Name: Combinación de radioterapia en un modelo ortotópico de tumor cerebral del ratón (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-03-06T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 2 s
Description: Aprende a implantar células de glioblastoma en cerebro de ratón para estudios de quimiorradioterapia. Este modelo ortotópico permite evaluar nuevas terapias contra tumores cerebrales agresivos mediante curvas de supervivencia.

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Esta investigación está financiada por el programa Intramural del NIH.

I. Preparación de la célula <ol><li> Las células se crecieron hasta confluencia en DMEM con FBS al 10% sobre un 80% confluente 225 cm 3 matraz por cada 5 ratones para ser implantados. </li><li> Aspirar medios fuera de las células; lavar con 10 ml de PBS sin calcio o magnesio. Aspirar PBS fuera de las células. </li><li> Trypsinize células con 3 ml de tripsina, esperar 10-15 min, y neutralizar la tripsina con 15 ml de medio. </li><li> Pipetee todas las células y los medios en un cónico de 50 ml. Dos matraces grandes encajar en un cónico de 50 ml. </li><li> Girar las células a 1600 rpm durante 7 min a 4 ° C. Totalmente aspirar sobrenadante. Resuspender las células en 10 ml de PBS frío, y enjuague células pipeteando suavemente hacia arriba y hacia abajo. Hacer que el sedimento celular se mezcla uniformemente con el PBS. La suspensión debe ser turbia. </li><li> En este momento un recuento de células se realiza mediante un contador Coulter. Las células se centrifugan de nuevo a 1600 rpm durante 7 min a 4 ° C. </li><li> Después de la centrifugación 2 ª de las células, comopirata todo PBS y resuspender en 1 ml de PBS. </li><li> Las células se hacen girar en la 1 ml de PBS a 3000 rpm durante 10 min a 4 ° C. El PBS es aspirado, y PBS se añade para ajustar la concentración final de 1x10 6 por 5 l para U87 células, otras líneas de células pueden requerir un número diferente y la concentración de células para el crecimiento del tumor óptima. </li><li> Después de que el volumen final y la concentración se obtiene las células se mantuvieron en hielo en un tubo eppendorf. </li></ol> II. Xenoinjerto <ol class="ualpha"><li> Preparación del ratón <ol><li> Los ratones son anestesiados utilizando una mezcla de la inyección de ketamina / xilazina / solución salina. La mezcla es de 120 mg / kg de ketamina, 16 mg / kg de Rompun y solución salina. Los ratones se pesaron individualmente y dado 0,1 ml por 10 g en base a su peso. El anestésico se administra con una aguja 26G unida a una jeringuilla de IP. Tomará aproximadamente 15 minutos para los ratones para llegar a una fase de sueño sin respuesta al dolor. Usted puede comprobar la respuesta al dolor de laratones por pellizcar a su pata. </li><li> Después de que el ratón está totalmente anestesiado, pomada para los ojos se administra a los ojos, para evitar que se sequen. </li><li> El ratón se coloca sobre la cama de la estereotáxica con los dientes delanteros superiores en la muesca de la barra de la boca. El lecho se coloca entonces en el estereotáxico. </li><li> El protector de la nariz se coloca sobre la nariz del ratón para evitar el movimiento de la cabeza, y las barras del oído se coloque suavemente en los canales auditivos de los ratones. Tenga cuidado de no hacer bien la colocación de la barra de la nariz o los oídos barras demasiado apretados, ya que el cráneo se puede fracturar y / o evitar que el ratón de la respiración. </li><li> Asegúrese de que la cabeza del ratón es el nivel de uso de las marcas de graduación en el estereotáxica es de gran ayuda durante este proceso. </li><li> Para preparar el yodo ratón, el alcohol y providine se aplica abundantemente en la cabeza del ratón alterna para un total de 3 aplicación de aplicaciones de alcohol y 3 de yodo. Una aplicación final de una almohadilla de alcohol con 70% se aplica ala cabeza. </li></ol></li><li> El procedimiento quirúrgico <ol><li> Todos los instrumentos en el procedimiento debe ser esterilizado en autoclave o bien remojo instrumentos en etanol al 70% antes de comenzar el procedimiento. </li><li> Se hace una incisión en la parte superior del cráneo, detrás del ojo derecho en diagonal atrás a la parte posterior izquierda del cráneo. La incisión debe ser de aproximadamente 10 mm a 15 mm de largo. </li><li> El uso de un Q-tip, lentamente separar la incisión para exponer el cráneo y limpie la membrana que hay entre el cráneo y la piel. Use un Q-tip para borrar toda la sangre y ver a un sangrado excesivo. </li><li> Exponer la parte superior del cráneo para visualizar el bregma. Utilizando el punto de jeringa Hamilton, colóquelo sobre el bregma. La posición correcta del agujero a perforar en el cráneo es 2 a la derecha mm y 1 mm anterior del bregma (figura 2). Un cirujano rotulador, que se compra estéril, se utiliza para marcar la ubicación del orificio a taladrar. Por favor, tenga en cuenta que el agujero se encuentra cerca de la unalínea de sutura terior. </li><li> A continuación, perfore un pequeño agujero en el cráneo en la posición marcada