></tr><tr><td> El filtro de papel, N º 4 º grado </td><td> Whatman </td><td> 1004-090 </td><td></td></tr><tr><td> Pinzas finas, Dumont N º 5, Biologie, 11 cm de largo </td><td> Herramientas de Bellas Ciencia </td><td> 11295-10 </td></tr><tr><td> Tijeras finas, con resorte, 8 mm hoja, recto </td><td> Herramientas de Bellas Ciencia </td><td> 15025-10 </td><td></td></tr&gt; <tr><td> Neurobiotin </td><td> Vector </td><td> SP-1120 </td><td> 0,5% </td></tr><tr><td> Estreptavidina conjugada con Alexa 488 </td><td> Invitrogen </td><td> S11223 </td><td> 2% </td></tr><tr><td> Dextrano rodamina (alta (&gt; 10.000) MW) </td><td> Invitrogen </td><td> D1817 </td><td> 0,5% </td></tr><tr><td> Vectashield medio de montaje </td><td> Vector </td><td> H-1000 </td><td></td></tr><tr><td> Zeiss 510 META microscopio confocal de barrido láser </td><td> Carl Zeiss, Inc. </td><td></td><td></td></tr><tr><td> LSM-5 Image Browser 3,2,0,115 </td><td> Carl Zeiss, Inc. </td><td></td><td></td></tr><tr><td> ImageJ Software </td><td> NIH </td><td></td><td></td></tr><tr><td> OriginPro 8.0 </td><td> OriginLab Corp. </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

de corte de carga: una herramienta útil para examinar el grado de acoplamiento marcador brecha unión entre las neuronas retinianas

Cut-loading: A Useful Tool for Examining the Extent of Gap Junction Tracer Coupling Between Retinal Neurons

Además de la transmisión sináptica química, las neuronas que están conectadas por uniones también se pueden comunicar rápidamente a través de la transmisión sináptica eléctrica. Aumento de la evidencia indica que los cruces brecha no sólo permiten el flujo de corriente eléctrica y la actividad sincronizada entre las células interconectados o acoplados, pero que la fuerza o la eficacia de la comunicación eléctrica entre las células puede ser modulada, junto a un 1,2 en gran medida. Además, el gran diámetro interno (~ 1.2 nm) de muchos canales brecha unión permite no sólo el flujo de corriente eléctrica, sino también la difusión de moléculas de señalización intracelular y pequeños metabolitos entre las células interconectadas, de modo que uniones también pueden mediar en la comunicación metabólica y química . La fuerza de la falta de comunicación entre las neuronas de la unión y su modulación por neurotransmisores y otros factores pueden ser estudiados de manera simultánea la grabación eléctrica a partir de células acopladas y por la determinación de tl grado de difusión de moléculas de trazador, que se diferencia de unión permeable, pero no una membrana permeable, después de la inyección iontoforético en células individuales. Sin embargo, estos procedimientos pueden ser extremadamente difíciles de realizar en las neuronas con cuerpos celulares pequeños en el tejido nervioso intacto. Numerosos estudios sobre las sinapsis eléctricas y la modulación de la comunicación eléctrica se han realizado en la retina de los vertebrados, ya que cada uno de los cinco tipos de neuronas de retina está conectada eléctricamente por uniones 3,4 brecha. Cada vez más evidencia ha demostrado que el circadiano (24 horas) en punto de la retina y cambios en la estimulación de la luz regulan brecha de la salida de acoplamiento 3-8. Por ejemplo, trabajos recientes han demostrado que el reloj circadiano retina disminuye acoplamiento brecha de unión entre la varilla y las células fotorreceptoras de cono durante el día mediante el aumento de la activación de los receptores de dopamina D2, y aumenta dramáticamente de conos y bastones de acoplamiento en la noche por la reducción de la activación del receptor D2 <sup&gt; 7,8. Sin embargo, no sólo se trata de estudios muy difíciles de realizar en las neuronas con cuerpos celulares pequeños en tejido de la retina neural intacto, pero puede ser difícil de controlar adecuadamente las condiciones de iluminación durante el estudio electrofisiológico de neuronas de la retina solo para evitar la luz inducida por los cambios en la brecha de la salida conductancia. A continuación, presentamos un método sencillo de determinar el grado de acoplamiento marcador brecha unión entre las neuronas retinales en condiciones de iluminación diferentes y en diferentes momentos del día y de noche. Esta técnica de corte de carga es una modificación de la carga de raspar 09/12, que se basa en la carga de tintes y difusión a través de canales abiertos de unión brecha. Raspe la carga funciona bien en células cultivadas, pero no en rodajas gruesas, como la retina intacta. La técnica de corte de carga se ha utilizado para estudiar el acoplamiento de los fotorreceptores en los peces y mamíferos intactos retinas 7, 8,13, y puede ser utilizado para estudiar el acoplamiento entreotras neuronas de la retina, como se describe aquí.

Un método sencillo y práctico para determinar el grado de acoplamiento marcador brecha unión entre neuronas de la retina se describe. Esta técnica le permite a uno para investigar la función de las sinapsis eléctricas entre las neuronas de la retina intacta bajo condiciones de iluminación diferentes y en diferentes momentos del día y de noche.

