Name: Utilización de nanoestructuras fotónicas de cristal plasmónicos y para la manipulación mejorada de Micro y nanopartículas (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2011-09-27T12:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Aprende a utilizar pinzas plasmónicas y nanoestructuras fotónicas para atrapar micro y nanopartículas biológicas con menor intensidad láser. Este método mejora la eficiencia del confinamiento óptico y reduce el daño fototérmico en células.

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También nos gustaría agradecer a Xiaoyu Miao y Ben Wilson para el desarrollo de la mayoría de los métodos descritos en su interior. Este trabajo fue financiado por la National Science Foundation (DBI 0454324) y el Instituto Nacional de Salud (R21 EB005183) y PHS NRSA T32 GM07270 de NIGMS de ECK.

1. Nanopartículas de Au matriz aleatoria Fabricación 8,10,12,14 <ol><li> La matriz de nanopartículas de Au se forma en primer lugar, la creación de una plantilla que se hace de una densa capa de azar adsorbido esferas de látex con diámetro medio de 454 nm. Esto se logra primera medalla de oro se evapora en un cubreobjetos de vidrio con un espesor de 20 nm con cromo en forma de la capa de adherencia. </li><li> La monocapa esfera de poliestireno es entonces auto-ensambladas mediante la exposición del sustrato recubierto de oro a una mezcla de 1-etil-3-(3-dimetilaminopropil) clorhidrato carbodiimida (EDC), la suspensión de látex esfera y el agua de-ionizada. </li><li> El proceso de adsorción se le permite una duración de aproximadamente una hora y las esferas no absorbido se lavan con agua abundante. </li><li> La monocapa se forma deja secar al aire. </li><li> Por último, otra de 20 nm de oro se evapora en la monocapa esfera de látex para formar la matriz de nanopartículas de oro al azar. </li><li> Si el SEM está disponible, la matriz AUNP se puede ver en la SEM para parecerse a la Figura 1 y un diagrama del proceso se muestra en la figura 8. </li></ol> 2. Preparación de la muestra biológica 9,11 <ol><li> Preparación de muestras para los núcleos celulares de ratón óptico de captura se muestra ahora. </li><li> Núcleos de células de ratón 3T3 etiquetados con tinte naranja de acridina se obtuvieron a partir del grupo Tewari en el Fred Hutchinson Cancer Research Center. </li><li> 10% de albúmina de suero bovino (BSA) en tampón fosfato salino (PBS) se añade a los núcleos de células de ratón en una concentración de aproximadamente 1: 10 (BSA: Los núcleos celulares de ratón). La BSA ayuda a evitar que los núcleos se adhieran al sustrato. </li><li> Mezclar la solución con ultrasonidos. </li><li> 5 uL de nuestra solución se deposita sobre el cubreobjetos de aluminio amplia rejilla. Es mejor realizar este paso con la rejilla de aluminio de la platina del microscopio de modo que usted no tiene que transportar la muestra después de que la solución se deposita. </li><li> Dos pilas de dos 1 "por 1" cubreobjetos son utilizados para apoyar un cubreobjetos quinto a través del cual se considera la muestra. </li><li> Coloque la muestra bajo el microscopio para verlas. </li></ol> 3. Método de captura <ol><li> Las pinzas ópticas son construidos mediante el envío de 35 mW láser de neón helio a través de un Imager.D1M Zeiss Axio equipado con un conjunto de buenas prácticas agrarias 17 de filtro que se ha modificado para permitir que la radiación láser 633 nm para llegar a la muestra. </li><li> A Zeiss LD CE Epiplan - Neofluar objetivo 50x se utiliza para la imagen del núcleo de las células que se encuentran a 5 micras de diámetro. </li><li> Después de la muestra se coloca en el objetivo, enfocar el