con la punta de una aguja 22G en un florero de alfiler o alimentado a través de una aguja 18G. </li><li> Cargue el 10 l de vidrio Hamilton jeringa con 5 ml de las células. La jeringa de Hamilton es de 10 ml con una aguja 30G 33G contundente de fijo se le atribuye. Asegúrese de mezclar las células antes de cargarlos, ya sea con la pipeta o usando una jeringa de 1 ml con una aguja 25G adjunto. Después de la jeringa Hamilton se carga, volver a meterla en el brazo para alinearse con el agujero en el cráneo. </li><li> Baje el extremo de la aguja toque a la superficie del cráneo, una vez que la aguja esté a nivel con el cráneo; bajar la aguja hasta que esté en la profundidad de 3 mm por debajo de la superficie del cráneo. </li><li> Después de la aguja es bajada, deberá permanecer allí durante 2 minutos para evitar cualquier trauma importante de la aguja que afecta al cerebro. Implantación de las células es a una velocidad de 1 l por minuto para un total de 6-8 minutos, tener cuidado de cualquier backflow. Después de la última de las células se han implantado, deje la aguja en su lugar durante otros 2 minutos, para permitir que todas las células para resolver pulg </li><li> Retire la aguja en el cerebro, y limpiar el orificio con un Q-tip. Proceder a limpiar la aguja y una jeringa con acetona al 50%, 100% de EtOH, y PBS, 3x en cada solución y en ese orden. </li><li> La piel sobre el cráneo está listo para ser suturado en este punto. Uso de 5-0 PBS cerrará la incisión con cerca de 3 puntos. </li><li> Deje que el ratón para despertar en una almohadilla de calor, y volver a aplicar pomada para los ojos si es necesario. El ratón puede ser devuelto a la jaula después de que muestra el movimiento por sí mismo (es decir, de elevación hasta la cabeza o mover los hombros). </li></ol></li></ol> III. El tratamiento del implante IC por la radiación y Drogas <ol class="ualpha"><li> Tratamiento de radiación <ol><li> Dependiendo de la línea celular, el tratamiento de los ratones puede tener lugar de 5 a 7 días después del implante. Nuestro departamento utiliza una unidad de radioterapia para el tratamiento de radiación ortovoltajeambiente. </li><li> Imágenes como BLI (imágenes de bioluminiscencia), resonancia magnética o tomografía computarizada se puede utilizar para visualizar el tumor antes de la aleatorización (figura 3A). </li><li> Los ratones se anestesiaron con el cóctel de ketamina / xilazina / solución salina como antes, y ungüento para los ojos se aplica a sus ojos. </li><li> Los ratones se colocan en una plantilla de radiación por encargo que se configura como una rueda circular, en el que las cabezas de los ratones apuntan hacia el centro. Los cuerpos de los ratones están protegidos de la radiación con el plomo. </li><li> El tratamiento farmacológico se puede dar antes o radiación a través de las rutas de distribución diferentes, es decir, SQ, IP y IV. </li></ol></li></ol> IV. Resultados El ratón debe despertar del procedimiento dentro de 45-60 minutos después de la inyección de anestesia. Si el ratón ha difícilmente despertarse después del procedimiento y el tiempo ha superado una media hora después del procedimiento, el ratón no se recupere y la eutanasia puede ser una alternativa eficaz. Si ªantes que es el sangrado excesivo o se convierte en el cráneo roto en cualquier momento durante el procedimiento de la eutanasia se aconseja. Si todo va bien y en función de la línea celular, un tumor debe empezar a formar dentro de 2-4 semanas después del procedimiento tiene lugar. Cuando se utilizan modelos de xenoinjerto intracraneales, la eficacia terapéutica se mide generalmente como la supervivencia después de la implantación 5. Sin embargo, ya que este es un modelo de signos y síntomas de IC se producirá antes de la muerte. Algunos de los signos físicos del ratón se pueden presentar una postura encorvada, pérdida de peso corporal y la inactividad. Algunos de los signos neurológicos pueden ser convulsiones, inclinación de la cabeza y pérdida del equilibrio. La Figura 3B muestra una coloración de HE de un tumor en la mortalidad. Un gráfico de Kaplan-Meier se utilizó para evaluar los datos (Figura 4). El número de días de supervivencia del 50% se calculan y se compararon con el control. Si el grupo de combinación vivieron más que la adición de la radiación individual y brazos de drogas la combinación se tuvo éxito. <img alt='"Figura' src="/files/ftp_upload/3397/3397fig1.jpg" files> Figura 1. El equipo Stoelting estereotáxica. <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig2.jpg"> Figura 2. Un diagrama de la ubicación del orificio en el cráneo del ratón. <img alt="Figura 3A" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig3A.jpg"> Figura 3. BLI imagen después de la implantación de GBM. <img alt="Figura 3B" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig3B.jpg"> Figura 3B. H y E de tumor GBM en la mortalidad. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/3397/3397fig4.jpg"> Figura 4. Resultados de los implantes U87 IC inyectados con inhibidor de la PARP 7 días después de la cirugía.