De corte de carga: una herramienta útil para examinar el grado de acoplamiento Marcador brecha unión entre las neuronas retinianas

Además de la transmisión sináptica química, las neuronas conectadas mediante uniones en hendidura también pueden comunicarse rápidamente a través de sinapsis eléctricas...

El objetivo general del siguiente experimento de carga por cortes es examinar el grado de acoplamiento mediante trazadores de uniones en hendidura entre neuronas en la retina intacta bajo condiciones controladas de iluminación. El primer paso se logra cortando las retinas con una hoja afilada sumergida en una solución de neurobiotina, una molécula trazadora que puede difundir a través de los canales abiertos de las uniones en hendidura, pero no a través de las membranas celulares. En el segundo paso, las retinas se incuban en solución de Ringer, lo que permite la difusión del trazador a través de los canales de uniones en hendidura abiertos.Si el acoplamiento de las uniones en hendidura es débil, la fluorescencia de la biotina neurológica se restringirá a las neuronas retinianas cercanas al corte. En contraste, si el acoplamiento de las uniones en hendidura es fuerte, la fluorescencia se detectará en neuronas retinianas alejadas del corte. La principal ventaja del cargado por corte frente a las técnicas existentes es que es más fácil de realizar en neuronas con cuerpos celulares pequeños en tejido retiniano neural intacto.También es más fácil controlar las condiciones de iluminación durante la carga en cortes que durante un estudio electrofisiológico de neuronas individuales en tejido retiniano intacto. Debido a que los estímulos luminosos utilizados durante la grabación eléctrica pueden provocar por sí mismos cambios en el acoplamiento de uniones en hendidura, demostrará la técnica el Dr. Chu Choi, un posdoctorado de mi laboratorio. En este procedimiento, se mantiene un pez dorado en oscuridad constante durante el día al menos una hora antes de la cirugía, y todos los pasos siguientes hasta que el tejido retiniano se fija también se realizan durante el día en oscuridad constante; se anestesia profundamente al pez dorado añadiendo 150 miligramos por litro de metanosulfonato al agua del acuario.Luego sacrifique el pez dorado según las normas federales y universitarias y retire cuidadosamente sus ojos. A continuación, retire la porción anterior de cada ojo. Después, coloque un trozo de papel de filtro sobre la porción posterior del ojo e invierta el papel de filtro y el ojo, de modo que el papel de filtro quede debajo de la porción posterior del ojo.Ahora, retire suavemente la parte posterior del ojo, incluyendo la esclerótica y el epitelio pigmentario del pez dorado adaptado a la oscuridad. Corte el nervio óptico de la retina neural del pez dorado con un par de tijeras finas. La retina neural del pez dorado, orientada con la cara de los fotorreceptores hacia arriba, debe estar ahora adherida al papel filtro antes de la enucleación, mientras el pez se encuentra bajo anestesia, en cinco mililitros de solución de Ringer con base de carbonato oxigenada, con o sin el fármaco en estudio, agregada a cada pocillo de una placa de seis pocillos tras la disección de la retina neural intacta de la porción posterior del ojo.Transfiera las retinas a los pocillos durante la oscuridad constante. Luego, selle los pocillos con paraformo y deje que el tejido incube durante 30 minutos. Prepare 100 microlitros de solución trazadora disolviendo neurobiotina al 0,5 % en solución de Ringer inmediatamente antes de cortar a través de la retina.A continuación, agregue la solución de biotina neuro a una placa de Petri de vidrio. Luego, golpee suavemente el papel filtro al que está adherida la retina sobre una toalla de papel. Para eliminar el exceso de Ringer, sumerja una hoja de bisturí en la solución de biotina neuro y realice un corte radial perpendicular a través de la retina y el papel filtro.Después de eso, sumerja nuevamente la hoja de afeitar en la solución de biotina neural y corte la retina por segunda vez. Repita este procedimiento hasta cuatro cortes por retina. En este paso, transfiera la retina a solución de Ringer fresca, con o sin fármaco de prueba, durante 15 minutos para permitir la carga y la difusión.Lávese tres veces con solución de Ringer fresca, medio con o sin fármaco de prueba durante cinco minutos cada uno. A continuación, fije la retina con paraformaldehído al 4 % en solución tampón fosfato 0,1 molar a temperatura ambiente durante una hora. Posteriormente, lave la retina con PBS 0,1 molar durante la noche a cuatro grados Celsius colocándola en un refrigerador al día siguiente.Incube la retina con estreptavidina Alexa 488 al 2 % en PBS 0,1 molar y Triton X-100 al 0,3 % hasta una concentración final de 10 microgramos por mililitro, y deje incubar toda la noche a cuatro grados Celsius. Al día siguiente, lave la retina tres veces con PBS 0,1 molar a temperatura ambiente, cada vez durante 10 minutos.Desprenda la retina del papel filtro en PBS. Luego, utilizando un pincel fino, monte la retina con el lado de los fotorreceptores hacia arriba sobre un portaobjetos con medio de montaje Vector Shield. Transfiera el portaobjetos a un microscopio confocal de barrido láser y tome imágenes con la misma resolución, aumento y ajustes para cada condición experimental, de modo que se puedan realizar comparaciones sobre los efectos de diferentes condiciones experimentales en