microscopio en la matriz de las nanopartículas de oro o de rejilla de difracción. </li><li> Traducir microscopio vertical hasta que se logre el enfoque en los núcleos que el deseo de atrapar. </li><li> Láser de posición al contado trampa más de las partículas y las partículas del entonces debe mantener su posición en el punto del láser, aun cuando el escenario se traduce. </li></ol> 4. Los resultados representativos: El oro al azar procedimientos serie de nanopartículas debe depositar una monocapa de AUNP es que se pueden ver en un SEM para parecerse a la Figura 1. La fuerza de captura creados por estas pinzas plasmónica puede ser 10-20 veces la fuerza generada por la norma pinzas ópticas. Las intensidades mínimas requeridas por las pinzas plasmónica para lograr el confinamiento de partículas se muestran para partículas de diferentes tamaños en la Figura 4. 9,10 La red de difracción lograr la alineación y la captura de 20 veces mayor eficiencia de captura de la nanopuntos de oro y podían atrapar con tan poco de 17 uW / um 2 (Figura 7). 11 <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig1.jpg"> Figura 1 10 (a) Micrografía SEM de las nanopartículas de oro auto-ensambladas. El diámetro de las nanopartículas de oro individual es de unos 450 nm. (B) NSOM imagen del sustrato plasmónica donde la distribución de las nanopartículas es escasa, mostrando que la radiación de campo cercano. La longitud de onda del láser de excitación es de 633 nm. (C) punto de vista de gran aumento del área marcada con el cuadrado rojo en (b). (D) eficiencia del espectro de dispersión del sustrato plasmónica, que muestra el pico a 624 nm. (E) eficiencia del espectro de absorción del sustrato plasmónica, que muestra el pico a 668 nm. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig2.jpg"> Figura 2 13 (a) Au nanoesferas distribuidos al azar en un dominio 2D 1 x 1 m 2. Cada punto azul representa el centro de la nanoesfera (a = 60 nm). Dispersión de las distribuciones de campo en los aviones de observación, que son paralelas a la matriz nanoesfera al azar se muestran en (b) - (e). La matriz nanoesfera es uniformemente iluminada por una onda plana en la longitud de onda de 540 nm. El índice de refracción del medio circundante es de 1,33. La Polarización dirección de los puntos de la onda plana a lo largo del eje X (horizontal en (a)). La magnitud del campo eléctrico incidente se supone que es uno en el cálculo. La separación entre el plano de la observación y la matriz se define como nanoesfera h. b) h = a. c) h = 2a. d) h = λ. e) h = 2λ. <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig3.jpg"> Figura 3 9 Esquema de configuración personalizada microscopio de fluorescencia incluyendo un filtro de excitación por alto y una dicroica reemplazado viga-divisor. Esta es la configuración que se utilizan para la captura simultánea de imágenes de fluorescencia. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig4.jpg"> Figura 4 10 La intensidad del láser mínimo para mantener la trampa en función de la velocidad de flujo de fluido alrededor de la utilización de trampas plasmónica. Todas las intensidades ópticas se miden en el plano de la muestra bajo el objetivo del microscopio. (A) - (f) muestran los resultados de la medición de bolas de poliestireno con un diámetro de solo 7,3, 6,3 (no esférica), 5.0, 3.9, 2.5 y 1.1 micras, respectivamente. El recuadro muestra las imágenes correspondientes microscópica de las partículas. Las barras de escala en todas las imágenes representan el 5 micras de longitud. <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig5.jpg"> Figura 5 10 La pendiente de la línea de ajuste a través de origen en la figura. 