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<li>Purow, B., Schiff, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+the+genetics+of+glioblastoma%3A+are+we+reaching+critical+mass%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Rev.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Advances in the genetics of glioblastoma: are we reaching critical mass.</a> Nat. Rev. Neurol. 5, 419-426 (2009).</li>
</ol>

No tenemos nada que revelar.

Los gliomas malignos, tales como el glioblastoma multiforme, representan los tumores cerebrales primarios más comunes y tienen un pronóstico sombrío 4. La supervivencia de los pacientes afectados por el GBM se ha mantenido prácticamente sin cambios durante la última década (es decir, 9-12 meses después del diagnóstico) a pesar de los avances en la cirugía, la radioterapia y la quimioterapia 5. Las características de un modelo apropiado para el estudio del tratamiento del glioma debe incluir una loc...

<table border="1"><tbody><tr><td> Estándar de laboratorio estereotáxica Instrutment </td><td> Stoelting mouse y el adaptador de rata </td></tr><tr><td> Betadine </td><td> 100% de EtOH </td></tr><tr><td> 70% de EtOH </td><td> 50% de acetona </td></tr><tr><td> 6 &quot;Q-tips </td><td> Torundas con alcohol </td></tr><tr><td> Hamilton jeringa de 80008 </td><td> Ethicon 5-0 PD </td></tr><tr><td> 1701 SN 31-33G / 1 &quot;/ aguja PT3 </td><td> 1 ml jeringas </td></tr><tr><td> Agujas 25G </td><td> Almohadilla eléctrica </td></tr><tr><td> Las lágrimas artificiales Ungüento </td><td> Muy buen marcador permanente de punta </td></tr></tbody></table>