el grado de acoplamiento mediante trazador funcional de brecha, como se muestra.Aquí se muestra el grado de acoplamiento mediante trazadores en células fotorreceptoras durante el día en oscuridad constante en comparación con el día en oscuridad constante en presencia de un antagonista selectivo del receptor de dopamina D dos. Téngase en cuenta que el corte con bisturí en ambas imágenes está a la izquierda. Aunque una sola imagen puede contener todas las células marcadas, se recomienda obtener una serie Z del área de interés y proyectarla en una única imagen mostrada.Aquí se muestra el grado de acoplamiento mediante trazador en las células fotorreceptoras a medida que se avanza secuencialmente a través de un Zack. Tenga en cuenta que el corte con bisturí en esta imagen está en el lado derecho. Para cuantificar el grado de acoplamiento mediante trazador en el navegador de imágenes LSM, abra la imagen, luego haga clic en exportar y guarde la imagen como un archivo TIF de 16 bits sin comprimir; la barra de escala debe incluirse en esta imagen TIF utilizando el software NIH Image J.Mida la intensidad de fluorescencia del neurobiotina marcado con Alexa 488 a partir de imágenes de baja magnificación de retinas montadas en orificio. Abra el archivo TIFF utilizando el software ImageJ y luego trace una línea recta que corresponda a la barra de escala. A continuación, vaya a Analizar, Establecer escala e introduzca la distancia conocida y la unidad de longitud.Luego haga clic en aceptar. Ahora las mediciones de fluorescencia pueden presentarse en unidades calibradas, como milímetros. A continuación, seleccione el área de interés utilizando la herramienta de selección rectangular.El pico de fluorescencia debe estar posicionado en el borde izquierdo de su selección. Asegúrese de que no haya señal fluorescente cerca del borde derecho. Haga clic en analizar y trazar el perfil para los datos de control diurno obtenidos en oscuridad constante.Se muestra una curva con una disminución exponencial de izquierda a derecha. A continuación, haga clic en copiar en la ventana emergente y péguela en Excel. Ahora hay dos columnas, una que muestra la distancia desde el corte y la otra que muestra la intensidad de fluorescencia en función de la distancia desde el corte.Como comparación, se repiten los pasos anteriores con datos obtenidos en oscuridad constante durante el día. En presencia de spit bro, divida cada valor de fluorescencia bruta por el valor máximo de fluorescencia para obtener la intensidad de fluorescencia relativa. Copie dos columnas correspondientes a la distancia desde el corte y la intensidad de fluorescencia relativa, y luego péguelas en el software Origin.Estos pasos se muestran tanto para el control diurno como para la muestra diurna. Ajuste los datos en este punto a los resultados con una función de decaimiento exponencial número uno, y compare los valores de la constante espacial en diferentes condiciones experimentales utilizando una prueba T o ANOVA.Se muestran funciones exponenciales y análisis estadísticos de los datos de control diurno, piprona diurna y control nocturno para su comparación. Aquí se presentan ejemplos del grado de acoplamiento mediante trazadores en las células fotorreceptoras en la retina de pez dorado adaptada a la oscuridad durante el día A, la noche B y durante el día en presencia de un antagonista selectivo del receptor de dopamina D2, tal como se revela mediante la técnica de carga por corte. Todas las imágenes de microscopía confocal se obtuvieron utilizando los mismos parámetros para permitir la comparación.En este gráfico, la intensidad de fluorescencia para tres condiciones experimentales se representa en función de la distancia respecto al corte y se ajusta mediante una función exponencial. La técnica de carga por corte se utiliza para cuantificar el grado de acoplamiento por trazador a través de uniones en hendidura mediante el cálculo de los valores de la constante espacial, como se muestra aquí para tres condiciones experimentales. La técnica de carga por corte también puede emplearse para investigar las sinapsis eléctricas entre otros tipos de células en la retina y en otras especies.Por ejemplo, estas dos figuras ilustran que las células horizontales de tipo A y tipo B del conejo muestran acoplamiento homólogo mediante trazadores tras la carga por corte y difusión de neurobiotina en condiciones de oscuridad adaptada. Hemos utilizado la técnica de carga por corte para estudiar el grado de difusión del trazador a través de las uniones comunicantes entre bastones y conos durante el día y la noche. Además, esta técnica puede utilizarse para determinar si el acoplamiento mediante trazadores entre otras neuronas retinianas está regulado por el reloj retiniano y/o por condiciones específicas de luz y oscuridad.También puede utilizarse para estudiar el acoplamiento de trazadores entre neuronas en otras regiones cerebrales.

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Aprende el método de corte de carga para examinar el acoplamiento por uniones gap entre neuronas retinianas en condiciones de iluminación controladas. Esta técnica permite estudiar sinapsis eléctricas en tejido neural intacto.

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De corte de carga: una herramienta útil para examinar el grado de acoplamiento Marcador brecha unión entre las neuronas retinianas

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