4 frente al tamaño de las partículas para la captura de plasmónica. Las barras de error muestran la desviación estándar del ajuste lineal. La pendiente de la línea de ajuste (relación entre el umbral de intensidad y velocidad de flujo óptico) en la figura. 4 tiene una relación aproximadamente lineal con el tamaño de las partículas, como se muestra en esta figura, lo que indica la ventaja de atrapar plasmónica especialmente para las partículas más pequeñas. <img alt="Figura 6" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig6.jpg"> Figura 6 11 (a) Esquema de la captura de una mayor utilización de ópticas de nanoestructuras periódicas 1-D. El haz incidente es difractada por la nanoestructura periódicas en campo lejano. (B) La intensidad de la distribución de la luz con dos polarizaciones ortogonales nanoestructura en campo lejano. (B) La distribución de la intensidad de la luz con dos polarizaciones ortogonales a la superficie de una rejilla de aluminio con un período de 417 nm obtenidos mediante simulaciones FDTD. La distribución está normalizada a la intensidad en una superficie plana de aluminio. (C) y (d) el potencial de captura de partículas directamente sobre la superficie de la rejilla frente a la ubicación de la partícula de (c) a 350 nm de poliestireno de cuentas y (d) de poliestireno 1 micra de cuentas. Los círculos blancos muestran el tamaño de las partículas. El recuadro muestra el potencial de captura sobre una superficie plana de aluminio del tamaño de partícula igual que las comparaciones. Los valores están normalizados para cada tamaño de partícula. Para todas las figuras de simulación FDTD el campo de visión es de 10 x 8 m 2. <img alt="Figura 7" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig7.jpg"> Figura 7 11 (a) la eficiencia de la trampa y la intensidad de captura mínima medida de poliestireno de varios tamaños con la polarización del haz perpendicular a las líneas de rejilla. El recuadro muestra la trampa de la asimetría en la eficiencia de captura para la traducción de una perpendicular 3,87 um bolas de poliestireno y en paralelo a las reglas de la rejilla. La línea continua (gran asimetría) se obtiene con la luz polarizada incidente perpendicular a la reja, y la línea de guión (pequeña asimetría) se obtiene con la luz polarizada incidente paralelo a la reja. La unidad está en (pN [mW / m 2] -1). (B) - (d) la demostración de captura de un fluorescente de 590 nm de poliestireno de cuentas. El círculo rojo indica la posición del punto del láser como la luz del láser era demasiado débil para ser visto. Al principio, la partícula se encuentra atrapado en el lugar con mayor potencia, como el poder se reduce el movimiento browniano de las partículas supera la fuerza de trampas, lo que permite que la partícula escape. (E) - (g) la demostración de captura de un núcleo de la célula ovárica fluorescentes cáncer. La intensidad mínima necesaria para iniciar la captura de los 16 W / m 2 obtenido usando una lente de objetivo de 20x. <img alt="Figura 8" src="/files/ftp_upload/3390/3390fig8.jpg"> Figura 8 14 procedimiento de fabricación de las nanopartículas de oro en forma de límites máximos: a evaporación) de la capa de Cr y Au fina en el cubreobjetos. b) La exposición a la suspensión esfera de poliestireno y la adsorción de las esferas durante 1 hora. c) La eliminación de las esferas de poliestireno no adsorbida y el secado de la superficie. d) La evaporación de una capa de Au en la parte superior de las esferas de la plantilla. e) Esquema de la matriz de las nanopartículas en forma de tapa de Au, Au, donde sólo cubre la parte superior de las esferas de la plantilla.