combinación de radioterapia en un modelo ortotópico de tumor cerebral del ratón

Combination Radiotherapy in an Orthotopic Mouse Brain Tumor Model

El glioblastoma multiforme (GBM) son los más comunes y agresivos tumores cerebrales en adultos de primaria 1. En los últimos años ha habido un progreso sustancial en la comprensión de los mecanismos de invasión tumoral y la inoculación directa de un tumor intracerebral ofrece la oportunidad de observar el proceso invasivo en un entorno fisiológico de 2. En cuanto a los tumores del cerebro humano se refiere, los modelos disponibles en la actualidad ortotópico se establecen, ya sea por inyección estereotáxica de suspensiones celulares o el implante de una pieza sólida de tumor a través de un procedimiento de craneotomía complicada 3. En nuestra técnica se cosechan las células de cultivo de tejidos para crear una suspensión celular utilizada para implantar directamente en el cerebro. La duración de la cirugía es de aproximadamente 30 minutos, y como el ratón tiene que estar en un plano quirúrgico constante, un anestésico inyectable que se usa. El ratón se coloca en una plantilla estereotáxica hecha por Stoetling (figura 1). En popaer el área quirúrgica se limpia y se prepara, se hace una incisión; y el bregma está localizado para determinar la ubicación de la craneotomía. La localización de la craneotomía es de 2 mm a la derecha y 1 mm rostral al bregma. La profundidad es de 3 mm de la superficie del cráneo, y las células se inyectan a un ritmo de 2 l cada 2 minutos. La piel se sutura con 5-0 PDS, y el ratón se le permite despertar en una almohadilla térmica. Desde nuestra experiencia, en función de la línea celular, el tratamiento puede llevarse a cabo de 7-10 días después de la cirugía. Entrega fármaco depende de la composición del fármaco. Para el tratamiento de radiación que los ratones se anestesiaron, y poner en una plantilla de encargo. El plomo cubre el cuerpo del ratón y expone sólo el cerebro del ratón. El estudio de la tumorigénesis y la evaluación de nuevas terapias para MBG requieren exactos y reproducibles cerebrales modelos animales de tumores. Así que utilizamos este modelo ortotópico del cerebro para estudiar la interacción del microambiente del cerebro y el tumor, para comprobar la EFICACIAceso de diferentes agentes terapéuticos con o sin radiación.

El propósito de este artículo es describir el uso de un modelo ortotópico de glioblastoma para los estudios de quimiorradioterapia. En este artículo se irá si el procesamiento de células, la implantación, y la radioterapia del ratón usando un modelo intracraneal.

Combinación de radioterapia en un modelo ortotópico de tumor cerebral del ratón

El glioblastoma multiforme (GBM) constituye el tumor cerebral primario más común y agresivo en adultos1. En los últimos años, se han producido avances sustanciales en el...

El objetivo general de este procedimiento es describir, mostrar y tratar células de glioblastoma implantadas intracranealmente en el cerebro de un ratón. Esto se logra primero preparando las células y luego implantándolas en el cerebro de un ratón. Después del procedimiento quirúrgico, se desarrolla un tumor en el cerebro que puede ser sometido a experimentación mediante diversos tratamientos. En última instancia, una curva de supervivencia puede mostrar si el tratamiento fue o no efectivo. Las implicaciones de esta técnica se extienden hacia la terapia del glioblastoma, ya que podría ser una forma más eficaz de probar nuevos tratamientos, como fármacos y radiación, en comparación con el cultivo tisular. Comience cultivando las células de interés, como las células U 87, hasta alcanzar una confluencia del 80 %. En DMEM con 10 % de FBS, un frasco de 225 centímetros cúbicos proporcionará suficientes células para implantar cinco ratones; aspire el medio de las células y lave brevemente las células con 10 mililitros de PBS sin calcio ni magnesio mediante agitación manual.Después de aspirar la solución de lavado, incubar las células con tripsina durante 10 a 15 minutos y neutralizar la t

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Pacientes con tumor cerebral habitualmente sometidos a radioterapia craneal, y al mismo tiempo beneficiosos, este tratamiento a menudo resulta en disfunción cognitiva debilitante. Este problema sin resolver graves tiene en la actualidad, ningún recurso clínica, y ha impulsado los esfuerzos para diseñar terapias con células madre basado en la recuperación de los inducidos por la radiación disminuye cognitiva.

Trasplante de células madre de Estrategias para la restauración de la disfunción cognitiva causada por la radioterapia craneal

El video muestra la técnica de inoculación ortotópica del cáncer de mama en un modelo de ratón. Esta técnica produce una alta tasa de tumorigénesis con menos variabilidad en el tamaño y la forma del tumor en comparación con la inyección subcutánea o no quirúrgica.

Inyección ortotópica: implantación de células cancerosas específicas de tejido en un ratón adulto

Este video muestra la implantación de células tumorales en el cerebro del ratón mediante la realización de una inyección intracraneal.