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</ol>

No hay conflictos de interés declarado.

La importancia de estos métodos de trampeo es que disminuyen la intensidad óptica necesarias para la captura sostenida desde algún lugar en el orden de 10 3 W / m 2 y en algún lugar del orden de 10 W / m 2. 10,11 Las limitaciones de estas técnicas es que la matriz de nanopartículas de oro experimenta problemas de calefacción que se deben superar. Para superar este problema, una estructura de cristal fotónico 2D que se compone de un material dieléctrico se puede utilizar. Este tipo de est...

<table border="1"><tr><td> Nombre del Material </td><td> Tipo </td><td> Empresa </td><td> Número de catálogo </td><td> Comentario </td></tr><tr><td> Axio Imager microscopio </td><td> D1M </td><td> Zeiss </td><td> D1M </td><td> Zeiss Axio Imager.D1M </td></tr><tr><td> Objetivo microscopio </td><td> 50x/0.55 </td><td> Zeiss </td><td></td><td> LD CE Epiplan - Neofluar 50x/0.55 HD DIC </td></tr><tr><td> Zeiss cámara microscopio </td><td> AxioCam MRC </td><td> Zeiss </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Láser helio-neón </td><td> 35 mW </td><td> Investigación Electro-Óptica </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Atenuador variable </td><td> ND variable continua </td><td> Thorlabs </td><td> NDC-100C-4M </td><td> Para ajustar la intensidad de microscopio </td></tr><tr><td> Juego de filtros de Zeiss </td><td> Juego de filtros de # 17 </td><td> Zeiss </td><td> 488017-9901-000 </td><td> Juego de filtros de # 17 </td></tr><tr><td> Preparaciones para microscopio </td><td> 0,5 mm de espesor </td><td> VWR </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Ratón 3T3 núcleos de las células </td><td></td><td colspan="2"> Fred Hutchinson Cancer Research Center </td><td> Tienda de lo más frío posible </td></tr><tr><td> Naranja de acridina colorante </td><td></td><td colspan="2"> Fred Hutchinson Cancer Research Center </td><td></td></tr><tr><td> Albúmina de suero bovino </td><td> 1 a 10 raciones en PBS </td><td colspan="2"> Fred Hutchinson Cancer Research Center </td><td></td></tr><tr><td> 454 nm esferas de látex de poliestireno </td><td></td><td> Polysciences, Inc. </td><td></td><td></td></tr><tr><td> carbodiimida clorhidrato (EDC) </td><td> 1-etil-3-(3-dimetilaminopropil) </td><td> G-Biosciences </td><td> FC25-1 </td><td></td></tr><tr><td> de oro (para la deposición) </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Reflexivo de difracción gobernó rejilla </td><td></td><td> Edmund Óptica </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Tampón fosfato salino (PBS) </td><td> Tamponada con fosfato salino de Dulbecco (D-PBS) (1X) </td><td> Invitrogen </td><td> 14190-144 </td><td></td></tr></table>

utilización de nanoestructuras fotónicas de cristal plasmónicos y para la manipulación mejorada de micro y nanopartículas

Utilization of Plasmonic and Photonic Crystal Nanostructures for Enhanced Micro- and Nanoparticle Manipulation

Un método para manipular la posición y orientación de las partículas submicrónicas no destructiva sería una herramienta muy útil para la investigación biológica básica. Tal vez la fuerza más utilizado física para lograr la manipulación de pequeñas partículas no invasiva ha sido dielectroforesis (DEP). 1 Sin embargo, el DEP por sí solo carece de la versatilidad y precisión que se desee en la manipulación de las células, ya que se hace tradicionalmente con electrodos estacionarios. Las pinzas ópticas, que utilizan un gradiente de tres dimensiones del campo electromagnético que ejercen fuerzas sobre las partículas pequeñas, lograr esta versatilidad y precisión deseada. 2 Sin embargo, una desventaja importante de este enfoque es la intensidad de radiación de alta necesarias para lograr la fuerza necesaria para atrapar una partícula que puede dañar las muestras biológicas 3 Una solución que permite la captura y clasificación de menores intensidades ópticas son optoelectrónicos pinzas (OET), pero OET tienen limitaciones con la manipulación fina de partículas pequeñas;.. siendo DEP basado en la tecnología también pone restricciones en la propiedad de la solución 4 , 5 En este artículo se describen dos de vídeo métodos que disminuyen la intensidad de la radiación necesaria para la manipulación óptica de las células vivas, y también describe un método para controlar la orientación. El primer método es usar unas pinzas plasmónica que una nanopartícula de oro al azar (AUNP), matriz como un sustrato para la muestra, como se muestra en la Figura 1. La matriz AUNP convierte los fotones incidentes en plasmones de superficie localizados (LSP) que consisten en momentos de dipolo resonante que irradian y generan un campo de radiación con dibujos con un gradiente importante en la solución de células. El trabajo inicial de plasmones de superficie atrapando mejorada por Righini y otros, y nuestro modelo propio han demostrado los campos generados por el sustrato plasmónica reducir la intensidad inicial requerido por el aumento de la gradiente de campo, que atrapa las partículas. 6,7,8 El enfoque plasmónica permite fina orientación de control de partículas elipsoidales y las células con baja intensidad óptica debido a una conversión más eficiente de la energía óptica en energía mecánica y un campo de radiación del dipolo-dependiente. Estos campos se muestran en la figura 2 y la intensidad de captura baja se detallan en las figuras 4 y 5. Los principales problemas con las pinzas plasmónica es que la LSP es generar una considerable cantidad de calor y de la captura es de sólo dos dimensiones. Este calor genera corrientes de convección y thermophoresis que puede ser lo suficientemente potente como para expulsar partículas submicrónicas de la trampa de 9,10. El segundo método que vamos a describir es la utilización de nanoestructuras periódicas dieléctrico para dispersar la luz incidente de manera muy eficiente en los modos de difracción, como se muestra en la figura 6 11. Lo ideal sería que esta estructura de un material dieléctrico para evitar los problemas de calefacción misma experiencia con la plasmónica pinzas, pero en nuestro enfoque de aluminio recubierto de rejilla de difracción se utiliza como dieléctrico una nanoestructura unidimensional periódica. Aunque no es un semiconductor, no ha sufrido un calentamiento significativo y eficaz atrapadas pequeñas partículas con una intensidad baja captura, como se muestra en la figura 7. Alineación de las partículas con el sustrato conceptual rejilla valida la proposición de que un cristal fotónico en 2-D podría permitir la rotación precisa de partículas no esféricas micras de tamaño. 10 La eficiencia de estas trampas ópticas se incrementan debido a los campos de mayor producción de las nanoestructuras se describe en el este trabajo.

Pinzas y plasmónica nanoestructuras fotónicas de cristal se muestran para producir mejoras útiles en el control de la eficiencia y la orientación de la óptica de captura de micro-y nano partículas.

Utilización de nanoestructuras fotónicas de cristal plasmónicos y para la manipulación mejorada de Micro y nanopartículas

Un método para manipular la posición y orientación de partículas submicrónicas de forma no destructiva sería una herramienta increíblemente útil para la biología básica...