Modelo ortotópico intracraneal: un procedimiento para implantar células cancerosas en el cerebro de un ratón

Las células madre son portadores terapéuticos prometedores para tratar tumores cerebrales debido a su tropismo tumoral intrínseco. La administración intranasal no intrusiva de células madre evita la barrera hematoencefálica y demuestra un fuerte potencial para la traducción clínica. Este artículo resume los principios básicos de la entrega de células madre intranasales en un modelo de ratón de glioma.

Entrega intranasal de células madre terapéuticas a glioblastoma en un modelo de ratón

En el pasado, irradiación de animales pequeños fue realizada generalmente sin la posibilidad de dirigir un volumen de tumor bien delineado. El objetivo era simular el tratamiento de glioblastoma humano en ratas. Utilizando una plataforma de irradiación de animales pequeños, se realiza irradiación conformal 3D MRI-dirigido con PET-volúmenes basado en el impulso en un entorno de preclínico.

PET y resonancia magnética guiada por irradiación de un modelo de rata de Glioblastoma usando un Micro-irradiador

Aquí, presentamos un protocolo para la preparación y la administración estereotáxicas de linfocitos humanos alogénicos en ratones inmunodeficientes con los tumores cerebrales primarios humanos ortotópico. Este estudio proporciona una prueba de concepto para la viabilidad y la eficacia antitumoral de inmunoterapias celulares entregados intrabrain.

Estereotáctica transferencia adoptiva de células inmunes citotóxicas en modelos murinos de xenoinjertos de Glioblastoma Multiforme de Orthotopic humanos

Investigación sobre las estrategias de tratamiento de los teratomas derivados de células madre pluripotentes es importante para la traducción clínica de la terapia de células madre. Aquí, describimos un protocolo para, en primer lugar, generar derivados de células madre de los teratomas en ratones y, luego, selectivamente objetivo y tratar estos tumores in vivo utilizando un irradiador de pequeños animales.

Tratamiento específicos y selectivo de los Teratomas derivados de células madre pluripotentes utilizando radiación de haz externo en un modelo animal de pequeño

El modelado intracraneal de metástasis cerebral se complica por la incapacidad para controlar el tamaño del tumor y la respuesta al tratamiento con métodos precisos y oportunos. La metodología presentada combina la inyección de tumores intracraneales con el análisis de imágenes por resonancia magnética, que cuando se combina, cultiva inyecciones precisas y consistentes, monitorización animal mejorada y mediciones precisas del volumen tumoral.

Modelado de metástasis cerebrales a través de inyección intracraneal e imágenes de resonancia magnética

Aquí presentamos un protocolo para realizar radioterapia preclínica basada en tomografía por emisión de positrones en un modelo de glioblastoma de rata utilizando algoritmos desarrollados internamente para optimizar la precisión y la eficiencia.

Radioterapia de pintura de dosis basada en tomografía por emisión de positrones en un modelo de rata con glioblastoma utilizando la Plataforma de Investigación de Radiación en Animales Pequeños

Aquí, describimos un modelo de ratón ortotópico preclínico para GBM, establecido por inyección intracraneal de células derivadas de tumores modelo de ratón genéticamente modificados. Este modelo muestra las características de la enfermedad del GBM humano. Para estudios traslacionales, el tumor cerebral de ratón se rastrea mediante resonancia magnética in vivo e histopatología.

Modelos ortotópicos traslacionales del glioblastoma multiforme

El desarrollo de modelos ortotópicos de tumores cerebrales pediátricos requiere una precisión meticulosa, utilizando un dispositivo estereotáxico para implantar células cancerosas con precisión. La metodología presentada aquí describe los pasos involucrados en la preparación de las células tumorales cerebrales, la realización de inyecciones intracraneales y la implementación de un sistema de monitoreo postoperatorio para evaluar el injerto de tumor cerebral.

Establecimiento de modelos ortotópicos de xenoinjertos derivados de pacientes para tumores cerebrales utilizando un dispositivo estereotáxico

Aprende a implantar células de glioblastoma en cerebro de ratón para estudios de quimiorradioterapia. Este modelo ortotópico permite evaluar nuevas terapias contra tumores cerebrales agresivos mediante curvas de supervivencia.

Combinación de radioterapia en un modelo ortotópico de tumor cerebral del ratón

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