El objetivo general de este procedimiento es atrapar objetos biológicos de tamaño micrométrico mediante pinzas plasmónicas y de cristal fotónico. Esto se logra primero fabricando el sustrato plasmónico o el sustrato de cristal fotónico. A continuación, se prepara la muestra biológica añadiendo BSA a la solución celular y proporcionando un espaciado adecuado para la solución celular debajo del cubreobjetos superior.Luego, el láser se alinea con el microscopio, que ha sido equipado con el esquema de filtros adecuado. El microscopio ahora se enfoca en la muestra y se realiza el atrapamiento. Finalmente, partículas de tamaño micro o nano pueden atraparse con una intensidad incidente reducida mediante el uso de nanoestructuras plasmónicas o de cristal fotónico.La principal ventaja de esta técnica frente a métodos existentes como los pinzas ópticas convencionales es que la conversión de los campos ópticos mediante nanoestructuras de cristales fotónicos y plasmónicos reduce la intensidad necesaria para atrapar partículas pequeñas como células, y además no requiere un haz estrechamente enfocado, lo que disminuye el riesgo de daño fotoinducido en las células debido a la exposición a la radiación. Este método puede ayudar a responder preguntas clave en muchos campos biológicos, como la interacción entre células y el estudio de diversas fuerzas en biología. Asimismo, puede ser una herramienta útil para la fabricación en micro y nanotecnología al permitir la manipulación precisa de micro y nanopartículas. Para formar un arreglo de nanopartículas de oro utilizando un evaporador de haz de electrones y cromo como capa de adhesión, evapore oro sobre un cubreobjetos de vidrio hasta un espesor de 20 nanómetros.Limpie la muestra utilizando plasma de oxígeno durante aproximadamente un minuto para eliminar las impurezas orgánicas de la superficie. Después de inducir la autoensamblaje de la monocapa de poliestireno, deposite o vierta el líquido sobre la muestra, incúbele durante aproximadamente una hora y luego use un gran volumen de agua para lavar las esferas no adsorbidas y deje secar al aire. Finalmente, evapore una segunda capa de oro de 20 nanómetros sobre la monocapa de esferas de látex para formar una matriz aleatoria de nanopartículas de oro.La matriz de nanopartículas ya está lista para la muestra biológica. Coloque el portaobjetos de nanopartículas preparado en la platina de un microscopio fluorescente. El siguiente paso consiste en preparar núcleos de células de ratón para el atrapamiento óptico.Comience con núcleos celulares de ratón marcados con naranja aine para evitar que los núcleos se adhieran al sustrato. Coloque los núcleos celulares en un vial pequeño y añada BSA al 10 % en PBS a una concentración de uno a diez de BSA mezclando mediante vortex. Luego, pipetee cinco microlitros de la solución de núcleos con BSA sobre el portaobjetos preparado.Para proporcionar espacio entre los núcleos y una cubreobjetos, coloque una pila de dos cubreobjetos separadores alrededor de la gota y luego coloque otra cubreobjetos encima. Para el atrapamiento y la imagen simultánea, utilice una configuración personalizada de microscopio de fluorescencia, que incluya un filtro de excitación omitido y dos divisores de haz dicróicos personalizados. Las pinzas ópticas se construyen enviando un láser de helio-neón de 35 milivatios a través de un microscopio zes axio imager D one M, equipado con un conjunto de filtros GFP 17, que se modifica para permitir que la radiación láser de 633 nanómetros alcance la muestra.El microscopio enfocará el haz láser sobre la muestra, y luego el haz será difractado por el sustrato de nanopartículas plasmónicas o por la rejilla de difracción. Para obtener imágenes de los núcleos celulares, que tienen aproximadamente cinco micrómetros de diámetro, utilice un microscopio Zeiss LDEC epi plan con un objetivo Neola de 50x. Comience colocando la muestra sobre el objetivo y enfoque el plano con mayor cantidad de núcleos, ya que estos se encuentran sobre la superficie del sustrato.A continuación, enfoque el microscopio en un núcleo para atraparlo, localizando núcleos celulares libres flotando sobre las capas de células en la superficie. Luego, coloque el punto de la trampa láser sobre la partícula. En este momento, debería quedar atrapada y mantener su posición dentro del punto láser incluso cuando se mueva la platina.Los núcleos de ratón que se encuentran en el plano focal del microscopio probablemente se desplazarán debido a una ligera corriente microfluídica provocada por el calentamiento y la evaporación de la muestra, pero los núcleos atrapados permanecerán en una posición fija. Esta figura muestra una micrografía electrónica de barrido de nanopartículas de oro autoensambladas, cada una con un diámetro aproximado de 450 nanómetros. Aquí se presenta una imagen de microscopía óptica de barrido en campo cercano del sustrato plasmónico, donde la distribución de las nanopartículas es escasa, mostrando la radiación en campo cercano.La longitud de onda del láser de excitación es de 633 nanómetros, aquí se muestra un espectro de eficiencia de dispersión del sustrato plasmónico con un pico a 624 nanómetros. Un espectro de eficiencia de absorción del sustrato plasmónico muestra el pico a 668 nanómetros. Esferas nanométricas de oro distribuidas aleatoriamente en un dominio 2D de un por un cuadrado.Se muestran micrómetros aquí. Cada círculo azul representa el centro de la nanoesfera. En estos paneles se muestran distribuciones del campo disperso en planos de observación, que son paralelos al arreglo aleatorio de nanoesferas.Estos gráficos muestran las intensidades mínimas del láser necesarias para mantener el trampa en función del caudal del fluido circundante. Mediante el uso de trampa plasmónica, todas las intensidades ópticas se miden en el plano de la muestra bajo el objetivo del microscopio. Cada panel muestra los resultados de las mediciones para microesferas de poliestireno individuales con diferentes diámetros.Los recuadros muestran las imágenes microscópicas correspondientes de las partículas. Las barras de escala en todas las imágenes representan cinco micrómetros de longitud. Aquí se representa gráficamente la pendiente de la línea ajustada que pasa por el origen en las gráficas anteriores frente al tamaño de las partículas.Para el atrapamiento plasmónico. Las barras de error muestran las desviaciones estándar de los ajustes lineales. Los resultados indican que partículas más grandes requieren mayor intensidad láser para mantener una estabilidad adecuada del atrapamiento.Este esquema muestra el atrapamiento óptico mejorado que utiliza nanoestructuras periódicas unidimensionales. El haz incidente es difractado por la nanoestructura periódica en campo lejano. Aquí se muestra la distribución de intensidad de la luz con dos polarizaciones ortogonales en la superficie de una rejilla de aluminio.Con un período de 417 nanómetros obtenido mediante simulaciones de dominio temporal de diferencia finita, la distribución se normaliza a la intensidad sobre una superficie plana de aluminio. Estas figuras muestran el potencial de atrapamiento para partículas directamente por encima de la superficie gradada en función de la ubicación de la partícula. Para la perla de poliestireno CA de 350 nanómetros y la perla de poliestireno DA de un micrómetro, los círculos blancos ilustran los tamaños de las partículas.Los insertos muestran el potencial de atrapamiento sobre una superficie plana de aluminio. Para el mismo tamaño de partícula, se realizan comparaciones. Los valores se normalizan para cada tamaño de partícula.Para todas las figuras de simulación FDTD, el campo de visión es de 10 por ocho micrómetros cuadrados. Aquí se muestra la eficiencia de la trampa y la intensidad mínima de atrapamiento medida para microesferas de poliestireno de diversos tamaños, con la polarización del haz perpendicular a las líneas de la rejilla. El recuadro muestra la asimetría de la trampa en la eficiencia de atrapamiento al trasladar una microesfera de poliestireno de 3,87 micrómetros, perpendicular y paralelamente a las líneas de la rejilla.Aquí se muestra una representación esquemática del ángulo de traslación de la partícula. Este recuadro muestra la mejora frente a la dirección de traslación para diferentes polarizaciones y tamaños de partículas. La línea continua de gran asimetría se obtiene con luz incidente polarizada perpendicularmente al gradiente y la línea discontinua.Se obtiene una pequeña asimetría con luz incidente polarizada paralelamente al gradiente. Estos paneles representan una demostración de atrapamiento de una microesfera fluorescente de poliestireno de 590 nanómetros. El círculo rojo indica la posición del punto láser, ya que al principio la luz láser era demasiado tenue para ser visible.La partícula queda atrapada dentro del punto a mayor potencia. Al reducir la potencia, el movimiento browniano de la partícula supera la fuerza de atrapamiento, lo que permite que la partícula escape. Aquí, un núcleo de célula cancerosa ovárica fluorescente quedó atrapado; la intensidad mínima requerida para iniciar el atrapamiento fue de 16 microvatios por micrómetro cuadrado, obtenida utilizando un objetivo de 20 x.Después de ver este video, debería tener una buena comprensión de cómo crear una trampa óptica de baja intensidad para la manipulación no invasiva de especímenes biológicos de tamaño micro y nanométrico utilizando sustratos nanoestructurados de cristales fotónicos y plasmónicos.

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Investigación

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